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Bioengineering

Geração de itenócitos derivados de células-tronco pluripotentes induzidos via superexpressão combinada de escleraxis e tensão uniaxial 2D

Published: March 1, 2024 doi: 10.3791/65837
Automatic Translation
1,2,3, 1,2,3, 1,2,3,4,5
1Orthopaedic Stem Cell Research Laboratory, Cedars-Sinai Medical Center, 2Board of Governors Regenerative Medicine Institute, Cedars-Sinai Medical Center, 3Department of Biomedical Sciences, Cedars-Sinai Medical Center, 4Department of Orthopedics, Cedars-Sinai Medical Center, 5Department of Surgery, Cedars-Sinai Medical Center

Summary

Este artigo descreve um procedimento para produzir iTenócitos gerando células estromais mesenquimais derivadas de iPSC com superexpressão combinada de Scleraxis usando um vetor lentiviral e estiramento uniaxial através de um biorreator 2D.

Abstract

Os desafios atuais no reparo de tendões e ligamentos requerem a identificação de um candidato adequado e eficaz para a terapia baseada em células para promover a regeneração tendínea. Células estromais mesenquimais (CTMs) têm sido exploradas como uma potencial estratégia de engenharia tecidual para reparo tendíneo. Embora sejam multipotentes e tenham potencial regenerativo in vivo, são limitados em sua capacidade de autorrenovação e exibem heterogeneidade fenotípica. As células-tronco pluripotentes induzidas (iPSCs) podem contornar essas limitações devido à sua alta capacidade de autorrenovação e plasticidade de desenvolvimento incomparável. No desenvolvimento de tenócitos, a Scleraxis (Scx) é um regulador molecular direto crucial da diferenciação tendínea. Além disso, a mecanoregulação tem se mostrado um elemento central que orienta o desenvolvimento e a cicatrização do tendão embrionário. Como tal, desenvolvemos um protocolo para encapsular o efeito sinérgico da estimulação biológica e mecânica que pode ser essencial para a geração de tenócitos. As iPSCs foram induzidas a se tornarem células estromais mesenquimais (iMSCs) e foram caracterizadas com marcadores clássicos de células estromais mesenquimais via citometria de fluxo. Em seguida, usando um vetor lentiviral, as iMSCs foram transduzidas para SCX superexpressas estavelmente (iMSCSCX+). Essas célulasiMSC SCX+ podem ser posteriormente amadurecidas em iTenócitos via carga de tração uniaxial usando um biorreator 2D. As células resultantes foram caracterizadas observando-se a suprarregulação dos marcadores tendinosos precoce e tardio, bem como a deposição de colágeno. Este método de geração de iTenócitos pode ser usado para auxiliar os pesquisadores no desenvolvimento de uma fonte alogênica alogênica potencialmente ilimitada para aplicações de terapia celular de tendão.

Introduction

Para resolver as questões contemporâneas no reparo de tendões e ligamentos, há um requisito para um candidato celular pertinente adequado para terapias baseadas em células. Uma via de investigação em engenharia tecidual para reparo tendíneo envolve a exploração de células estromais mesenquimais derivadas da medula óssea (CTMs-MO) e células estromais derivadas do tecido adiposo (CTAs) como estratégias potenciais. Essas células têm capacidade multipotente, grande abundância e potencial regenerativo in vivo. Além disso, demonstraram maior capacidade de cicatrização e melhora dos resultados funcionais em modelos animais1. No entanto, essas células exibem capacidades restritas de auto-renovação, diversidade fenotípica e, notadamente, capacidade limitada de formação de tendões. A tecnologia de células-tronco pluripotentes induzidas (iPSC) oferece uma solução para essas restrições devido à sua notável capacidade de auto-renovação e adaptabilidade de desenvolvimento incomparável. Nossa equipe de pesquisa e outros conseguiram diferenciar com sucesso as iPSCs em entidades mesenquimais estromais semelhantes a células (iMSCs)2,3. Como tal, as iMSCs têm o potencial de ser uma fonte alogênica para aplicações de terapia com células tendíneas.

