Summary
本研究报告使用带有眼镜放大镜的真空萃取管系统从小鼠尾静脉中取样。我们的方法很容易练习, 可用于小鼠的重复采血。
Abstract
血样采集是实验动物研究的基础。为各种研究目的获得足够的血液样本是很重要的。小鼠的尾巴静脉较小, 有时很难通过常规的穿刺方法获得所需的血量。与传统的采血方法 (常规组) 相比, 本研究探讨了利用真空采血系统和眼镜放大镜 (实验组) 从小鼠尾脉中反复采集血液样本的优越性, 分别由初学者和专家表演。在眼镜放大镜的帮助下, 将蝶针尖插入实验组每只老鼠的尾部静脉。当静脉成功穿透时, 将蝶针的橡胶末端插入真空采血管, 将血液样本采集到真空收集管中。然后, 柱塞被用来收集血液, 而无需在传统组的眼镜放大镜的帮助下。实验组患者采集血液样本的成功率为70% 对 100% (p < 0.01), 常规组为35% 对 85% (p < 0.01)。对于初学者和专家来说, 与常规组相比, 实验组获得所需血液样本所需的穿刺时间明显较低 (2.40±0.75 对 2.90±0.31, p < 0.05; 1.55 ±0.37 vs. 1.55±0.76, p < 0.05)。总之, 所提出的血液取样技术是可行的, 易于实践, 并能够频繁采样足够的血量从非麻醉小鼠。
Introduction
从参与实验的动物身上采集血液是一项基本的研究技术。有一些可用于从小鼠血液采集的技术, 包括尾巴切割和心脏穿刺、眼眶后丛、颈静脉、尾端静脉和静脉。理想情况下, 应以微创方式采集血液, 对动物健康的影响最小。然而, 最常用的技术往往会给动物带来压力, 并可能影响研究成果1。从后眼眶神经丛中采集血液可用于从小鼠2中获得足够的血量。然而, 它可能会导致严重的组织损伤, 不允许在短时间间隔内反复获得血液3。
尾状静脉是采血的优越位置, 对小鼠的伤害最小。然而, 小鼠的尾脉很薄, 有时很难通过传统的穿刺技术获得足够的血液。在某些情况下, 需要反复穿刺才能获得所需的血量。麻醉也是通常建议促进从小鼠的尾巴静脉的血液取样。 此外, 可能需要手术刀、直刃剃须刀或锋利的剪刀来去除尾巴的两端, 以获得所需的血液样本4。我们以前报告过真空血液样本采集系统从非麻醉大鼠的尾静脉中成功采集血液, 从而降低了血液污染的风险, 避免了反复穿刺的需要 5。本研究报告了一种类似的采血方法在非麻醉小鼠。
Protocol
1. 畜牧业
- 使用12周的昆明小鼠。
注: 我们使用的老鼠 (n, 20 男性, 37–46克, 平均42.38±2.39 克) 同济医学院实验动物中心。 - 在标准条件下将老鼠送上, 免费获得食物和饮用水。将两只老鼠放在一个530厘米的2 笼里, 配有木材剃须床上用品。
- 保持室温在21–23°c 之间。
- 在整个研究过程中, 以正常的盐饮食 (0.3% 的氯化钠) 喂养老鼠。
2. 血液样本采集
- 准备以下设备: 真空管 (1 毫升)、蝴蝶针、眼镜放大镜和塑料约束架。将它们放置在无菌表面 (图 1)。
- 将鼠标放入塑料约束支架中, 用温水 ( 20–30°c) 清洗尾巴。用70% 的乙醇饱和棉球擦拭尾巴以扩大静脉。选择右侧或左侧的左尾静脉进行血液取样。轻轻抓住尾巴的下部, 在采集血液样本的过程中保持尾巴直。
- 收集血液。如果比较方法, 收集血液两组: "实验" 组使用我们开发的程序, 下面介绍, 和 "常规" 组使用常规方法, 也如下所示。
- 实验收集:
- 戴上眼镜放大镜, 以改善眼线穿刺的观看效果。将 22 g 蝶针尖插入一个侧向尾脉, 其位置约为距离的一半, 距离尾尖的距离约为 10°, 向尾部底部移动, 以获得多个样品。
- 将蝴蝶针的橡胶端插入真空采血管中, 以收集血液 (图 2)。
注: 如果血液在采集过程中停止流出, 则应快速调整针头角度。为避免针头凝血, 如果血液在15秒后停止流出, 则应选择另一个穿刺位置。
