Name: 转基因小鼠内耳的发展在体内电穿孔 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-06-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 22 min 2 s
Description: 了解小鼠内耳发育的基因转移技术，通过子宫内电穿孔实现基因表达。该方法结合腹腔镜手术、显微注射和数字视频显微镜，为听觉发育和基因治疗研究提供可靠工具。

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感谢Humana Press授权我们发表最初出现在参考文献11第130页的显微注射移液管制备示意图；感谢俄勒冈健康与科学大学（OHSU）教育传播部的Larry Dlugas和Steven Wong提供视频拍摄；感谢Larry Dlugas进行视频设计与剪辑；感谢Trion/Envirco高级设计师Adam M. O'Quinn为我们设计定制的水平层流罩，以及Les Goldsmith提供技术示意图；感谢OHSU比较医学部的Victor Monterroso（MV，MS，PhD）和Tom Chatkupt（DVM）在动物护理方案、外科手术技术及预防性镇痛方案方面提供的指导；感谢Marcel Perret-Gentil（DVM，MS）分享其关于兽医缝合技术的手册资料；感谢Edward Porsov（MS）设计用于视频显微镜的Adobe Premiere Pro计算机工作站；并感谢LNS字幕公司（俄勒冈州波特兰市）的Leah White和Jonas Hinckley。本研究得到了国家耳聋及其他沟通障碍研究所资助项目的资助：DC R01 008595 和 DC R01 008595-04S2（授予JB），以及P30 DC005983（俄勒冈听力研究中心核心资助，Peter Gillespie为首席研究员）。

