Summary
Il protocollo qui fornisce un campionamento dinamico dettagliato in tempo reale del fluido extracellulare dall'ippocampo di ratti svegli utilizzando un sistema di microdialisi.
Abstract
Una varietà di malattie del sistema nervoso centrale (SNC) sono associate a cambiamenti nella composizione del fluido extracellulare ippocampale (HECF). Tuttavia, la difficoltà di ottenere HECF in tempo reale da ratti coscienti ha a lungo limitato la valutazione della progressione della malattia del SNC e l'efficacia della terapia etnomedica. Incoraggiante, una tecnica di microdialisi cerebrale può essere utilizzata per il campionamento continuo con i vantaggi dell'osservazione dinamica, dell'analisi quantitativa e di una piccola dimensione del campionamento. Ciò consente il monitoraggio dei cambiamenti nel contenuto di fluido extracellulare per i composti delle erbe tradizionali e dei loro metaboliti nel cervello degli animali viventi. Lo scopo di questo studio era quindi quello di impiantare con precisione una sonda di microdialisi del liquido cerebrospinale nella regione ippocampale dei ratti Sprague Dawley (SD) con un apparato stereotassico cerebrale tridimensionale, tagliando pesi molecolari superiori a 20 kDa. L'HECF di alta qualità è stato quindi ottenuto da ratti coscienti utilizzando un sistema di controllo del campionamento in microdialisi con una frequenza di campionamento regolabile da 2,87 nL / min - 2,98 ml / min. In conclusione, il nostro protocollo fornisce un metodo efficiente, rapido e dinamico per ottenere HECF nei ratti svegli con l'aiuto della tecnologia di microdialisi, che ci offre possibilità illimitate per esplorare ulteriormente la patogenesi delle malattie correlate al SNC e valutare l'efficacia dei farmaci.
Introduction
Le malattie del sistema nervoso centrale (SNC) con elevata morbilità, come le malattie neurodegenerative, le lesioni cerebrali traumatiche, le lesioni cerebrali indotte dall'ipossia ad alta quota e l'ictus ischemico, sono cause cruciali della crescente mortalità in tutto il mondo 1,2,3. Il monitoraggio in tempo reale delle citochine e dei cambiamenti proteici in specifiche regioni del cervello contribuisce all'accuratezza diagnostica delle malattie del SNC e degli studi di farmacocinetica cerebrale dopo i farmaci. La ricerca scientifica tradizionale utilizza l'omogenato del tessuto cerebrale o una raccolta manuale di liquido cerebrale interstiziale animale per la rilevazione di sostanze specifiche e per studi farmacocinetici. Tuttavia, ciò presenta alcune carenze, come una dimensione limitata del campione, l'incapacità di osservare dinamicamente i cambiamenti degli indicatori e una qualità di campionamento non uniforme 4,5,6. Il liquido cerebrospinale, un liquido interstiziale, protegge il cervello e il midollo spinale da danni meccanici. La sua composizione è diversa da quella del siero a causa dell'esistenza della barriera emato-encefalica (BBB)7. L'analisi diretta dei campioni di liquido cerebrospinale è più favorevole alla divulgazione del meccanismo delle lesioni del SNC e alla scoperta di farmaci. Inevitabilmente, i campioni di liquido cerebrospinale, ottenuti manualmente direttamente dalla cisterna magna e dai ventricoli cerebrali attraverso una siringa, presentano svantaggi di contaminazione del sangue, possibilità casuale di raccolta del campione, incertezza della quantità e quasi nessuna possibilità di prelievo multiplo 8,9. Più in particolare, i metodi convenzionali di campionamento dei fluidi cerebrali interstiziali non possono ottenere campioni da regioni cerebrali danneggiate, il che ostacola l'esplorazione della patogenesi delle malattie del SNC in specifiche regioni del cervello e la valutazione dell'efficacia delle terapie etnomediche mirate 9,10.
