我们描述了一种通过肺动脉干缩窄诱导右心室压力超负荷的小鼠模型。本文包含了气管插管、手术操作以及通过超声心动图进行表型分析的详细实验方案。气管插管和手术过程中使用了自制的器械，可实现模型的快速建立且成本低廉。
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方法文章
通过肺动脉干缩窄建立压力超负荷诱导的小鼠右心室肥厚与衰竭模型
* These authors contributed equally
本文内容
摘要
摘要
由压力超负荷引起右心室（RV）衰竭与多种心血管和肺部疾病的发病率及死亡率密切相关。右心室衰竭的发病机制复杂，目前仍未被充分理解。为了寻找治疗右心室衰竭的新策略，必须依赖可靠且可重复的动物模型。肺动脉干缩窄（PTB）模型因其能够在不受肺血管床变化干扰的情况下独立评估右心室功能，而日益受到关注。
本文介绍了一种通过肺动脉缩窄术（PTB）在5周龄小鼠中建立的右心室压力超负荷的小鼠模型。该模型可用于诱导不同程度的右心室病理改变，范围从轻度右心室肥厚到失代偿性右心室衰竭。文中包含了气管插管、PTB手术以及通过超声心动图进行表型分析的详细实验方案。此外，还提供了气管插管和PTB手术所需器械的定制方法，有助于快速且低成本地复制PTB模型。
采用钛夹结扎环扎肺动脉干，确保肺动脉干缩窄程度具有高度可重复性且不受操作者影响。根据不同的结扎夹内径对肺动脉缩窄（PTB）的严重程度进行分级（轻度：450 µm；重度：250 µm）。由此产生的右心室（RV）病理变化范围从伴有右心室功能保留的肥厚，到表现为心输出量降低及心外表现的失代偿性右心室衰竭。术后1周和3周通过超声心动图评估右心室功能。本文展示了超声心动图图像及结果示例。此外，还展示了右心导管检查以及心脏组织的组织学分析结果。
引言
右心室（RV）衰竭是一种临床综合征，由右心室功能障碍引起，表现为心力衰竭症状和体循环淤血体征1。右心室功能障碍与多种心血管和肺部疾病的发病率及死亡率密切相关2。右心室功能障碍的病因复杂，其潜在的信号通路和调控机制尚未充分阐明。
现有疗法的观察结果表明，右心室功能的改善与后负荷降低密切相关，提示肺血管系统应作为主要治疗靶点3。这说明目前的治疗方法对右心室功能的直接影响有限，即使肺血管阻力改善后，右心室功能仍可能恶化3。因此，亟需进一步研究如何在不依赖后负荷降低的情况下改善右心室功能。
稳健且可重复的动物模型在寻找新型治疗药物的过程中至关重要。在大多数慢性右心室（RV）衰竭模型中，其根本原因是肺血管结构改变所引起的肺动脉高压4,5,6。已有充分表征的模型包括慢性低氧模型7,8、Sugen-低氧模型9,10,11以及野百合碱模型12,13。由于这些模型中的右心室衰竭继发于肺动脉高压，因此无法区分干预措施对肺血管系统的作用与对右心室的直接作用6。
为独立研究右心室功能而不受肺血管系统影响，肺动脉干缩窄（PTB）模型已得到广泛应用，并已在多种动物物种中建立，包括小鼠、大鼠、兔子、狗、绵羊和猪。6,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27在肺动脉高压（PTB）模型中，通过手术缩窄肺动脉干，导致右心室压力升高6应用PTB的方法有多种，包括使用结扎线或金属结扎夹对血管进行结扎缩窄18,28在使用结扎线的模型中，肺动脉干被结扎在一根针上，随后将针抽出，使结扎线保留在原位，从而造成狭窄。 取决于针的尺寸和结的张力的血管部分18,29在使用金属结扎夹的模型中，肺动脉干缩窄的程度可能更具可重复性。采用改良的结扎夹施加器将结扎夹闭合至预设且恒定的直径，从而使该方法不受操作者影响，并减少与肺动脉缩窄相关的疾病表型变异。15,27,28.
