Summary
Это исследование сообщает забор крови из Вены хвост у мышей с использованием системы трубки вакуум-экстракции с линзы лупы. Наш метод легко практику и могут быть использованы для выборки повторить крови мышей.
Abstract
Коллекция образцов крови является основой экспериментальных исследований на животных. Это имеет важное значение для получения адекватного крови для различных научно-исследовательских целей. Хвост вен мышей малы, и это иногда трудно получить необходимые кровь объем обычных прокол методами. Это исследование расследует превосходство проб неоднократные крови из вен хвост мышей через использование механотронное крови коллекции системы и линзы лупы (экспериментальная группа) по сравнению с обычными крови методами (обычные группы) , исполненная новичков и экспертов, соответственно. С помощью линзы лупы кончик иглы бабочка вставляется в духе хвост каждой мыши в опытной группе. Когда Вену проникли успешно, образец крови собирается в трубки вакуумные коллекции путем вставки резиновые конца Бабочка иглы в вакуумной пробирки. Поршень затем используется для сбора крови без помощи линзы лупы в группе обычных. Успех ставки сбора образцов крови начинающих и экспертов было показано 70% против 100% (p < 0.01) в экспериментальной группе и 35% против 85% (p < 0.01) в группе обычных. Для новичков, так и экспертов раз прокол, необходимых для получения требуемых крови были значительно ниже в экспериментальной группе, по сравнению с обычными группы (2,40 ± 0,75 против 2,90 ± 0.31, p < 0,05; 1,15 ± 0,37 против 1.55 ± 0,76, p < 0,05). В заключение метод отбора проб представленных крови является осуществимым и легко практике и позволяет частой выборки объемов адекватных крови от мышей наркозом.
Introduction
Забор крови из животных, участвующих в экспериментах методика фундаментальных исследований. Есть несколько доступных методов для сбора крови от мышей, в том числе хвост СНиПы и проколов сердца, ретро орбиталь сплетения, яремную Вену, хвостового вен и верхней полой вены. В идеале крови должны быть собраны в минимально инвазивной манере, с минимальным воздействием на здоровье животных. Однако наиболее часто используемые методы часто причиняют животных стресс и может повлиять на результаты исследований1. Сбор крови от ретро орбиталь сплетения может использоваться для получения достаточного объема крови от мыши2. Однако это может привести к повреждению тяжелых тканей и не допускает получения крови неоднократно в короткое время интервалов3.
Хвостового Вены это превосходное место для сбора крови, которая причиняет минимальной травмы на мышей. Однако хвост вен мышей тонкие, и иногда бывает трудно получить достаточно крови через обычные Пункционным методом. В некоторых случаях для получения объема требуемой крови необходимы повторные пункции. Анестезия также часто рекомендуется для облегчения забора крови из вен хвост мышей. Кроме того скальпель, прямой край бритвой или ножницами может быть необходимо удалить концы хвостов для получения образцов крови требуется4. Мы уже ранее сообщали коллекции успешного крови из вен хвост крысы не беспокоить по системе сбора образца механотронное крови, которая снижает риск заражения крови и избежать необходимости повторные пункции5. Это исследование сообщает аналогичный метод сбора крови мышей наркозом.
Protocol
1. Животноводство
- Используйте 12 неделя старый Куньмин мышей.
Примечание: Мы использовали мышей (n = 40, 20 мужчин, 37-46 г, означает 42.38 ± 2.39 g) от экспериментальных животных центр Tongji медицинский колледж. - Дом мышей при стандартных условиях с бесплатным доступом к продовольствию и питьевой воде. Держите две мыши в клетке2 530 см с древесной стружки постельные принадлежности.
- Поддерживать комнатной температуре между 21-23 °C.
- Кормить мышей с нормальной диете соль (0,3% NaCl) на протяжении всего исследования.
2. кровь проб
- Подготовьте следующее оборудование: вакуумной трубки (1 мл), Бабочка иглы, линзы лупы и запретительных держателя. Разместите их на поверхность стерильные (рис. 1).