La microdialisi cerebrale è una tecnica per il campionamento del fluido cerebrale interstiziale negli animali svegli11. Il sistema di microdialisi imita la permeabilità vascolare con l'aiuto di una sonda impiantata nel cervello. La sonda di microdialisi è armata con una membrana semipermeabile e viene impiantata in specifiche regioni del cervello. Dopo la perfusione con liquido cerebrospinale artificiale isotonico (ACSF), il fluido cerebrale interstiziale dializzato può essere raccolto favorevolmente con i benefici di campioni di piccole dimensioni, campionamento continuo e osservazione dinamica12,13. In termini di localizzazione, le sonde di microdialisi cerebrale possono essere impiantate selettivamente in strutture cerebrali o cisterne craniche di interesse14. Un'osservazione di livelli anormali di una sostanza endogena nel liquido extracellulare ippocampale (HECF) suggerisce l'insorgenza di malattie del SNC o la patogenesi della malattia. Diversi studi hanno dimostrato che i biomarcatori per le malattie del SNC, come gli amminoacidi D nella schizofrenia, le proteine β-amiloide e tau nella malattia di Alzheimer, le catene leggere dei neurofilamenti nelle lesioni cerebrali traumatiche e l'ubiquitina carbossi-terminale idrolasi L1 nell'encefalopatia da ischemia ipossica, possono essere analizzati nel liquido cerebrospinale15,16,17 . Un metodo di analisi chimica basato sulla tecnica di campionamento della microdialisi cerebrale può essere utilizzato per monitorare i cambiamenti dinamici di composti esogeni come i principi attivi dell'etnomedicina, che si diffondono e si distribuiscono in specifiche regioni cerebrali14.
Questo articolo presenta il processo specifico di acquisizione dinamica dell'HECF nei ratti svegli e misura la sua pressione osmotica per garantire la qualità del campione.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Il protocollo sperimentale è stato condotto in conformità con i requisiti del Comitato per l'uso di animali da laboratorio e l'uso istituzionale degli animali presso l'Università di medicina tradizionale cinese di Chengdu (numero di registrazione: 2021-11). Per il presente studio sono stati utilizzati ratti maschi di Sprague Dawley (SD) (280 ± 20 g, 6-8 settimane di età).
1. Chirurgia di impianto della sonda di microdialisi cerebrale
- Utilizzare isoflurano al 3% e all'1,5% per l'induzione e il mantenimento dell'anestesia del ratto, rispettivamente, utilizzando un sistema di anestesia animale in una miscela aria-ossigeno a 0,6 L/min. Assicurati che i ratti siano profondamente anestetizzati senza un riflesso del dolore e un riflesso corneale. Utilizzare unguento veterinario sugli occhi per prevenire la secchezza durante l'anestesia.
- Rimuovere la pelliccia sul cranio del ratto anestetizzato con un rasoio elettrico nell'area di preparazione. Quindi, fissare il ratto anestetizzato su un localizzatore cerebrale stereotassico. Disinfettare il sito chirurgico prima dell'operazione applicando povidone-iodio ed etanolo 3x sulla regione dell'intervento chirurgico con un batuffolo di cotone sterile. Applicare bupivacaina topicamente per l'analgesia locale. NOTA: L'intero processo di acquisizione del campione HECF basato sulla microdialisi è illustrato nella Figura 1.
- Fare un'incisione craniofacciale di 1,5 cm nel mezzo con le forbici chirurgiche e rimuovere il periostio usando forbici chirurgiche e pinze oftalmiche.
- Considera il bregma come la posizione basale e perfora l'endocranio per perforare un'apertura di 2 mm nella posizione anteroposteriore (AP) (-2 mm), nella posizione mediolaterale (ML) (-3,5 mm) e nella posizione dorsoventrale (DV) (-3,5 mm) (la regione CA1 dell'ippocampo) usando un trapano cranico.