已有研究表明，小鼠PTB模型可诱导右心室肥厚和功能衰竭18,28。使用PTB模型时面临的一个主要挑战是选择合适的PTB直径，以达到预期的右心室病理程度。当试图建立失代偿性右心室衰竭模型时，这一挑战尤为突出。为此，缩窄程度需足够严重以诱导慢性右心室衰竭，但又不能过重而导致术后急性右心室衰竭和早期死亡6。解决这一难题的一种方法是使用断奶期或幼年动物6,15。已有研究成功利用Wistar大鼠断奶幼鼠建立PTB模型，用于研究右心室衰竭的不同阶段15,30。在该模型中，具有持续生长潜力的幼年大鼠接受PTB手术，并使用钛夹进行结扎。随着大鼠的生长，肺动脉狭窄逐渐加重，最终导致右心室肥厚或慢性右心室衰竭，具体表现取决于PTB的严重程度15,30。受此模型启发，我们假设在幼年小鼠中建立PTB模型也可产生不同阶段的右心室病理改变。研究从轻度至重度的广泛右心室病理谱，可能有助于阐明疾病进展过程以及从右心室肥厚向右心室衰竭转变的机制。
本文介绍了一种通过幼年小鼠肺动脉瓣狭窄（PTB）诱导右心室压力超负荷的小鼠模型。利用该模型可产生不同程度的右心室病理变化，范围从右心室肥厚至失代偿性右心室衰竭。本研究包含了气管插管、PTB手术以及通过超声心动图进行表型分析的详细实验方案。
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方案
本研究经丹麦动物实验监察局批准（授权编号：2021-15-0201-00928），并严格遵守丹麦国家实验动物相关法律法规进行。本研究使用了5周龄的雄性C57BL/6N小鼠。
1. 插管和手术器械的定制（图1）
注意：本节详细说明了如何使用廉价且易于获取的材料制备用于插管和经皮气管切开术（PTB）手术的定制器械的最重要步骤。
- 准备气管插管（图1A）。
常见的静脉（IV）导管可用于小鼠的插管和通气。- 根据小鼠体型选择合适尺寸的血管内导管。建议5周龄小鼠（17–20 g）使用22G导管，较大体型小鼠（>20 g）使用20G导管。
- 抽出针芯并解除锁定装置。将针芯重新插入导管，并从导管尖端起约2 mm处以45°角斜向剪断针尖。
- 使用砂纸将针尖磨钝，以避免损伤小鼠声带。
- 剪除导管一侧的翼片，以便插管时获得更好的视野。
- 准备胸腔牵开器（图1B）。
- 使用持针器将一段长约10 cm的柔性金属丝从中部弯成约30°角。
- 使用持针器在金属丝两端小心地制作出宽度为5 mm的无创钩状结构。
- 准备插管支架（图1C）。
注意：使用插管支架可在插管过程中通过鼻管持续输送麻醉气体，从而实现可视引导下的可控且安全的插管操作，降低声带和气管损伤以及导管误入食管的风险。任何金属或塑料框架均可作为插管支架的基座。本研究中使用了略微弯曲的厨房用卷纸架。- 截取一段长约3 cm、适合小鼠吻部的橡胶管，并将其连接至静脉导管阀门。可在插管前通过该阀门连接吸入性麻醉装置。
- 用一段约5 mm长的1-0编织缝线在管口附近打一个环。该环用于固定小鼠吻部于管内。
- 在柔性塑料板顶部附近打一个孔，并将管子插入孔中。该塑料板用于支撑小鼠在插管支架中的体位。
- 如图1C所示，使用胶带将各部件固定在一起。
- 准备引导套管（图1D、E）。
- 将6-0单股缝线穿过一个钝头27G套管，并在缝线上打结。该结将在PTB手术中用于抓取缝线。
- 使用持针器将套管尖端弯成80°角。
- 准备结扎夹施加器。
注意：使用带有角度钳口的结扎夹施加器，并加装可调节限位装置（图1F），当钳口达到预设精确间距时，限位装置可阻止结扎夹进一步压缩。经改装的结扎夹施加器用于在肺动脉干上施加钛合金结扎夹。- 用两颗螺丝将定制尺寸的黄铜部件固定在结扎夹施加器的手柄上。在中心位置安装一个可调节螺丝（图1F，白色箭头），用于精确控制施加器手柄压缩后的间距，从而对应钳口之间的精确距离。
图 1：插管和PTB手术所用器械。 （A）由静脉输液导管制成的气管内插管。（B）胸腔牵开器。（C）插管支架及置于插管支架中、通过鼻管接受麻醉的小鼠。（D）用于PTB手术的外科器械及改良的结扎夹施加器。（E）引导套管。（F）自制可调节限位装置。 请点击此处查看该图的放大版本。
2. 结扎夹施加器的调节