A escleraxis (SCX) é um fator de transcrição essencial para o desenvolvimento tendíneo e é considerada o marcador detectável mais precoce para tenócitos diferenciados. Além disso, a SCX ativa marcadores de diferenciação tendínea a jusante, incluindo colágeno tipo 1a1 (COL1a1), moicano (MKX) e tenomodulina (TNMD), entre outros 4,5,6. Outros genes expressos durante a maturação tendínea incluem o membro 3 da família de proteínas promotoras da polimerização da tubulina (TPPP3) e o receptor alfa do fator de crescimento derivado de plaquetas (PDGFRa)7. Embora esses genes sejam essenciais para o desenvolvimento e maturação tendínea, infelizmente não são exclusivos do tecido tendíneo e são expressos em outros tecidos musculoesqueléticos, como osso oucartilagem5,7.

Além da expressão de marcadores durante o desenvolvimento tendíneo, a mecanoestimulação é um elemento essencial para o desenvolvimento e cicatrização do tendão embrionário 4,5,6. Os tendões são mecanoresponsivos e seus padrões de crescimento mudam em resposta ao ambiente. Em nível molecular, pistas biomecânicas afetam o desenvolvimento, maturação, manutenção e respostas cicatriciais dos tenócitos8. Vários sistemas de biorreatores têm sido utilizados para modelar cargas fisiológicas e pistas biomecânicas. Alguns desses sistemas modelo incluem carregamento tecidual ex vivo, sistemas de carregamento de células 2D aplicando tensão biaxial ou uniaxial e sistemas 3D usando scaffolds e hidrogéis 9,10. Os sistemas 2D são vantajosos quando se estudam os efeitos da estimulação mecânica sobre genes tendão-específicos ou a morfologia das células no contexto do destino celular, enquanto sistemas 3D podem replicar com mais precisão as interações célula-MEC 9,10.

Em sistemas de carregamento 2D, a deformação entre as células e o substrato de cultura é homogênea, o que significa que a carga aplicada no citoesqueleto das células pode ser totalmente controlada. Em comparação com a carga biaxial, a carga uniaxial é fisiologicamente mais relevante, uma vez que os tenócitos são predominantemente submetidos à carga uniaxial dos feixes de colágeno in vivo9. Verifica-se que, durante as atividades diárias, os tendões são submetidos a cargas uniaxiais de tração de até 6%de deformação11. Especificamente, estudos prévios verificaram que a carga dentro das faixas fisiológicas de 4%-5% demonstrou promover diferenciação tenogênica ao preservar a expressão de marcadores relacionados ao tendão como SCX e TNMD, bem como aumentar a produção de colágeno 9,10. Cepas acima de 10% podem ser traumaticamente relevantes, mas não fisiologicamente relevantes12,13.

Aqui, é apresentado um protocolo que leva em consideração o efeito sinérgico da estimulação mecânica e biológica que pode ser essencial para a geração de tenócitos. Inicialmente, descrevemos um método reprodutível para induzir iPSCs em iMSCs via exposição de curto prazo de corpos embrionários a fatores de crescimento, confirmado por marcadores de superfície de CTM usando citometria de fluxo. Em seguida, detalhamos um método de transdução lentiviral para projetar iMSCs para ter superexpressão estável de SCX (iMSCSCX+). Para maior maturação celular, as iMSCSCX+ são semeadas em placas de silicone revestidas com fibronectina e submetidas a um protocolo de tensão uniaxial otimizado usando o biorreator CellScale MCFX. O potencial tenogênico foi confirmado pela observação da suprarregulação de marcadores tendinosos precoces e tardios, bem como da deposição de colágeno14. Este método de geração de iTenócitos é uma prova de conceito que pode oferecer uma fonte alogênica ilimitada para aplicações de terapia celular de tendão.

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Protocol

Este protocolo de produção de iTenócitos pode ser realizado em três etapas principais: iPSCs para iMSCs (10 dias), iMSC para iMSCSCX+ (2 semanas), iMSCSCX+ para iTenócitos (mínimo 4 dias). Cada etapa principal do protocolo pode ser pausada e reiniciada posteriormente, dependendo do cronograma experimental. Para os métodos envolvidos com a cultura de células, técnicas estéreis devem ser empregadas. Todas as células deste protocolo devem ser cultivadas a 37 °C, 5% CO2 e 95% de umidade.