- 常规方法:
- 将连接到注射器上的针头插入其中一个侧脉, 距离尾端的距离约为三分之一。
- 当血液出现在轮毂中时, 慢慢地将柱塞拉回来收集血液 (图 3)7。
注: 为了进一步阐明血液采集方面不同经验的影响, 选择了一名初学者和专家, 同时使用实验方法和常规方法采集血液样本。
- 实验收集:
- 采血后, 取出针头, 按穿刺点止血。然后, 将鼠标从塑料约束支架中释放, 然后将鼠标返回其保持架。
注: 据报道, 每隔 8周 8, 可从健康动物身上安全去除多达10% 的总血量, 因此每次都按照道德原则收集约175μl 的血液。 - 使用带有 edta 的试管收集血浆, 并使用不含抗凝剂的试管收集血清。轻轻倒置管几次, 垂直放在冰上。
- 以 1, 000 x 克的速度在冷冻离心机中离心血液样本收集管 10分钟, 以分离血浆和血清。
注: 成功采集血液的定义是每次获得175μl 的体积。不应尝试超过三个穿刺, 失败的血液收集被定义为第三次穿刺后的总血量小于175μl。采样持续时间的定义是从尾部静脉穿刺到采血后针头取出的时间。 - 每 2周8收集两次血液.
3. 统计分析
- 使用商业上可用的统计软件进行分析。以平均值±标准差的方式呈现数据, 使用p < 0.05 作为统计意义的截止点。
Representative Results
两组的体重、采血量和采样持续时间
每组每两周从20只小鼠 (10只雄性) 中采集两次血液样本。对于初学者和专家来说, 实验组和实验组小鼠的平均体重分别相似 (42.40 g±1.42 g 对 42.5 g±1.14 g, p > 0.05; 42.40 g±2.91 g 对 42.40 g±2.69 g, p > 0.05)。在专家中, 两组采集的血量和采样时间相似 (18425μl±11.95μl vs. 1775μ±256μl, p > 0.05; 1.85 分±0.68 分钟对2.17分钟±0.80 分, p > 0.05)。然而, 与传统组相比, 实验组的血量较高, 采样时间较短 (172.00 微米±151μa 与 148.50μ±302μl, p < 0.01; 3.11 分30.22 分 vs. 4.08 分钟 30.22, p < 0.01)。 与初学者相比, 专家们采用实验和常规方法收集了较高的血量, 采样时间也较低 (184.25μl±11.95μl vs. 172. 00μl±151μl, p < 0.01; 172.00 μ±251μl vs. 148.50 μ±25μl, p <; 1.85 min 30.22 最小与3.11分钟±0.44 分, p < 0.01;217分钟±0.80 分与 4: 08分钟±0.61 分, p < 0.05) (表 1)。
两组的成功率和穿刺时间
实验组初学者与专家成功率比较为 70% (14 ~ 20) 与 100% (20 ~ 20) (p < 0.01), 常规组成功率为 35% (七二十) 与 85% (p < 0.01)。与传统组相比, 实验组的成功率也高于传统组 [70% (1420), 而在 35% (7) 之间, p < 0.05]。在初学者和专家中, 实验组的穿刺次数明显低于常规组 (2.40±0.75 对 2.90±0.31, p < 0.05; 115±0.37 对 1.55±0.76, p < 0.05)。与初学者相比, 采用实验和常规方法观察到专家的穿刺时间较低。(1.5±0.37 vs 2.40±0.75, p < 0.01; 1.55±0.76 对 2.90±0.31, p < 0.01)(表 1)。
图 1: 设备.显示的是1毫升真空采血管和一个 22 g 蝶针 (左), 一个眼镜放大镜 (中), 和一个塑料约束持有人 (右)。请点击这里查看此图的较大版本.
图 2: 实验组成功采血.请点击这里查看此图的较大版本.