- 根据所需右心室（RV）衰竭的严重程度选择结扎夹的内径。对于5周龄雄性C57BL/6N小鼠（17–20 g），诱导重度右心室压力超负荷时使用内径为250 µm的夹子，诱导轻度压力超负荷时使用内径为450 µm的夹子。可选用中间内径的夹子以诱导中度压力超负荷。
- 使用金属丝或针调节结扎夹施加器。确保金属丝的直径与目标夹子的内径一致。
- 将结扎夹装入施加器，并将校准金属丝置于结扎夹中央。在压缩施加器的同时旋转螺丝，直至夹子的钳口紧密贴合金属丝。松开施加器后，应确保夹子仍稳固地固定在校准金属丝上。
- 完成施加器调节后，将另一个结扎夹置于校准金属丝上，以验证设定的内径是否准确。
3. 手术前准备
- 使用0.6 L/min的100%氧气混合7%七氟烷，在诱导室中诱导麻醉。插管前通过夹捏脚趾确认麻醉深度充足。
注意：也可使用异氟烷，但应注意使用不同的浓度。 - 使用22G静脉留置针为小鼠插管。在手术显微镜和插管支架的视觉引导下进行插管操作，以准确定位声带，并通过鼻管持续输送吸入性麻醉剂（图1C）。
- 以每分钟175次的频率对小鼠进行通气，每次潮气量为300 µL。
注意：也建议使用8–10 µL/g的潮气量，理想的潮气量取决于通气系统中可能存在的泄漏和死腔。 - 将已插管的小鼠置于覆盖有保温垫（37 °C）的平台上，并在小鼠眼睛上涂抹保湿眼膏。
- 维持麻醉（0.6 L/min的100%氧气中含3.5%七氟烷），并皮下注射0.1 mg/kg的丁丙诺啡和5 mg/kg的卡洛芬，以提供围手术期镇痛。使用脱毛膏去除胸部所有毛发。脱毛膏停留时间不得超过60秒，以避免皮肤刺激，随后使用消毒湿巾对皮肤进行消毒。
4. 跗骨间关节融合术（PTB 手术）
- 在胸骨角至左侧腋前线第二肋间隙上方的皮肤做一10 mm切口。通过钝性分离切开胸大肌和胸小肌。
- 切开第二肋间隙的肋间肌，并钝性分离胸腺以暴露心脏、肺动脉干和主动脉。将胸腔牵开器置于肋间间隙，以保持术野通畅。
注意：切开肋间肌时必须格外小心，因为左内乳动脉位于胸骨外侧仅1-2 mm处。损伤该动脉可能导致大量出血。 - 使用显微镊子钝性去除血管间结缔组织，将肺动脉干与升主动脉分离。通过将小鼠下半身旋转（左腿置于右腿之上）进一步改善肺动脉干的暴露。
- 将引导套管经肺动脉干后方穿过横窦。用镊子夹住引导套管尖端的结，并将缝线拉过引导套管。在缝线保持环绕肺动脉干的同时，小心移除引导套管。
- 装载结扎夹施加器，并利用缝线引导肺动脉干进入结扎夹的钳口中，然后压紧夹子。放置夹子后立即松开缝线，并观察肺动脉干的充盈情况。
注意：应用结扎夹后的最初几秒内可能出现心动过缓。 - 用6-0单丝可吸收缝线环绕第二和第三肋骨，关闭肋间间隙。在收紧缝线的同时轻压胸部，尽可能排出胸腔内的空气。
- 最后，用6-0单丝可吸收缝线缝合皮肤。
- 假手术组执行相同操作，但不放置结扎夹（步骤4.5）。
- 为确保充分的术后镇痛，将丁丙诺啡（7.5 mg/L）加入饮用水中，并在术后前三天每天皮下注射卡洛芬（5 mg/kg）。监测饮水量以确保摄入充足。
5. 超声心动图
- 将小鼠置于诱导室中进行麻醉诱导（1-2 分钟，6% 七氟烷，100% 氧气），随后通过鼻管维持麻醉（3.5% 七氟烷，100% 氧气）。使用脱毛膏去除胸部和腹部的毛发，并将小鼠置于加热垫上。在眼睛上涂抹保湿眼膏，并在胸部涂抹超声耦合剂。
注意：在所有超声心动图测量中，应调整二维增益、聚焦深度和图像深度以优化图像质量。 - 调整超声探头以获取胸骨旁长轴（PLAX）切面（图 2）。在 PLAX 切面中，测量肺动脉干的内径及速度时间积分（VTI）。
- 选择B 模式，并仔细在 x、y 和 z 轴方向移动加热垫，使肺动脉干位于图像中央。使用彩色多普勒识别肺动脉干的最大直径。使用动态存储功能采集一段图像序列，用于测量肺动脉干直径。
- 选择彩色多普勒和脉冲波（PW）多普勒，并将取样线光标置于肺动脉干中央。调整PW 角度，使虚线与血管内血流方向平行。
- 按下动态存储以测量 VTI。将光标靠近肺动脉干两侧管壁，再次按下动态存储以获取靠近管壁处的血流信号。
注意：右心室（RV）内径和右心室游离壁厚度也可在 PLAX 切面中进行评估。
- 获取胸骨旁短轴（PSAX）切面（图 3），测量左心室（LV）内径，可用于评估室间隔膨出（D 型改变）。