1. 腹部正中开腹术
<ol>
 <li> 通过腹腔注射戊巴比妥钠麻醉液（每克体重 7.5 μL）对胚胎处于胚胎第 11.5 天（E11.5；检测到阴道栓的当天中午为胚胎发育第 0.5 天）的孕鼠进行麻醉。工作麻醉液配制：180 μL 的 50 mg/mL 戊巴比妥钠溶液；100 μL 无水乙醇；320 μL 的 65 mg/mL 硫酸镁水溶液（调节子宫张力）；以及 400 μL 丙二醇（可与水相和有机组分混溶的溶剂）。 </li>
 <li> 通过施加有害刺激测试评估麻醉是否完全：挤压足掌、夹捏尾巴，以及触碰面颊和触须时的眨眼反应。将无菌眼用软膏涂抹于角膜上。 </li>
 <li> 使用剪刀和精细刀片（Oster #40 刀头）剃除从耻骨联合至肋骨区域的腹部毛发。依次使用 70% 乙醇、10% 聚维酮碘（Betadine）和 70% 乙醇对腹部进行消毒。将小鼠腹部朝下置于无菌手术巾上，然后放置于加热垫或温控板（37 °C）上 2-5 分钟。 </li>
 <li> 使用圆头剪刀沿腹中线切开腹部皮肤，切口长度为 10-14 mm。辨认腹壁腹中线上无血管的白色结缔组织带——linea alba。用圆头剪刀切开linea alba，并将切口延长至 10-14 mm。立即用预热（37 °C）的乳酸林格液冲洗腹腔。 </li>
 <li> 使用环形镊子将子宫的两个角轻轻拉出体外，注意避免对植入部位施加过大压力。用预热的乳酸林格液冲洗暴露在外的子宫角。 </li>
</ol>
2. 经子宫显微注射
<ol>
 <li> 制备一根厚壁硼硅酸盐玻璃毛细管显微注射针，具有以下特性：12-16 μm 外径和20度斜面。使用Sutter P-97拉针仪配合小型盒式灯丝，设置如下程序：加热 = 梯度测试值加3单位；气压 = 200；拉力 = 0；速度 = 46；时间 = 100。使用Sutter BV-10斜面仪时，大直径玻璃微电极应选用104C（金色）研磨盘。将表达质粒重悬于3-4 μg/μL 在无钙磷酸盐缓冲盐水（pH 7.2–7.4）中。向浓缩的DNA中加入结晶快绿，轻轻涡旋振荡30秒，然后在10,000 g下离心10秒。所需快绿的最小量应通过实验确定，以确保可直观追踪注射效果。用DNA/快绿溶液反向填充斜面移液管。将装有溶液的显微注射移液管连接至压力注射仪（Picospritzer）的移液管固定器上 &gt;99% 纯氮气作为源气体。 </li>
 <li> 用低强度卤素光透照子宫，以观察植入部位内的胚胎。识别搏动的心脏、脑泡、肢芽以及初形成的4th 后脑室及眼睛。每2分钟用预热的乳酸林格液冲洗子宫一次，以保持湿润。轻柔按压子宫以调整胚胎方向，并识别上述解剖标志。 </li>
 <li> 将胚胎调整至合适方位，以辨认主头静脉，其前、后分支位于听囊所处的间充质区域两侧。听囊本身无法通过子宫透光观察。听囊位于主头静脉前、后分支之间的中点处，该前、后分支与主干共同构成类似美式足球门柱或球门架的形态，听囊即位于两根“门柱”的中间位置。 </li>
 <li> 将注射移液管沿假定的耳囊位置轨迹穿过子宫。穿过子宫后，脉冲微注射器一次，以观察示踪染料并大致确定移液管尖端的位置。在微米控制下推进移液管，并再次脉冲以评估插入深度。继续将移液管推进至侧头部间充质，并重复脉冲注射。成功靶向耳囊时，可观察到背侧末端呈锥形的内淋巴管以及呈扇贝壳状的前庭结构。解除对子宫的压力，将移液管一次性从胚胎/子宫中取出，并立即用预热的乳酸林格液冲洗子宫。 </li>
</ol>
3. 体内 电穿孔
<ol>
 <li> 用乳酸林格液灌注子宫。必须使用新鲜的乳酸林格液，以实现板状电极与子宫之间的电耦合。用乳酸林格液润湿电极的钨表面。将注射后的耳囊置于电极路径中央。用电穿孔板轻轻压迫子宫。阴极接触注射侧耳囊外侧的子宫壁，阳极接触未注射侧耳囊邻近的子宫壁。通过电穿孔仪的脚踏开关触发方波脉冲序列。电穿孔参数为：每次5个脉冲，每个脉冲持续50毫秒，电压为每脉冲43伏，脉冲间间隔950毫秒。脉冲序列完成后立即用乳酸林格液灌注子宫。记录输送至组织的电流：60–100毫安足以转染耳部上皮前体细胞。每只母鼠注射并电穿孔4–6个E11.5胚胎。 </li>
 <li> 对4个胚胎进行第二次独立的经子宫显微注射，注射物为荧光水溶性葡聚糖（若表达质粒编码红色荧光蛋白，则使用Alexa Fluor 488；若表达质粒编码绿色荧光蛋白，则使用Alexa Fluor 594）th 在那些内耳被准确注射且电穿孔过程中每脉冲至少传递60 mAmps电流的胚胎中，荧光葡聚糖可在出生时于脑干中被检测到，从而能够筛选出在胚胎发育期间其内耳经过操作的幼鼠（参见3.5）。 </li>
 <li> 用乳酸林格液冲洗子宫角。将子宫角重新放回腹腔。用2-4 mL预热的乳酸林格液冲洗子宫腔，使多余液体从切口处流出，滴入无菌巾上。更换为干燥的无菌铺巾。使用无损伤针和6-0可吸收缝线缝合腹壁。我们倾向于对腹壁和皮肤均采用连续缝合，每隔一针锁线。 </li>
 <li> 擦干母鼠毛发，并通过皮下注射给予非甾体抗炎药（如美洛昔康）。将母鼠放回铺有无菌手术巾的预热恢复笼中。监测并记录母鼠呼吸频率、切口部位通畅情况以及阴道是否有出血性分泌物。出血情况罕见，但若出现且持续不止，应在母鼠仍处于麻醉状态下实施安乐死。记录母鼠恢复意识及尝试自主活动的时间。当母鼠表现出进食、饮水行为并开始筑巢时，将其返回小鼠群。通常此过程在术后12小时内完成。 </li>
 <li> 出生时（出生后第0天），使用配备GFP或Texas Red滤光片的立体荧光解剖显微镜，对每只仔鼠的后脑区域进行荧光检测，以观察荧光葡聚糖标记情况。仅将显示后脑标记的仔鼠放回哺乳母鼠处。 </li>
</ol>
4. 代表性结果
 <img src="/files/ftp_upload/3653/3653fig1.jpg" alt="显示 Myo7a、EGFP 标记的荧光耳蜗切片；内毛细胞和外毛细胞的显微图像。" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 1"> 
图 1. 通过电穿孔介导的基因转导至发育中的耳蜗。 在胚胎第11.5天（E11.5）向听泡注射编码增强型绿色荧光蛋白（EGFP）的表达质粒，并进行电穿孔（脉冲序列参数：5次，每次43伏，脉冲持续50毫秒，脉冲间间隔950毫秒）。A) 一只出生后第6天（P6）幼鼠的代表性内耳图像，其听泡在E11.5时被注射并进行电穿孔，显示EGFP表达从耳蜗基部延伸至中回。仅从中回和耳蜗顶部去除了耳蜗的侧壁。发育为顶部的E11.5前体细胞未被转染。B) 对(A)中耳蜗进行整体免疫染色，使用毛细胞标志物肌球蛋白7a（Myo7a），表明EGFP的表达沿柯蒂氏器走向分布，主要定位于含毛细胞的感觉上皮。C) 一只E18.5胚胎的代表性内耳图像，其听泡在E11.5时被注射并进行电穿孔。激光共聚焦投影显示EGFP在Myo7a阳性感觉毛细胞中表达。D) E18.5柯蒂氏器耳蜗感觉上皮的激光共聚焦投影，显示EGFP在内毛细胞（ihc）、外毛细胞（ohc）、内指细胞（ipc）、柱细胞（pc）以及德伊特细胞（dc）中均有表达。(B)中的比例尺适用于(A)。