- Fissare lo stiletto del catetere sulla pinza di un localizzatore cerebrale stereotassico e regolare la posizione dell'involucro di microdialisi nelle posizioni AP (-2 mm), ML (-3,5 mm) e DV (0 mm). Regolare il valore DV del localizzatore stereo cerebrale e impiantare l'involucro di microdialisi nella regione CA1 a una profondità di 3,5 mm.
NOTA: Mantenere la temperatura dell'animale a 37 °C durante l'operazione utilizzando un mantenitore della temperatura animale. - Forare altre tre aperture con un diametro di 2 mm in modo tale che le tre aperture formino un triangolo in cui l'apertura della sonda è posizionata centralmente. L'impianto si avvita nelle aperture ad una profondità di 1 mm.
- Fissare il catetere a sonda con cemento dentale e utilizzare una sutura chirurgica 4-0 per chiudere la pelle. Vedere la Figura 2 per il posizionamento della sonda.
- Metti il topo in gabbia per 7 giorni per recuperare. Infiltrarsi localmente in bupivacaina (1,5 mg/kg) una volta al giorno dopo l'intervento chirurgico. Fornire cibo e acqua ad libitum. Utilizzare colliri ialuronati di sodio 3 volte al giorno per prevenire la secchezza dopo l'operazione.
NOTA: Eseguire tutte le procedure in una sala chirurgica sterile. Non lasciare l'animale incustodito fino a quando non abbia riacquistato sufficiente coscienza per mantenere la reclinazione sternale in una condizione di 37 °C. Non restituire l'animale che ha subito un intervento chirurgico alla compagnia di altri animali fino a quando non si è completamente ristabilito.
2. Connessione del sistema di microdialisi e controllo della sonda
- Collegare la pompa di microdialisi, la microsiringa, il dispositivo di attività sveglia e il raccoglitore di campioni criogenici secondo le istruzioni del produttore. Installare la microsiringa con ACSF sulla pompa per microdialisi e impostare la pompa di microdialisi su una velocità di 1 μL/min per scaricare l'aria nella tubazione.
- Collegare la tubazione e la sonda di microdialisi cerebrale (membrana: PAES; lunghezza della membrana: 4 mm; OD della membrana: 0,5 mm; taglio: 20 kDa; lunghezza dell'albero: 14 mm). Far funzionare la pompa di microdialisi ad una velocità di 1 μL/min per iniettare ACSF nella sonda fino a quando la superficie della sonda è leggermente umida. Immergere la sonda in una soluzione per iniezione di eparina sodica per un uso successivo.
NOTA: Se un grande flusso di ACSF cade dalla membrana semipermeabile della sonda, come si vede ad occhio nudo sotto gravità, sostituire la sonda con una nuova.
3. Raccolta di HECF dal ratto sveglio
- Inserire la sonda di microdialisi cerebrale nel catetere della sonda e posizionare il ratto in una camera (altezza: 360 mm; diametro: 400 mm) con imbottitura per assicurarsi che i ratti siano liberi di muoversi.
- Collegare la tubazione, la pompa della microsiringa e la sonda di microdialisi cerebrale. Imbrigliare il ratto attraverso il foro nella parte superiore del dispositivo di ritenuta del ratto e le girelle in acciaio inossidabile.
- Accendere il controller girevole multicanale per evitare di intrecciare le tubazioni di microdialisi durante il libero movimento del ratto. Accendere la pompa della microsiringa e pompare l'ACSF ad una velocità di 1 μL/min. Raccogliere periodicamente l'HECF dopo un equilibrio di 60 minuti del sistema di raccolta HECF per microdialisi.
- Assicurarsi che la portata dei campioni HECF nel collettore di frazione refrigerata sia coerente con l'infusione di ACSF. Raccogliere 20 μL di HECF e passare automaticamente alla provetta di campionamento successiva. Assicurarsi di verificare se la membrana della sonda è danneggiata durante l'inserimento della sonda.