- 选择B 模式，将探头逆时针旋转 90°。将探头向外侧倾斜 20-30 度，以避免胸骨遮挡右心室，再向头侧倾斜 20-30 度，直至左心室尽可能呈圆形。随后沿头尾方向滑动探头，找到乳头肌水平且心室直径最大的位置，并按下动态存储。
注意：乳头肌水平的 PSAX 切面也可用于评估右心室面积变化分数。主动脉瓣水平的 PSAX 切面可用于测量右心室缩短分数或右心室游离壁厚度。
- 选择B 模式，将探头逆时针旋转 90°。将探头向外侧倾斜 20-30 度，以避免胸骨遮挡右心室，再向头侧倾斜 20-30 度，直至左心室尽可能呈圆形。随后沿头尾方向滑动探头，找到乳头肌水平且心室直径最大的位置，并按下动态存储。
- 使用心尖四腔（A4CH）切面（图 4）测量三尖瓣环收缩期位移（TAPSE），并评估三尖瓣反流情况。
- 将探头按图 4所示位置放置。确定心脏位置后，仅通过手腕和手指进行微调，以清晰显示心脏的四个腔室及三尖瓣。
- 识别并维持良好的 A4CH 切面较为困难。可将操作探头的手靠在加热垫上以保持稳定。轻微滑动、倾斜和旋转探头，直至获得理想图像。
- 每次仅在一个维度上移动探头：例如，先沿头尾方向滑动以定位心脏，再倾斜探头以显示四个腔室，最后旋转探头直至四个腔室和三尖瓣均位于视野内。必要时可重复上述三个步骤多次，以获得最佳图像。
- 确定三尖瓣位置后，选择M 模式，并将虚线置于游离壁侧的三尖瓣环处。按下动态存储以保存测量数据。
- 选择彩色多普勒评估三尖瓣是否存在反流。若存在反流，在收缩期可见从右心室向右心房（RA）的逆向血流束（图 5）。
注意：在 A4CH 切面中，也可测量右心室游离壁组织多普勒及右心室流入道血流速度。
- 将探头按图 4所示位置放置。确定心脏位置后，仅通过手腕和手指进行微调，以清晰显示心脏的四个腔室及三尖瓣。
图2胸骨旁长轴切面（PLAX）。 (A-D超声探头的定位。E, F) PLAX切面中的正常小鼠心脏。G, H) PTB术后右心室扩张与肥厚。缩写：LV：左心室，RV：右心室，PV：肺动脉瓣，PT：肺动脉干，Ao：主动脉。 请点击此处以查看此图的放大版本。
图 3：胸骨旁短轴切面（PSAX）。（A-D）超声探头的位置。（E, F）PSAX 下的正常小鼠心脏。（G, H）PTB 后的 PSAX。缩写：LV：左心室，RV：右心室，PM：乳头肌。请点击此处查看该图的放大版本。
图4心尖四腔心切面（A4CH）。 (A-D超声探头的定位。E, F) A4CH切面中的正常小鼠心脏。G, H) PTB术后RV和RA扩张。缩写：LV：左心室，RV：右心室，RA：右心房，LA：左心房。 请点击此处以查看此图的放大版本。
图 5：通过 A4CH 切面彩色多普勒显示的三尖瓣反流。 （A）在舒张期，可见从右心房（RA）流向右心室（RV）的血流（箭头所示）。 （B）在收缩期，可见一条细小的从右心室（RV）流向右心房（RA）的反流束（箭头所示）。 缩写：LV：左心室，RV：右心室，RA：右心房，LA：左心房。 请点击此处查看该图的放大版本。
6. 数据分析
- 在胸骨旁长轴切面（PLAX）中测量三个心动周期的肺动脉主干直径，并采用平均肺动脉主干直径进行后续数据分析。在PLAX切面中，对三个储存的动态图像序列（分别位于肺动脉主干中心及靠近血管壁处）各测量三个心动周期的血流速度-时间积分（VTI）。采用所有VTI测量值的平均值进行后续分析。使用以下公式计算心输出量（CO）：
：肺动脉主干半径，HR：心率 - 在乳头肌水平的短轴切面（PSAX）测量左心室舒张末期内径（LVEI）。使用测量工具测量从室间隔中部至游离壁的最大左心室内径（LVid1），然后测量与第一次测量垂直方向的左心室内径（LVid2）。在三个心动周期中重复上述测量，采用平均左心室内径并结合以下公式计算LVEI：
- 在四腔心切面（A4CH）中测量三个心动周期的三尖瓣环收缩期位移（TAPSE），并采用平均TAPSE值进行后续数据分析。
7. 右心导管检查
- 在PTB手术后3周，使用1.4F微型导管经右心导管术测量右心室（RV）压力和容积。
- 按照步骤3.1–3.4所述方法麻醉并气管插管小鼠。将小鼠置于覆盖加热垫（37 °C）上，并以3.5%七氟烷（在0.6 L/min纯氧中）维持麻醉状态。