- Поместите мышь в пластиковый держатель запретительного и мыть его хвост с теплой водой (20-30 °C). Протрите хвост с 70% этанол насыщенный ватные шарики для расширения вен. Выберите правой или левой хвост Вену для забора крови. Аккуратно возьмите Нижняя часть хвоста и держать хвост прямо во время сбора образцов крови.
- Сбор крови. Если сравнение методов, сбора крови в две группы: «экспериментальные» группы, используя процедуры, мы разработали, представленные ниже, и «обычных» группы с помощью обычного метода, также представлены ниже.
- Экспериментальный сборник:
- Надевайте линзы лупы для улучшения просмотра для прокола Вены хвост. Вставьте один из боковых хвост вен в положении примерно половину расстояния дистально от кончика хвоста Ангел примерно 10°, переход к основанию хвоста для нескольких образцов кончик иглы бабочка 22 G.
- Вставьте конец резиновой Бабочка иглы в вакуумной пробирки для сбора крови (рис. 2).
Примечание: Если кровь останавливается, выливается во время сбора крови, угол игла должна быть быстро скорректирована. Чтобы избежать коагуляции крови в иглу, еще один прокол положение следует выбирать если кровь останавливается, пропуская вне после 15 s.
- Обычный метод:
- Вставьте иглу, подключенных к шприц в одну из боковых жилок примерно одна треть расстояния дистально от кончика хвоста.
- Когда появляется кровь в ступице, потяните поршень медленно для сбора крови (рис. 3)7.
Примечание: Для дальнейшего выяснения последствий различной опыт сбора крови, начинающих и экспертов были выбраны для сбора проб крови с использованием экспериментальных и обычных методов одновременно.
- Экспериментальный сборник:
- После сбора крови удалите иглу и нажмите на точку прокола, чтобы остановить кровотечение. Затем отпустите кнопку мыши из держателя запретительного и вернуть указатель мыши к своей клетке.
Примечание: Сообщалось, что до 10% всего крови объем могут быть безопасно удалены от здоровых животных на 2 недели интервалы8, так что около 175 мкл крови была собрана каждый раз в соответствии с этическими принципами. - Используйте трубы с ЭДТА для сбора плазмы и использовать пробирки для сбора сыворотки. Аккуратно перевернуть трубку несколько раз и положил их на льду по вертикали.
- Центрифугуйте образцы пробирки в охлажденных центрифуги на 1000 g x 10 мин для отделения сыворотки и плазмы.
Примечание: Успешное крови определяется как получение объем 175 мкл каждый раз. Не более чем три проколы, должно выполняться, и коллекцию неудачных крови определяется как общего объема крови менее 175 мкл после третьего прокола. Продолжительность проб определяется как время от пункции Вены хвост для удаления иглы после забора крови. - Сбор крови дважды с интервалом 2 недели8.
3. Статистический анализ
- Использование коммерчески доступных статистического программного обеспечения для анализа. Представить данные как среднее значение ± стандартное отклонение, с помощью p < 0,05 как отсечки для статистической значимости.
Representative Results
Массы, тела крови коллекции томов и выборки длительностей двух групп
Дважды каждые 2 недели в каждой группе из 20 мышей (10 мужчин) были собраны пробы крови. Массы тела Средний мышей был похож между экспериментальной и обычных групп для новичков и экспертов, соответственно (42.40 g ± 1,42 г против 42.65 g ± 1.14 g, p > 0.05; 42.55 g ± 2,91 g против 43.20 g ± 2,69 г, p > 0.05). Объемы собранной крови и длительности выборки были похожи между двумя группами экспертов (184.25 ± 11,95 мкл мкл vs. 171.75 мкл ± 25.61 мкл, p > 0.05; 1,85 мин ± 0,68 мин против 2.17 мин ± 0,80 мин, p > 0.05). Однако более высокие объемы собранной крови и коротких длительностей выборки были замечены в экспериментальной группе, по сравнению с обычными группы в начинающих (172.00 мкл ± 15.17 мкл против 148.50 мкл ± 30.22 мкл, p < 0,01; 3.11 мин ± 0,44 мин против 4.08 мин ± 0,61 мин, p < 0.01). По сравнению с новичков, эксперты собрали более высоких объемах крови и показан ниже выборки раз с использованием экспериментальных и обычных методов (184.25 ± 11,95 мкл мкл против 172.00 мкл ± 15.17 мкл, p < 0,01 171.75 мкл ± 25.61 мкл против 148.50 мкл ± 30.22 мкл, p < 0,05; 1,85 мин ± 0,68 мин против 3.11 мин ± 0,44 мин, p < 0,01; 2.17 мин ± 0,80 мин против 4.08 мин ± 0,61 мин, p < 0,05) (Таблица 1).