4. Misurazione della pressione osmotica per l'HECF
- Accendere l'osmometro e accedere al sistema di rilevamento. Fare clic sul pulsante Cal sul touch screen e fare clic sul pulsante Res nella pagina per cancellare la memoria di calibrazione precedente.
- Installare un tubo da 1,5 mL contenente 100 μL di acqua pura senza bolle sulla testa di misurazione. Tirare la testa di misurazione sul fondo del contenitore di idrazina fredda.
- Immettere il campione numero 0 sul touch screen e confermare per eseguire il test. Immergere rapidamente l'ago del diodo nella provetta del campione, quindi estrarlo rapidamente per indurre la cristallizzazione del campione a una temperatura di -6,2 °C.
- Attendi che lo schermo venga visualizzato: premi la misura verso l'alto e fai clic su Cal e Cal 0 a turno per calibrare. Eseguire misurazioni con una soluzione di calibrazione da 300 mOsm e misurare la pressione osmotica dei campioni HECF come descritto sopra.
NOTA: Pulire la testina di misurazione con un tovagliolo di carta morbida dopo la calibrazione o la misurazione. I campioni HECF senza bolle devono essere miscelati bene.
5. Manutenzione del sistema di microdialisi e dei dispositivi dopo il campionamento
- Estrarre la sonda di microdialisi cerebrale dal catetere della sonda dopo la terminazione del campionamento. Immergere la sonda in acqua deionizzata e lavare con acqua deionizzata per 12 ore per rimuovere le deposizioni di sale spiaggiate dalla tubazione e dalla sonda.
- Rimuovere la sonda per metterla in una soluzione di tripsina allo 0,05% a 4 °C. Asciugare le tubazioni in forno ad aria asciutta a 25 °C e conservarle a temperatura ambiente.
NOTA: Le sonde di microdialisi sono costose e questo passaggio può aumentare la riutilizzabilità delle sonde. Le proteine che aderiscono alla superficie della sonda possono essere digerite dalla soluzione di tripsina per evitare che la membrana della sonda venga bloccata dalle proteine e la tripsina non ha avuto alcun effetto sul materiale della sonda.
6. Trattamento degli animali dopo il campionamento
- Dopo il campionamento, eutanasia indolore i ratti facendoli inalare l'1,5% di isoflurano, seguito da un sovradosaggio di isoflurano al 5% in conformità con l'etica animale.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Seguendo il protocollo sperimentale di cui sopra e i parametri di campionamento stabiliti nella Tabella 1, è stato ottenuto HECF di ratto simile all'acqua, incolore e trasparente alla frequenza di campionamento impostata (Figura 1K). La pressione osmotica dell'HECF di ratto ottenuto era 290-310 mOsm/L, che può indirettamente garantire la qualità dei campioni18,19.