- 给予2000 IU肝素（肌肉注射[i.m.]）和0.5 mL氯化钠溶液（皮下注射[s.c.]）。
- 使用手术剪刀在剑突稍后方剪开腹壁，并沿胸壁切口小心剪开膈肌以进入胸腔。继续剪开膈肌和肋骨，直至充分暴露心脏。
- 在下腔静脉周围放置结扎线。此结扎线用于在后续记录压力-容积数据时阻断血管，以减少前负荷。
- 使用26G针头在右心室壁上小心穿刺一个小孔。确保穿刺位置尽可能靠近心尖，且针头不完全穿透心室，仅作为导管插入的引导。若发生出血，可用小棉签轻压止血，以尽量减少失血。
- 识别心室壁上的小孔，并通过穿刺组织插入导管。
注意：插入导管时应小心，避免损伤心室内壁。 - 导管插入后，右心室压力（RVP）常在数分钟内发生变化。需等待RVP稳定后，再获取具有代表性的稳态测量值。
- 为获得压力-容积环，使用先前放置于下腔静脉周围的结扎线。轻轻牵拉结扎线以阻断血管，从而逐步降低前负荷。
- 记录到具有代表性的压力-容积环后，拔出导管，并通过心脏切除法处死小鼠。此时采集血液和组织样本用于进一步分析。
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结果
将C57BL/6N小鼠（雄性，5周龄，17–20 g）随机分为重度肺动脉缩窄（sPTB，250 µm，n = 12）、轻度肺动脉缩窄（mPTB，450 µm，n = 9）或假手术组（sham，n = 15）。术后1周和3周通过超声心动图评估心脏功能。术后3周进行右心导管检查，随后实施安乐死。称量器官重量，并制备心脏组织用于组织学分析。
术后1周的超声心动图显示，与轻度PTB组和假手术组相比，重度PTB组出现右心室（RV）压力升高和右心室功能障碍的征象。右心室功能障碍表现为心输出量（CO）和三尖瓣环平面收缩偏移（TAPSE）降低（图6A、B）。左心室偏心性指数（LVEI）降低提示右心室压力升高（图6C）。因此，在重度PTB模型中，可能在术后1周即可开始评估逆转干预的效果。轻度PTB组术后1周与假手术组相比，超声心动图显示右心室压力升高（LVEI降低），但未见右心室功能障碍的征象（图6
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讨论
本文介绍了一种由压力超负荷诱导的小鼠右心室肥厚与衰竭的动物模型。我们证明了以下几点：（i）在幼年小鼠中进行肺动脉缩窄术（PTB）可诱导不同程度的右心室病理改变，范围从轻度右心室肥厚到伴有失代偿性心外表现及经组织学证实的右心室纤维化的右心室衰竭。（ii）通过超声心动图可在PTB手术后1 周和3 周观察并量化右心室功能障碍的征象。（iii）右心室肥厚的程度与PTB的严重程度及其引起的右心室压力升高呈正比。该模型有助于阐明继发于右心室压力超负荷的右心室衰竭的发病机制，因为我们发现PTB模型适用于研究右心室病理改变的不同阶段。
为确保小鼠PTB模型的成功建立及可重复性，需特别注意以下步骤。（i）选择合适的结扎夹直径。合适的夹子直径取决于多个因素，如期望的右心室压力负荷程度和术后随访时间。小鼠的年龄和体重也是需要考虑的重要因素。因此，可根据当前的科学问题对实验方案进行相应调整。为此，我们建议在术后相关时间点进行预实验手术及超声心动图检查，以评估所选结扎夹直径的适用性。（ii）精确调节结扎夹施夹器对于确保病理结果的可重复性至关重要。我们建议使用外径明确的金属丝或套管作为参考...
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披露
作者无任何利益冲突需要披露。
致谢
本工作得到了Snedkermester Sophus Jacobsen与妻子Astrid Jacobsen基金会、Helge Peetz与Verner Peetz及妻子Vilma Peetz遗赠基金、大商人A.V. Lykfeldt及其妻子遗赠基金的支持。此外，作者谨向奥胡斯大学临床医学系动物实验中心的工作人员表示感谢，感谢他们在实验工作实施过程中提供的支持。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| Biosyn 6-0，单丝可吸收缝线 | Covidien | UM-986 | |