Показатели успеха и прокол раз двух групп
Сравнение показателей успеха между новичков и экспертов было 70% (14/20) против 100% (20/20) (p < 0.01), в экспериментальной группе и 35% (7/20) — 85% (17/20) (p < 0.01) в группе обычных. Более высокие показатели были также замечены в экспериментальной группе, по сравнению с обычными группы в начинающих [(14/20) 70% против 35% (7/20), p < 0,05]. В обоих новичков и экспертов количество проколов был значительно ниже в экспериментальной группе, по сравнению с обычными группы (2,40 ± 0,75 против 2,90 ± 0.31, p < 0,05; 1,15 ± 0,37 против 1.55 ± 0,76, p < 0,05). По сравнению с новичков, Нижняя раз прокол для экспертов были замечены с использованием экспериментальных и обычных методов. (1,15 ± 0,37 против 2,40 ± 0,75, p < 0,01; 1.55 ± 0,76 против 2,90 ± 0.31, p < 0,01) (Таблица 1).
Рисунок 1: оборудование. Изображены 1 мл вакуумной пробирки и 22 G Бабочка иглы (слева), линзы лупы (в середине) и пластиковая запретительных (справа). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 2: успешный крови коллекции в экспериментальной группе. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 3: успешный крови коллекции в группе обычных. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
| Экспериментальная группа | Обычные группы | |||
| новичок | Эксперт | новичок | Эксперт | |
| Масса тела (g) | 42.4±1.42 | 42.55±2.91 | 42.65±1.14 | 43.20±2.69 |
| Объем собранной крови (мкл) | 172.00±15.17 | 184.25±11.95# | 148.50±30.22* | 171.75±25.61# |
| Выборки длительность (мин) | 3.11±0.44 | 1.85±0.68# | 4.08±0.61* | 2.17±0.80# |
| Время сбора крови | 20 | 20 | 20 | 20 |
| Среднее количество проколов | 2.40±0.75 | 1.15±0.37# | 2.90±0.31* | 1.55±0.76## * |
| Один раз прокол | 3 | 17 | 0 | 12 |
| Прокол в два раза | 6 | 3 | 2 | 5 |
| Прокол в три раза | 5 | 0 | 5 | 0 |
| Не удалось | 6 | 0 | 13 | 3 |
| Показатель успеха | 70% | 100%# | 35%* | 85%# |
Таблица 1: сравнение результатов между экспериментальной и обычными группами. * p < 0,05, ** p < 0.01, экспериментальный метод против обычного метода. #p < 0,05, ##p < 0.01, новичок или эксперт.
Discussion
Настоящее исследование описывает метод коллекции легко научиться крови мышей, который превосходит обычные методы. Во-первых этот метод может быть легко освоен с высокий уровень успеха. Во-вторых он основывается на принципе вакуумные отрицательное давление и позволяет для непрерывного нанесения крови с меньшим риском воздействия прямого крови, что также снижает вероятность загрязнения и гемолиз9. В-третьих этот метод является осуществимым для частых проб крови с адекватные объемы от мышей за короткий период времени для различных научно-исследовательских целей. Кроме того процедура причиняет только минимальной травмы на мышей, и забора крови могут быть выполнены без применения обезболивающих средств; Таким образом можно избежать влияния реакции на стресс и анестетиков на образцы крови.