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<li>Perret-Gentil, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPerret-Gentil%2C+M+%22Principles+of+Veterinary+Suturing%22">Principles of Veterinary Suturing</a>. , The University of Texas at San Antonio. Forthcoming.</li>
<li>Oesterle, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOesterle%2C+A+%22P-1000+%26+P-97+Pipette+Cookbook%22">P-1000 & P-97 Pipette Cookbook</a>. , Sutter. (2011).</li>
</ol>

未声明任何利益冲突。

将基因转移至发育中的小鼠内耳 小鼠内耳在植入后发育的第一周内由耳基板发育而来12,13在胚胎第9.5天（E9.5），该原基已内陷并转变为一个充满液体的囊泡，称为耳囊。2耳囊中的耳源性前体细胞会分化为成熟内耳中的感觉细胞和非感觉细胞，以及支配前庭和听觉感觉上皮中机械敏感性毛细胞的神经元。至胚胎晚期，内耳膜迷路复杂的三维形态结构已基本形成。3,12增益与缺失功能实验通常通过小鼠转基因技术来实现，以深入了解发育过程中细胞命运决定和模式形成等遗传调控机制。小鼠内耳发育过程中的动态遗传操作 在子宫内 代表了一种与小鼠转基因技术相辅相成的方法，该方法将基因转移技术与小鼠实验胚胎学相结合6,11. 
病毒介导和电穿孔介导的基因转移技术已用于调控发育中内耳的基因表达6,11,14,15腺相关病毒（AAV）载体可感染耳源性前体细胞，这些前体细胞可分化为感觉性与非感觉性细胞类型，并已被用于探究小鼠毛细胞中钙依赖性胞吐作用的分子基础1...