| 钝头套管针，27G 0.4×0.25， | Sterican | 292832 | |
| Bupaq Multidose vet 0.3 mg/ml（丁丙诺啡） | Salfarm Danmark | VNR 472318 | |
| C57BL/6NTac 小鼠 | Taconic Biosciences | C57BL/6NTac | |
| Dagrofil 1，编织不可吸收缝线 | B Braun | C0842273 | |
| 脱毛膏 | Veet | 3132000 | |
| 消毒棉签（82% 乙醇 + 0.5% 氯己定） | Mediq | 3340122 | |
| 一次性手术刀片，11号 | Swann-Morton | 11708353 | |
| Dräger Vapor 2000 七氟烷 | Dräger | M35054 | |
| 中性眼药膏，"Ophta" | Actavis | MTnr.: 07586 Vnr: 53 96 68 | |
| Horizon 结扎夹 | Teleflex Medical | 5200 (IPN914931) | |
| Horizon 开放式结扎夹施夹器，弯型，6"（15 cm） | Teleflex Medical | 537061 | |
| 厨房纸巾架 | n.a. | n.a. | |
| 不同粗细的金属丝 | n.a. | n.a. | |
| 显微外科器械套装 | Thompson | n.a. | |
| MiniVent 呼吸机 | Hugo Sachs | 型号 845 | |
| MS505S 传感器 | Visual Sonics | n.a. | |
| Rimadyl Bovis vet. 50 mg/ml（卡洛芬） | Zoetis | MTnr: 34547, Vnr: 10 27 99, | |
| Baxter 七氟烷 100% | Baxter Medical | MTnr: 35015 | |
| 硅胶管 | n.a. | n.a. | |
| 软质塑料片 | n.a. | n.a. | |
| 体视显微镜，"Opmi Pico" | Carl Zeiss Surgicals GmbH | n.a. | |
| 超声探头支架/导轨 | Visual Sonics | 11277 | |
| 加热板 | Visual Sonics | 11437 | |
| Venflon ProSafety，22G，0.9 × 25 mm | Becton Dickinson | 393222 |
参考文献
- Voelkel, N. F., et al. Right ventricular function and failure: Report of a national heart, lung, and blood institute working group on cellular and molecular mechanisms of right heart failure. Circulation. 114 (17), 1883-1891 (2006).
- Haddad, F., Doyle, R., Murphy, D. J., Hunt, S. A. Right ventricular function in cardiovascular disease, part ii: Pathophysiology, clinical importance, and management of right ventricular failure. Circulation. 117 (13), 1717-1731 (2008).
- Van De Veerdonk, M. C., et al. Progressive right ventricular dysfunction in patients with pulmonary arterial hypertension responding to therapy. J Am Coll Cardiol. 58 (24), 2511-2519 (2011).
