脑转移建模：通过立体定向皮层注射对转移定植和组织学生长模式的标准化分析

我们团队研究肿瘤细胞如何定殖大脑，以及转移性生长模式如何影响临床结局和治疗反应。首先，使用精密秤称每只老鼠，根据其体重计算所需麻醉剂的体积。麻醉后，将小鼠放在预热加热垫上，加热垫保持在37至38摄氏度以支持体温调节，然后涂抹眼药膏保护角膜不干燥。

使用当地动物伦理委员会批准的无菌技术准备小鼠。使用含碘的溶液彻底消毒头皮。用脚趾夹确认麻醉深度，然后拉伸皮肤，并用无菌手术刀沿颅骨中线切开大约三到四毫米的切口。

用同一把手术刀轻轻刮除骨膜，露出颅骨表面。用耳杆固定老鼠头部在立体定位框架中。使用立体定向臂，定位Bregma，然后将手臂向前移动2毫米，向右侧移1毫米，并用手术标记标记额叶皮层的目标部位。

用精密的牙科钻头仔细穿透标记部位的头骨，确保硬脑膜不会被穿透。用无菌产钳轻轻探查该部位，确认开口。接着，通过移液上下重新激活肿瘤细胞悬浮液，以确保均匀分布。

将3微升悬挂注入10微升汉密尔顿注射器，并用相应的支架将其放入立体定向框架中。小心地将注射针头放置在钻孔上方，确保斜面朝左以便注射均匀。将针垂直插入脑组织，深度为3.5毫米。

达到所需深度后，缓慢抽出针头0.5毫米，以防止细胞悬浮液反流，并缓慢注射三微升肿瘤细胞悬浮液，持续一分钟。注射后，针头再保持两分钟，让细胞和细胞外基质稳定，减少反流。然后小心地取出注射器，将鼠标从立体定向框架中取出。

用无菌的0.9%氯化钠溶液轻柔冲洗头骨，并用骨蜡封住刺孔。用三到四条缝线闭合头皮切口，每条缝线都用三个紧紧的结结固定在伤口边缘，以达到最佳愈合效果。用与指定识别号相符的打孔方式标记老鼠的耳朵。

如有需要，重新涂抹眼药膏以防止角膜干燥，并将小鼠放回37至38摄氏度的预热加热垫，帮助麻醉恢复。通过先用蒸馏水、70%乙醇，最后用无菌0.9%氯化钠溶液，依次冲洗针头和注射器三次，彻底清洁和消毒汉密尔顿注射器。冲洗后，汉密尔顿注射器将冰藏保存，直到下一次使用。

最后，在小鼠仍在麻醉状态下皮下注射镇痛药，以确保术后疼痛立即缓解。在恢复期间，家鼠单独观察，时间不超过一小时，以防止清醒与恢复动物之间的互动导致受伤。如果监测期间发现痛苦或异常行为迹象，使用悬挂钢丝测试评估神经功能，以评估握力和协调能力。

将鼠标悬挂在水平电线上，记录它是否在60秒内到达逃生平台。一只不健康的老鼠未能到达平台，会从钢丝上掉落。安乐死并采集动物组织后，评估转移的组织生长模式及数字组织载玻片上的相关特征。

宏观影像确认注射ECM控制瓣C小鼠无肿瘤生长，而注射肿瘤细胞ECM悬浮液小鼠则有可见转移病灶。注射4T1或410.4乳腺癌细胞的小鼠，转移负荷显著高于ECM注射对照组，且两种肿瘤细胞系间无显著差异。Kaplan Meyer生存分析显示，注射410.4肿瘤细胞的小鼠整体生存期显著长于注射4T1细胞的小鼠。

组织学分析显示，4T1和410.4脑转移表现出明显的生长模式，4T1表现出队列状，410.4表现出链状上皮浸润性生长。不当的立体定位注射导致颅骨和脑膜肿瘤生长，导致细胞悬浮泄漏;而正确的皮层内注射则导致实质转移并随之扩散脑膜。我们已证明脑转移生长模式会影响预后和神经系统死亡，支持其在指导临床决策中的相关性。

该方案特别适用于研究晚期转移定殖，关注生长动态和次级传播等临床相关方面。与其他方法不同，立体定向模型确保大脑特异性定植，并保持整个系统复杂性，从而支持肿瘤进展和治疗反应的长期研究。通过提供一个可重复且临床相关的平台，我们的模型有助于理解脑定植机制并探索新的治疗策略。