<table><tbody><tr><td>微型灭菌盒 </td><td>Roboz外科器械公司</td><td>RS-9900a</td><td>8×8.5×1.25 英寸</td></tr><tr><td>球头剪刀</td><td>Fine Science Tools</td><td>14109-09</td><td></td></tr><tr><td>环形钳 </td><td>Fine Science Tools</td><td>11106-09</td><td>4.8 mm 内径/6 mm 外径</td></tr><tr><td>Adson 组织镊</td><td>精细科学工具</td><td>11027-12</td><td></td></tr><tr><td>持针器</td><td>Fine Science Tools</td><td>12502-12</td><td></td></tr><tr><td>过敏原注射器托盘</td><td>BD 生物科学</td><td>305536</td><td></td></tr><tr><td>6-0 缝合线</td><td>Syneture</td><td>GL-889</td><td>0.7 号胃肠缝合线</td></tr><tr><td>乳酸林格液&amp;rsquo;s 注射剂 USP</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>2B2323</td><td></td></tr><tr><td>快绿</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F7258</td><td></td></tr><tr><td>硼硅酸盐玻璃毛细管</td><td>哈佛仪器</td><td>30-0053</td><td></td></tr><tr><td>戊巴比妥钠溶液</td><td>OVATION Pharmaceuticals</td><td>NDC 67386-501-52</td><td></td></tr><tr><td>MgSO₄·7H₂O</td><td>Fisher Scientific</td><td>M63-500</td><td></td></tr><tr><td>丙二醇</td><td>Fisher Scientific</td><td>P355-1</td><td></td></tr><tr><td>乙醇</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E7023-500</td><td></td></tr><tr><td>美洛昔康</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td>NADA 141-219</td><td></td></tr><tr><td>微移液管拉制仪</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>P-97</td><td>FB255B 盒式灯丝；请参考 Sutter 仪器公司的移液器制作手册</td></tr><tr><td>显微技术&amp;#8211;电极斜面修整器</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>BV-10</td><td>用于大口径移液管的104C斜面磨盘；请咨询所有者&amp;rsquo;斜面理论手册</td></tr><tr><td>微量移液器架</td><td>Warner Instruments</td><td>MP-S15T</td><td>适用于1.5 mm外径移液管及Picospritzer管路用雌性压力接口。</td></tr><tr><td>镊子式电极</td><td>Protech International, Inc.</td><td>CUY650P5</td><td>5 mm 外径</td></tr><tr><td>方波电穿孔仪</td><td>Protech International, Inc.</td><td>CUY21EDIT</td><td>建议使用脚踏板</td></tr><tr><td>PICOSPRITZER III</td><td>Parker Hannifin Corporation</td><td>051-0500-900</td><td>建议使用脚踏板</td></tr><tr><td>手动控制显微操作器</td><td>哈佛仪器公司</td><td>640056</td><td></td></tr><tr><td>水平层流洁净工作台</td><td>Envirco</td><td></td><td>对 LF 630-10554 进行定制修改。通风柜示意图详见补充信息。</td></tr><tr><td>Leica 体视荧光解剖显微镜，配备 Lumencor SOLA 光源引擎</td><td>巴特尔斯与斯托特以及Lumencor</td><td>MZ10F 配备 Lumencor SOLA 光源引擎</td><td>建议使用脚踏板来调节 MZ10F 的焦距并触发 SOLA 光源引擎</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594 葡聚糖</td><td>Invitrogen</td><td>D22913</td><td>10 mg/ml，水溶液</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 葡聚糖</td><td>Invitrogen</td><td>D22910</td><td>10 mg/ml，水溶液</td></tr><tr><td>Enviro-dri</td><td>谢泼德特种纸业</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://www.ssponline.com&quot; 目标=&quot;_blank&quot;&gt;www.ssponline.com&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

将基因转移至发育中的小鼠内耳 在体 内 电穿孔

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

哺乳动物内耳具有6个不同的感觉上皮：半规管壶腹中的3个壶腹嵴；椭圆囊和球囊中的位觉斑；以及盘绕的耳蜗中的柯蒂氏器。壶腹嵴和位觉斑含有前庭毛细胞，可将机械刺激转换为神经信号，以实现平衡觉这一特殊感觉功能，而柯蒂氏器中的听觉毛细胞则是听觉的主要感受器。 1细胞命运在这些感觉上皮中的特化以及半规管和耳蜗的形态发生过程发生在小鼠妊娠的第二周，并在出生前基本完成。 2,3. 通过在不同胚胎期或出生后阶段获取转基因小鼠胚胎，以研究小鼠内耳的发育过程，从而揭示细胞和（或）形态学表型的分子基础，此类研究已成常规 4,5我们假设将基因转移至发育中的小鼠内耳 在子宫内 在功能获得和功能缺失研究背景下，该方法代表了传统小鼠转基因技术的一种补充手段，可用于探究哺乳动物内耳发育的遗传机制6.
本文所展示的小鼠内耳发育过程中进行基因异位表达研究的实验范式可分为三个基本步骤：1）腹侧剖腹术；2）经子宫显微注射；以及3）体内电穿孔。腹侧剖腹术是一种小鼠存活手术技术，可将子宫外置，从而获得对植入胚胎的实验操作通路7。经子宫显微注射是指利用斜面玻璃毛细管微量移液器，将表达质粒注入耳泡或听囊腔内。体内电穿孔则是施加方波直流脉冲，促使表达质粒进入前体细胞8-10。
我们此前已描述过这种基于电穿孔的基因转移技术，并对实验方案的每一步提供了详细说明11小鼠实验胚胎学技术仅通过文字和静态图像学习可能较为困难。在本研究中，我们展示了基因转移操作的三个步骤。尤为重要的是，我们采用数字视频显微技术，精确演示以下操作：1）识别胚胎方位 在子宫内；2）调整胚胎方向，以便将注射靶向耳囊；3）在胚胎发育第11.5天和12.5天时，将混合示踪染料的DNA溶液微量注射至耳囊；4）对注射后的耳囊进行电穿孔；5）在出生时标记经电穿孔处理的胚胎，以便进行出生后的筛选。我们提供了成功转染内耳的代表性实例；给出了耳囊注射错位常见原因的图解指南；讨论了如何避免常见的方法学错误；并提出了撰写相关实验方案的指导建议 在子宫内 基因转移动物护理方案