Figura 1: HECF di ratto raccolto utilizzando l'apparecchiatura di campionamento della microdialisi . (A,B) Il sistema di anestesia animale e l'apparato stereotassico con display digitale sono stati utilizzati per anestetizzare e immobilizzare i ratti. (C) Provetta di raccolta del campionamento per sistema di microdialisi. (D) La struttura anatomica cranica del ratto mostrava chiaramente il bregma e la sutura lambdoidale. (E) Lo stiletto del catetere e la sonda di microdialisi cerebrale, che mostra la membrana di dialisi e l'albero in acciaio della sonda. (F) Il cavalletto fisso in vitro della sonda di microdialisi è stato applicato per conservare e pulire le sonde. (G) Erogazione di liquido a quattro siringhe della pompa a siringa. (H, I) Le girelle in acciaio inossidabile e il controller girevole multicanale sul sistema per animali in movimento libero. J) Collettore di frazioni refrigerate a due canali. (K) HECF di ratto ottenuto mediante microdialisi. (L) Cisterna per la libera circolazione dei ratti. (M) Componenti correlati del sistema di campionamento in microdialisi-. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 2: Diagramma schematico della sonda di microdialisi cerebrale incorporata nella regione dell'ippocampo del cervello del ratto. Tre aperture formano un triangolo e l'orifizio della sonda è situato centralmente. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
| Elementi dei parametri | Valore |
| Velocità di perfusione | 1 μL/min |
| Frequenza di campionamento | 1 μL/min |
| Temperatura di campionamento | 4 °C |
Tabella 1: Impostare i parametri per il sistema di campionamento del liquido cerebrospinale in microdialisi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
La patogenesi delle malattie del SNC non è ancora completamente compresa, il che ostacola lo sviluppo di nuove terapie e farmaci. Gli studi hanno dimostrato che la maggior parte delle malattie del SNC sono strettamente correlate alle lesioni ippocampali20,21,22. La tecnica di microdialisi cerebrale proposta può colpire regioni specifiche del cervello, in particolare l'ippocampo, che lo distingue dall'approccio tradizionale di raccolta di HECF. Le sonde vengono posizionate nella regione CA1 del cervello del ratto attraverso un intervento chirurgico di impianto per separare molecole di dimensioni specifiche mediante diffusione passiva di una membrana artificiale. L'impianto della sonda è un passaggio cruciale in cui qualsiasi danno alla sonda e qualsiasi danno locale del tessuto cerebrale, come proteine, aggregati23, che potrebbero essere stati causati dall'impianto della sonda, porterà al fallimento dell'esperimento o ad un aumento dell'imprecisione della misurazione. Pertanto, è essenziale verificare l'integrità della sonda e dare all'animale un adeguato periodo di recupero dopo l'intervento chirurgico di impianto della sonda di microdialisi.
Negli ultimi anni, l'uso dell'etnomedicina per curare le malattie cerebrali è cresciuto24,25. Il metodo tradizionale per ottenere il liquido cerebrospinale e il liquido interstiziale nel cervello è per lo più un evento una tantum con un'alta probabilità di contaminazione del sangue 8,9. Soprattutto, è impossibile osservare i cambiamenti dinamici dei farmaci e dei loro metaboliti nel corpo. Come tecnica di campionamento online per organismi svegli, la microdialisi cerebrale ha le caratteristiche di essere in vivo, minimamente invasiva, una piccola dimensione del campione, in tempo reale e dinamica, che compensa i difetti dei metodi di campionamento tradizionali26. In combinazione con la moderna tecnologia di analisi e rilevamento, l'analisi qualitativa e quantitativa dei fattori di malattia e dei componenti dei farmaci può essere condotta in modo più accurato27. In generale, è di grande importanza introdurre la microdialisi cerebrale per lo studio delle malattie cerebrali e rivelare il meccanismo d'azione dell'etnomedicina.
La tecnica di campionamento in microdialisi in vitro di HECF può essere applicata alla prevenzione e al trattamento delle malattie del SNC con farmaci. Le lesioni cerebrali secondarie che comportano cambiamenti nella composizione dell'HECF sono la principale causa di aumento della mortalità per lesioni cerebrali ischemiche ipossiche e lesioni cerebrali traumatiche. In risposta, l'analisi dell'HECF basata sulla tecnologia di microdialisi cerebrale può diagnosticare dinamicamente i biomarcatori precoci di queste malattie del SNC per ridurre la morbilità e la mortalità, nonché migliorare la prognosi28,29. Dopo il trattamento, la concentrazione del farmaco nel tessuto cerebrale viene determinata di routine misurando il tessuto cerebrale intero omogeneizzato durante gli studi preclinici, ma l'osservazione diretta della concentrazione nelle regioni cerebrali specifiche non può essere eseguita. Per ovviare a questo, le concentrazioni di farmaci e i marcatori patologici in specifiche regioni del cervello possono essere analizzati quantitativamente in combinazione con tecniche di campionamento di microdialisi cerebrale30. In particolare per le erbe etniche multicomponente, l'analisi chimica basata sul campionamento della microdialisi cerebrale potrebbe focalizzare e scoprire il mistero della composizione-regione cerebrale-meccanismi nel trattamento delle malattie del SNC31,32. Inoltre, i cambiamenti nel colore, nella trasparenza e nella pressione osmotica dell'HECF del ratto possono verificarsi in diversi stati patologici, come emorragia cerebrale, tumori cerebrali e meningite. Utilizzando HPLC o spettrometria di massa, i ricercatori possono determinare i cambiamenti nella composizione dell'HECF in diverse encefalopatie.