- Gomez-Arroyo, J., et al. A brief overview of mouse models of pulmonary arterial hypertension: Problems and prospects. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (10), L977-L991 (2012).
- Maarman, G., Lecour, S., Butrous, G., Thienemann, F., Sliwa, K. A comprehensive review: The evolution of animal models in pulmonary hypertension research; are we there yet. Pulm Circ. 3 (4), 739-756 (2013).
- Andersen, A., et al. Animal models of right heart failure. Cardiovasc Diagn Ther. 10 (5), 1561-1579 (2020).
- Voelkel, N. F., Tuder, R. M. Hypoxia-induced pulmonary vascular remodeling: A model for what human disease. J Clin Invest. 106 (6), 733-738 (2000).
- Rabinovitch, M., Gamble, W., Nadas, A. S., Miettinen, O. S., Reid, L. Rat pulmonary circulation after chronic hypoxia: Hemodynamic and structural features. Am J Physiol. 236 (6), H818-H827 (1979).
- Taraseviciene-Stewart, L., et al. Inhibition of the VEGF receptor 2 combined with chronic hypoxia causes cell death-dependent pulmonary endothelial cell proliferation and severe pulmonary hypertension. Faseb j. 15 (2), 427-438 (2001).
- Ciuclan, L., et al. A novel murine model of severe pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Crit Care Med. 184 (10), 1171-1182 (2011).
- Nicolls, M. R., et al. New models of pulmonary hypertension based on VEGF receptor blockade-induced endothelial cell apoptosis. Pulm Circ. 2 (4), 434-442 (2012).
- Hessel, M. H., Steendijk, P., Den Adel, B., Schutte, C. I., Van Der Laarse, A. Characterization of right ventricular function after monocrotaline-induced pulmonary hypertension in the intact rat. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291 (5), H2424-H2430 (2006).
- Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (4), L363-L369 (2012).