Хвост вен является превосходное местоположение для забора крови согласно утвержденным протоколом7. Однако это не всегда легко получить достаточный объем крови из вен тонкий хвост с низкой кровь потоками. В этом случае кожа является обычно разрезали и вен пронизана Ланцет, или конца хвоста удаляется быстро бритвой.
Этот протокол направлен на совершенствование методологии сбора крови от мышей с использованием системы сбора механотронное крови, которая требует вакуумной пробирки образца, Бабочка иглы и линзы лупы. Эта система выборки механотронное крови обычно используется для сбора проб крови у пациентов в повседневной клинической практике10. С помощью линзы лупы точкой идеальный прокола Вены хвост легче найти. Когда кончик иглы вставляется в Вену хвост, в вакуумной трубки из-за отрицательного давления автоматически прольется кровь. После снятия иглу из Вены хвост, кровь, которая блокируется в катетер будет поступать в собирая ламповый вследствие вакуума.
Следующие советы имеют важное значение для успешного применения метода. Во-первых, вес тела каждой мыши должно быть 40 g или выше, чтобы уменьшить сложность прокола и получение достаточно крови. Во-вторых в случае неудачной крови коллекции, экспериментаторов должны попытаться снять иглу медленно до тех пор, пока продолжает вытекать кровь. В-третьих крайне важно распространить хвост, чтобы избежать каких-либо движение во время проб крови. Нежно держа иглу может помочь держать кончик иглы в Вену как хвост движения мыши. В-четвертых если кровь останавливается, выливается во время сбора крови, иглы угол должны корректироваться на своевременной основе. Во избежание свёртывания крови в иглу, еще один прокол позиции должен быть выбран, если кровь останавливается, пропуская вне после 15 s. Наконец сотрудничество двух операторов рекомендуется при использовании этого метода для сбора крови от мышей.
Короче говоря метод сбора принимается механотронное крови для использования в мышей, безопасной, возможно и легко практике. Этот метод позволяет часто проб крови с тома адекватных крови от мышей наркозом.
Disclosures
Авторы не имеют ничего сообщать.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана грантом фонда науки природы из провинции Хубэй, Китай [Грант № 2018CFB761].
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Double-pointed needle | Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China | 20163151718 | 22G (0.7 mm x 25 mm) |
| Eyeglass magnifier | Vergroberung | 1.5x | |
| Normal salt diet for mice | Mice received a normal salt diet (0.3% NaCl) throughout the study. | ||
| Plastic holder | Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China | 35-45 g rat hoder | |
| SPSS software for statistical analysis | SPSS Inc, Chicago; USA | Version 17.0. | |
| Syringe | Shandong wego Medical polymer products co. LTD., China | 20160911A | 1 mL (Matching needle size: 0.45×16RW LB) |
| Vacuum blood collection system | Wuhan Zhi Yuan, medical science and technology co., LTD, China | 20171222 | 1 mL (Φ12.4×L75) |
References
- Grouzmann, E., et al. Blood sampling methodology is crucial for precise measurement of plasma catecholamines concentrations in mice. European Journal of Physiology. 447 (2), 254-258 (2003).
- Heimann, M., Roth, D. R., Ledieu, D., Pfister, R., Classen, W. Sublingual and submandibular blood collection in mice: a comparison of effects on body weight, food consumption and tissue damage. Lab Animal. 44 (4), 352-358 (2010).
- Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage. Lab Animal. 43 (3), 255-260 (2009).
- Hoff, J.
- Zou, W., et al. Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System. Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).
- Kilkenny, C., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution. Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).
- Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).
- Diehl, K. H., et al. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).
- Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter. Academic Emergency Medicine. 20 (11), 1151-1155 (2013).
- Eder, J. M., Cutter, G. R. A new device for collecting cord blood. Obstetrics and Gynecology. 86 (5), 850-852 (1995).