In generale, la tecnologia di campionamento della microdialisi cerebrale può facilitare lo studio del meccanismo patologico delle malattie del SNC e lo sviluppo di nuovi farmaci. Tuttavia, ulteriori vincoli che devono essere superati per un'applicazione efficace del sistema includono il danno al tessuto circostante dopo l'inserimento della sonda di microdialisi nella regione mirata del cervello, la possibilità di distruzione della BBB e il trasferimento di massa limitato attraverso la membrana14,33,34. In conclusione, la tecnologia di microdialisi cerebrale ha ampie prospettive di applicazione nell'esplorazione della patogenesi del SNC e nello sviluppo di nuovi farmaci.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato sostenuto dalla National Natural Science Foundation of China (82104533), dal Dipartimento di Scienza e Tecnologia della Provincia del Sichuan (2021YJ0175) e dalla China Postdoctoral Science Foundation (2020M683273). Gli autori desiderano ringraziare Yuncheng Hong, ingegnere senior delle attrezzature presso Tri-Angels D&H Trading Pte. Ltd. (Singapore) per la fornitura di servizi tecnici per la tecnica di microdialisi.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Air-drying oven | Suzhou Great Electronic Equipment Co., Ltd | GHG-9240A | |
| Animal anesthesia system | Rayward Life Technology Co., Ltd | R500IE | |
| Animal temperature maintainer | Rayward Life Technology Co., Ltd | 69020 | |
| Artificial cerebrospinal fluid | Beijing leagene biotech. Co., Ltd | CZ0522 | |
| Brain microdialysis probe | CMA Microdialysis AB | T56518 | |
| Catheter | CMA Microdialysis AB | T56518 | |
| Covance infusion harness | Instech Laboratories, Inc. | CIH95 | |
| Denture base resins | Shanghai Eryi Zhang Jiang Biomaterials Co., Ltd | 190732 | |
| Electric cranial drill | Rayward Life Technology Co., Ltd | 78001 | |
| Electric shaver | Rayward Life Technology Co., Ltd | CP-5200 | |
| Free movement tank for animals | CMA Microdialysis AB | CMA120 | |
| Heparin sodium injection | Chengdu Haitong Pharmaceutical Co., Ltd | H51021208 | |
| Iodophor | Sichuan Lekang Pharmaceutical Accessories Co., Ltd | 202201 | |
| Isofluran | Rayward Life Technology Co., Ltd | R510-22 | |
| Microdialysis catheter stylet | CMA Microdialysis AB | 8011205 | |
| Microdialysis collection tube | CMA Microdialysis AB | 7431100 | |
| Microdialysis collector | CMA Microdialysis AB | CMA4004 | |
| Microdialysis fep tubing | CMA Microdialysis AB | 3409501 | |
| Microdialysis in vitro stand | CMA Microdialysis AB | CMA130 | |
| Microdialysis microinjection pump | CMA Microdialysis AB | 788130 | |
| Microdialysis syringe (1.0 mL) | CMA Microdialysis AB | 8309020 | |
| Microdialysis tubing adapter | CMA Microdialysis AB | 3409500 | |
| Non-absorbable surgical sutures | Shanghai Tianqing Biological Materials Co., Ltd | S19004 | |
| Ophthalmic forceps | Rayward Life Technology Co., Ltd | F12016-15 | |
| Osmometer | Löser | OM 807 | |
| Sodium hyaluronate eye drops | URSAPHARM Arzneimittel GmbH | H20150150 | |
| Stereotaxie apparatus | Rayward Life Technology Co., Ltd | 68025 | |
| Surgical scissors | Rayward Life Technology Co., Ltd | S14014-15 | |
| Surgical scissors | Shanghai Bingyu Fluid technology Co., Ltd | BY-103 | |
| Syringe needle | CMA Microdialysis AB | T56518 | |
| Trypsin solution | Boster Biological Technology, Ltd. |
PYG0107 | |
| Ultrasonic cleaner | Guangdong Goote Ultrasonic Co., Ltd | KMH1-240W8101 |
References
- Erkkinen, M. G., Kim, M. O., Geschwind, M. D. Clinical neurology and epidemiology of the major neurodegenerative diseases. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 10 (4), 033118 (2018).