- Janssen, W., et al. 5-ht2b receptor antagonists inhibit fibrosis and protect from RV heart failure. Biomed Res Int. 2015, 438403(2015).
- Andersen, S., et al. A pulmonary trunk banding model of pressure overload induced right ventricular hypertrophy and failure. J Vis Exp. (141), e58050(2018).
- Axelsen, J. B., et al. Effects of 6-mercaptopurine in pressure overload induced right heart failure. PLoS One. 14 (11), e0225122(2019).
- Egemnazarov, B., et al. Pressure overload creates right ventricular diastolic dysfunction in a mouse model: Assessment by echocardiography. J Am Soc Echocardiogr. 28 (7), 828-843 (2015).
- Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. J Vis Exp. (147), e59431(2019).
- Kojonazarov, B., et al. The peroxisome proliferator-activated receptor β/δ agonist gw0742 has direct protective effects on right heart hypertrophy. Pulm Circ. 3 (4), 926-935 (2013).
- Kojonazarov, B., et al. P38 MAPK inhibition improves heart function in pressure-loaded right ventricular hypertrophy. Am J Respir Cell Mol Biol. 57 (5), 603-614 (2017).
- Rai, N., et al. Effect of Riociguat and Sildenafil on right heart remodeling and function in pressure overload induced model of pulmonary arterial banding. Biomed Res Int. 2018, 3293584(2018).
- Sydykov, A., et al. Genetic deficiency and pharmacological stabilization of mast cells ameliorate pressure overload-induced maladaptive right ventricular remodeling in mice. Int J Mol Sci. 21 (23), 9099(2020).
- Andersen, S., et al. Effects of combined angiotensin ii receptor antagonism and neprilysin inhibition in experimental pulmonary hypertension and right ventricular failure. Int J Cardiol. 293, 203-210 (2019).
- Andersen, S., et al. Pressure overload induced right ventricular remodeling is not attenuated by the anti-fibrotic agent pirfenidone. Pulm Circ. 9 (2), 2045894019848659(2019).
- Labazi, H., et al. Sex-dependent changes in right ventricular gene expression in response to pressure overload in a rat model of pulmonary trunk banding. Biomedicines. 8 (10), 430(2020).
- Sun, X. Q., et al. Increased mao-a activity promotes progression of pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Cell Mol Biol. 64 (3), 331-343 (2021).
- Axelsen, J. S., et al. Effects of Empagliflozin on right ventricular adaptation to pressure overload. Front Cardiovasc Med. 10, 1302265(2023).
- Mamazhakypov, A., Veith, C., Schermuly, R. T., Sydykov, A. Surgical protocol for pulmonary artery banding in mice to generate a model of pressure-overload-induced right ventricular failure. STAR Protoc. 4 (4), 102660(2023).
- Boehm, M., et al. Delineating the molecular and histological events that govern right ventricular recovery using a novel mouse model of pulmonary artery de-banding. Cardiovasc Res. 116 (10), 1700-1709 (2020).
- Andersen, S., et al. Effects of bisoprolol and losartan treatment in the hypertrophic and failing right heart. J Card Fail. 20 (11), 864-873 (2014).
- Hirata, M., et al. Novel model of pulmonary artery banding leading to right heart failure in rats. Biomed Res Int. 2015, 753210(2015).
- Vildbrad, M. D., et al. Limitations and pitfalls in measurements of right ventricular stroke volume in an animal model of right heart failure. Physiol Meas. 36 (5), 925-937 (2015).
- Boehm, M., et al. Maintained right ventricular pressure overload induces ventricular-arterial decoupling in mice. Exp Physiol. 102 (2), 180-189 (2017).
- Cheng, H. W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. J Vis Exp. (84), e51041(2014).
- Luitel, H., et al. Pressure overload leads to an increased accumulation and activity of mast cells in the right ventricle. Physiol Rep. 5 (6), e13146(2017).
- Mamazhakypov, A., et al. Novel therapeutic targets for the treatment of right ventricular remodeling: Insights from the pulmonary artery banding model. Int J Environ Res Public Health. 18 (16), 8297(2021).
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