小鼠内耳是一种由外胚层生发层（placode）衍生而来的感觉器官，其发育程序在胚胎发育期间逐步展开。我们定义了一种 在子宫内 基因转移技术，包括三个步骤：小鼠腹部剖腹术、经子宫显微注射和 体内 电穿孔。我们使用数字视频显微镜来演示关键的实验胚胎学技术。

哺乳动物内耳具有6个不同的感觉上皮：半规管壶腹中的3个壶腹嵴；椭圆囊和球囊中的斑；以及……

Jane 转入俄勒冈健康与科学大学俄勒冈听力研究中心 Ling Wang、Han Jang 和 John Burgandy 的活体电穿孔小鼠内耳发育研究。好的，我叫 John Burgandy，我的实验室位于俄勒冈健康与科学大学的俄勒冈听力研究中心。我叫Ang。我是约翰实验室的海报展示者。我也是约翰实验室的研究助理Ang。我们的演示分为四个部分。第一部分是腹部正中剖腹术。我们将展示使用戊巴比妥钠进行麻醉的方法、如何评估麻醉效果是否充分、角膜保护措施、手术区域的准备工作、小鼠存活手术数据表的填写、手术室操作流程，包括沿腹中线切开皮肤和腹壁，以及将子宫角向外牵出。第二部分为经子宫显微注射。我们展示了在胚胎发育第11.5天和第12.5天，对胚胎进行透射照明、胚胎重定向、显微注射、移液器制备，以及向Otis结构中进行显微注射的操作。第三部分为体内电穿孔。我们演示了桨状电极的放置方法，以及胚胎第11.5天小鼠耳蜗的电穿孔操作。第四部分为典型实验结果。我们展示了绿色荧光蛋白（GFP）在晚期胚胎及出生后早期耳蜗中的表达情况。这是在胚胎第11.5天对Otis进行表达质粒体内电穿孔后，通过腹侧剖腹术第一部分实现的。固定母鼠时，需牢固抓握其颈部后方的皮肤、尾巴和左后肢。用70%乙醇擦拭腹部后，进行腹腔注射戊巴比妥钠麻醉剂。将小鼠放回其饲养笼中4到5分钟，以使麻醉剂发挥作用。通过夹捏足部和尾部来评估麻醉是否充分。该母鼠在尾部受到夹捏时仍有缩动反应，因此需要再等待两分钟，直至对有害刺激无反应。将无菌眼膏涂抹于眼睛，以保护角膜免受干燥损伤。我们在化学通风橱内准备手术区域，以尽量减少毛发和皮屑的扩散。使用精细刀片剃除毛发，暴露覆盖腹壁的皮肤。彻底去除毛发有助于术后切口的愈合。通过交替使用70%乙醇、碘伏和70%乙醇擦拭腹部皮肤以达到消毒目的。擦拭时应始终从头端向尾端进行，并使用新的外科棉球或棉签。每次擦拭后，我们都会评估消毒过程中呼吸的深度和质量，以确保小鼠无反应。在第二次使用70%乙醇擦拭后，立即将小鼠腹部朝下置于无菌手术巾上，并放置在加热垫上加热两到三分钟以保持体温。此时可方便地记录小鼠存活手术记录表上的术前数据。我们已将小鼠存活手术数据表作为补充信息附上。建议包含数据表和动物护理方案，以便机构动物护理与使用委员会能够了解您将如何监测术前、术中和术后的数据。我们为每位手术对象填写一份记录表。我们倾向于在无菌环境中进行手术，尽管对于啮齿类动物通常并无此要求。工作台面与鼓风机电机及静压箱外壳是分离的，因此不会将振动传递给使用者。在显微注射过程中，我们已在补充信息中附上了对层流罩所做改造的示意图，以方便进行子宫内基因转移操作；主要改造包括降低工作台面高度、设置轨道照明开孔，以及隐藏式仪器电源插座和附属电路的布线通道。手术单元包括电动乳酸林格液输液袋、温浴装置、XY轴和Z轴操作器、立体荧光