- Salehi, A., Zhang, J. H., Obenaus, A. Response of the cerebral vasculature following traumatic brain injury. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 37 (7), 2320-2339 (2017).
- Kurtzman, R. A. em3, Caruso, J. L.
- Matsumoto, T., et al. Pharmacokinetic study of Ninjin'yoeito: Absorption and brain distribution of Ninjin'yoeito ingredients in mice. Journal of Ethnopharmacology. 279, 114332 (2021).
- Mahat, M. Y., et al. An improved method of transcutaneous cisterna magna puncture for cerebrospinal fluid sampling in rats. Journal of Neuroscience Methods. 211 (2), 272-279 (2012).
- Ceaglio, N., et al. High performance collection of cerebrospinal fluid in rats: evaluation of erythropoietin penetration after osmotic opening of the blood-brain barrier. Journal of Neuroscience Methods. 219 (1), 70-75 (2013).
- Bothwell, S. W., Janigro, D., Patabendige, A. Cerebrospinal fluid dynamics and intracranial pressure elevation in neurological diseases. Fluids and Barriers of the CNS. 16 (1), 9 (2019).
- Barthel, L., et al. A step-by-step guide for microsurgical collection of uncontaminated cerebrospinal fluid from rat cisterna magna. Journal of Neuroscience Methods. 352, 109085 (2021).
- Zhao, Y., Yang, Y., Wang, D. X., Wang, J., Gao, W. Y. Cerebrospinal fluid amino acid metabolite signatures of diabetic cognitive dysfunction based on targeted mass spectrometry. Journal of Alzheimer's Disease. 86 (4), 1655-1665 (2022).
- Lim, N. K., et al. An improved method for collection of cerebrospinal fluid from anesthetized mice. Journal of Visualized Experiments. (133), e56774 (2018).
- Hendrickx, S., et al. A sensitive capillary LC-UV method for the simultaneous analysis of olanzapine, chlorpromazine and their FMO-mediated N-oxidation products in brain microdialysates. Talanta. 162, 268-277 (2017).
- Chefer, V. I., Thompson, A. C., Zapata, A., Shippenberg, T. S.
- Hammarlund-Udenaes, M. Microdialysis as an important technique in systems pharmacology-a historical and methodological review. The AAPS Journal. 19 (5), 1294-1303 (2017).
- Anderzhanova, E., Wotjak, C. T. Brain microdialysis and its applications in experimental neurochemistry. Cell and Tissue Research. 354 (1), 27-39 (2013).
- Mohammadi, A., Rashidi, E., Amooeian, V. G. Brain, blood, cerebrospinal fluid, and serum biomarkers in schizophrenia. Psychiatry Research. 265, 25-38 (2018).
- Lashley, T., et al. Molecular biomarkers of Alzheimer's disease: progress and prospects. Disease Models & Mechanisms. 11 (5), 031781 (2018).