图 3: 常规组中成功的血液收集.请点击这里查看此图的较大版本.
| 实验组 | 常规组 | |||
| 初学者 | 专家 | 初学者 | 专家 | |
| 体重 (g) | 42.4±1.42 | 42.55±2.91 | 42.65±1.14 | 432.2±2.69 |
| 收集的血量 (μl) | 172 0±15.17 | 184.25±11.95# | 148.50±30.22* * | 171.75±25.61# |
| 采样持续时间 (分钟) | 3.11±0.44 | 1.85 ±0.68# # | 4.08±0.61* * | 2.17±0.80# # |
| 采血时间 | 20 | 20 | 20 | 20 |
| 平均刺穿次数 | 2.40±0.75 | 1.15±0.37# # | 2.90±0.31* | 1.55±0.76# * * |
| 一次穿刺 | 3个 | 17 | 0 | 12 |
| 2次穿刺 | 6 | 3个 | 2 | 5 |
| 三次穿刺 | 5 | 0 | 5 | 0 |
| 失败 | 6 | 0 | 13 | 3个 |
| 成功率 | 70% | 100%# # | 35%* | 85%# |
表 1: 实验组与常规组结果的比较.* p < 0.05, * * p < 0.01, 实验方法与常规方法的对比。#p < 0.05, # #p < 0.01, 初学者与专家。
Discussion
本研究描述了一种易于学习的小鼠采血方法, 该方法优于传统技术。首先, 该方法可以很容易地掌握与高成功率。其次, 它基于真空负压原理, 允许连续抽血, 减少直接血液接触的风险, 这也减少了污染和溶血的机会 9.第三, 这种方法对于在短时间内频繁采集小鼠血液量是可行的, 用于各种研究目的。此外, 该程序只对小鼠造成最小的伤害, 血液采集可以在不使用麻醉剂的情况下进行;从而避免了应激反应和麻醉剂对血液样本的影响。
根据批准的方案7, 尾静脉是血液取样的优越位置。然而, 从血液流动不足的薄尾静脉中获得足够的血量并不总是容易的。在这种情况下, 皮肤通常被切开, 静脉被柳叶刀穿透, 或者尾巴的末端被剃须刀迅速取出。
该方案旨在改进使用真空采血系统从小鼠采集血液的方法, 该系统需要真空采血管、蝶针和眼镜放大镜。这种真空血液取样系统通常用于收集患者的血液样本, 在日常临床实践中 10。在眼镜放大镜的帮助下, 尾巴静脉的完美穿刺点更容易定位。当针头的尖端插入尾静脉时, 由于负压, 血液会自动流入真空管。从尾静脉取出针头后, 由于真空, 导管堵塞的血液会流入收集的真空管。
以下提示对于该方法的成功应用非常重要。首先, 每只老鼠的体重应达到或超过40克, 以减少穿刺和获得足够血液的难度。其次, 在血液收集失败的情况下, 实验者应尝试慢慢拔掉针头, 直到血液继续流出。第三, 重要的是要延长尾巴, 以避免血液采样过程中的任何运动。轻轻握住针头有助于保持针尖在静脉中, 因为老鼠尾巴移动。第四, 如果血液在采集过程中停止流出, 应及时调整针头角度。为了避免针刺中的凝血, 如果血液在15秒后停止流出, 则应选择另一个穿刺位置。最后, 建议两名操作人员在使用这一技术收集小鼠血液时进行合作。
总之, 采用真空采血方法在小鼠身上是安全、可行、易于实践的。这种方法可以频繁地从非麻醉小鼠身上取样有足够血量的血液。
Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
这项工作得到了中国湖北省自然科学基金赠款的支持 [批准号: 2018cfb761]。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Double-pointed needle | Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China | 20163151718 | 22G (0.7 mm x 25 mm) |
| Eyeglass magnifier | Vergroberung | 1.5x | |
| Normal salt diet for mice | Mice received a normal salt diet (0.3% NaCl) throughout the study. | ||
| Plastic holder | Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China | 35-45 g rat hoder | |
| SPSS software for statistical analysis | SPSS Inc, Chicago; USA | Version 17.0. | |
| Syringe | Shandong wego Medical polymer products co. LTD., China | 20160911A | 1 mL (Matching needle size: 0.45×16RW LB) |
| Vacuum blood collection system | Wuhan Zhi Yuan, medical science and technology co., LTD, China | 20171222 | 1 mL (Φ12.4×L75) |
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