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转基因小鼠内耳的发展<em&gt;在体内</em&gt;电穿孔

子宫内活体注射与电穿孔转染胚胎小鼠新皮层是一种强大的技术，可用于操控单个神经前体细胞……...

E15小鼠胚胎的子宫内脑室内注射与电穿孔技术

已建立一种在受精后24小时（24hpf）将吗啉代寡核苷酸直接递送至斑马鱼耳囊的方法。通过将吗啉代寡核苷酸微量注射至听泡腔内，并结合电穿孔促进其穿透，我们能够避免吗啉代寡核苷酸对脑部的影响，从而获得特异性作用于内耳的效果。...

通过显微注射与电穿孔将MIF Morpholino直接递送至斑马鱼耳囊影响内耳发育

我们展示了一种 体内 电穿孔转染方案，用于在多种出生后年龄段的小鼠中转染单个或少量成簇的视网膜神经节细胞（RGCs）及其他视网膜细胞类型。该方法实现了对出生后RGCs的标记与遗传操作 体内...

小鼠视网膜神经节细胞的转染 体内 电穿孔

一种将质粒DNA导入小鼠视网膜细胞以开展功能获得或功能缺失研究的方法 体内...

体内 电穿孔转染发育中小鼠视网膜

本文介绍了一种利用独特手术方法和特殊形状电极将基因转入发育中 小鼠大脑...

小鼠 在子宫内 电穿孔：可控时空基因转染

来源：Denaxa, M., et al.，化学遗传学改造的皮层中间神经元前体移植至出生后早期小鼠大脑。J. Vis. Exp.

琼脂糖包埋电穿孔辅助的基因转移技术在小鼠皮层中间神经元前体细胞中的应用

我们介绍一种从胚胎小鼠内耳分离和培养耳蜗外植体的方法。同时，我们还演示了通过方波电穿孔法将基因转入耳蜗外植体的技术。体外外植体培养结合基因转移技术，使研究人员能够研究在发育过程中改变基因表达所产生的影响。...

小鼠胚胎耳蜗外植体培养及电穿孔介导的基因转导

听觉器官介导听觉功能。本文介绍了一种改良的 在卵内 用于研究发育中鸡听觉器官内听觉前体细胞增殖与分化的优化微电穿孔方法...

通过 in ovo 微电穿孔法将基因导入鸡听觉器官

本研究中，我们描述了通过后半规管途径作为向新生小鼠内耳递送基因的可靠方法。我们证明，通过后半规管进行基因递送能够灌注整个内耳。...

新生小鼠内耳基因递送的后半规管入路

本文介绍了一种经半规管进行局部给药的耳蜗造口术（canalostomy），该方法可将药物递送至成年及新生小鼠的内耳，同时对听力和前庭功能造成的损伤最小。该技术可用于向小鼠内耳接种病毒载体、药物以及小分子化合物。...

耳道造口术作为向成年及新生小鼠内耳局部给药的一种外科手术方法

鸡是一种经济、易得且广泛可用的模式生物，适用于多种研究。本文详细描述了一系列实验方案，旨在揭示禽类内耳发育与再生的分子机制。...

In Ovo 与 Ex Ovo 研究禽类内耳发育的方法

了解小鼠内耳发育的基因转移技术，通过子宫内电穿孔实现基因表达。该方法结合腹腔镜手术、显微注射和数字视频显微镜，为听觉发育和基因治疗研究提供可靠工具。

将基因转移至发育中的小鼠内耳在体内电穿孔

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将基因转移至发育中的小鼠内耳 在体 内 电穿孔

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