- Kawata, K., Tierney, R., Langford, D. Blood and cerebrospinal fluid biomarkers. Handbook of Clinical Neurology. 158, 217-233 (2018).
- Zhao, Q. P., et al. Protective effects of dehydrocostuslactone on rat hippocampal slice injury induced by oxygen-glucose deprivation/reoxygenation. International Journal of Molecular Medicine. 42 (2), 1190-1198 (2018).
- Wang, X. B. Protective effects of dehydrocostuslactone on oxygen-glucose deprivation injury in rat hippocampal slices. , Ningxia Medical University. Master's thesis (2017).
- Coimbra-Costa, D., Alva, N., Duran, M., Carbonell, T., Rama, R. Oxidative stress and apoptosis after acute respiratory hypoxia and reoxygenation in rat brain. Redox Biology. 12, 216-225 (2017).
- Liu, H. Y., Chou, K. H., Chen, W. T.
- Toda, T., Parylak, S. L., Linker, S. B., Gage, F. H. The role of adult hippocampal neurogenesis in brain health and disease. Molecular Psychiatry. 24 (1), 67-87 (2019).
- Wang, P., Lo Cascio, F., Gao, J., Kayed, R., Huang, X. F., F, X. Binding and neurotoxicity mitigation of toxic tau oligomers by synthetic heparin like oligosaccharides. Chemical Communications. 54 (72), 10120-10123 (2018).
- Han, J. Y., Li, Q., Ma, Z. Z., Fan, J. Y. Effects and mechanisms of compound Chinese medicine and major ingredients on microcirculatory dysfunction and organ injury induced by ischemia/reperfusion. Pharmacology & Therapeutics. 177, 146-173 (2017).
- Peng, T. M., et al. Anti-inflammatory effects of traditional Chinese medicines on preclinical in vivo models of brain ischemia-reperfusion-injury: Prospects for neuroprotective drug discovery and therapy. Frontiers in Pharmacology. 10, 204 (2019).
- König, M., Thinnes, A., Klein, J. Microdialysis and its use in behavioural studies: Focus on acetylcholine. Journal of Neuroscience Methods. 300, 206-215 (2018).
- Liu, M. Z., Wang, P., Yu, X. M., Dong, G. C., Yue, J. Intracerebral microdialysis coupled to LC-MS/MS for the determination tramadol and its major pharmacologically active metabolite O-desmethyltramadol in rat brain microdialysates. Drug Testing and Analysis. 9 (8), 1243-1250 (2017).
- de Lima Oliveira, M., et al. Cerebral microdialysis in traumatic brain injury and subarachnoid hemorrhage: state of the art. Neurocritical Care. 21 (1), 152-162 (2014).
- Amiridze, N., Dang, Y., Brown, O. R. Hydroxyl radicals detected via brain microdialysis in rats breathing air and during hyperbaric oxygen convulsions. Redox Report. 4 (4), 165-170 (1999).
- Chang, H. Y., Morrow, K., Bonacquisti, E., Zhang, W., Shah, D. K. Antibody pharmacokinetics in rat brain determined using microdialysis. MABS. 10 (6), 843-853 (2018).
- Wan, H. Y., et al. Pharmacokinetics of seven major active components of Mahuang decoction in rat blood and brain by LC-MS/MS coupled to microdialysis sampling. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 393 (8), 1559-1571 (2020).
- Zheng, H. Z., et al. Pharmacokinetic analysis of Huangqi Guizhi Wuwu decoction on blood and brain tissue in rats with normal and cerebral ischemia-reperfusion Injury by microdialysis with HPLC-MS/MS. Drug Design Development and Therapy. 14, 2877-2888 (2020).
- Bongaerts, J., et al. Sensitive targeted methods for brain metabolomic studies in microdialysis samples. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 161, 192-205 (2018).
- Zhang, Y. Q., Jiang, N., Yetisen, A. K.