1. Indução humana de iPSC em células estromais mesenquimais induzidas (iMSCs)

  1. Preparação do experimento
    1. Preparar o meio Iscove's Modified Dulbecco's Medium - Embryoid Bodies (IMDM-EB).
      1. Suplemente 50 mL de meio basal IMDM com 8,5 mL de reposição sérica knock-out, 500 μL de aminoácidos não essenciais Minimal Essential Medium (MEM), 0,385 μL (estoque de 110 mM) de beta-mercaptoetanol e 500 μL de solução antibiótico-antimicótica (AAS) (concentrações finais: 17%, 1%, 110 μM, 1%, respectivamente) (ver Tabela de Materiais).
    2. Preparar meios de células estromais mesenquimais (CTM).
      1. Suplemento 440 mL de meio Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) com 50 mL de soro fetal bovino (FBS), 5 mL de solução antibiótico-antimicótica (AAS) e 5 mL de L-glutamina (concentrações finais: 10%, 1%, 2 mM, respectivamente).
    3. Preparar placas revestidas de poli(2-hidroxietil metacrilato) (poli-HEMA).
      1. Adicione 10 g do poli-HEMA (ver Tabela de Materiais) a um frasco estéril.
      2. Adicione um agitador magnético ao frasco e, enquanto agita, adicione lentamente 500 mL de EtOH 95%.
      3. Uma vez que todo o EtOH tenha sido adicionado, ligue o modo de agitação a 1200 rpm com calor baixo adicional por pelo menos 6 h. A solução de poli-HEMA pode ser armazenada à temperatura ambiente por até um ano.
      4. Em condições estéreis, adicionar 2,5 μg/cm2 em 9 mL a um balão T75. Ajustar o volume de acordo com o tamanho do recipiente de cultura.
      5. Mantendo a esterilidade, deixe os recipientes secarem ao ar para que o EtOH evapore completamente antes do uso. Isso geralmente leva 24-72 h.
    4. Preparar frascos revestidos com gelatina.
      1. Lave um frasco de vidro com NaOH e dedique-o à preparação da gelatina. Não use detergente.
      2. Preparar solução de gelatina a 1% (5 g de gelatina e 500 ml de água isenta de endotoxinas). Autoclave o frasco de vidro com a solução de gelatina por 30 min.
      3. Deixe a solução de gelatina esfriar e ela pode ser armazenada à temperatura ambiente.
      4. Cobrir um frasco T75 com 5 mL de solução de gelatina por frasco e incubar por pelo menos 1 h antes da semeadura das células. Frascos revestidos com gelatina podem ser preparados com 1 dia de antecedência.
    5. Prepare o tampão de classificação de células ativadas por fluorescência (FACS).
      1. Misturar PBS com albumina de soro bovino a 2% e azida sódica a 0,1%. Conservar a 4 °C.
  2. Geração de corpos embrionários (EBs)
    NOTA: As iPSCs devem ser cultivadas em uma placa de 6 poços e devem atingir 70%-80% de confluência antes do uso.
    1. No dia 0, levar uma placa de PCR de fundo transparente 384 no capuz de cultura de tecidos e UV por 15 minutos sem tampa.
    2. Retire o meio de crescimento das iPSCs (consulte Tabela de Materiais) e lave os poços com PBS.
    3. Adicionar 0,5 ml de reagente de dissociação celular suave pré-aquecido (ver Tabela de Materiais) a cada poço e incubar durante 5 minutos a 37 °C. Observe as células a cada 5 min até que as iPSCs se tornem células únicas ou pequenos agregados levantados em suspensão.
    4. Ressuspendeu a suspensão celular com uma pipeta de 1 mL para garantir uma suspensão de célula única.
    5. Centrifugar as células a 300 x g durante 5 minutos à temperatura ambiente.
    6. Remover o sobrenadante, ressuspender em meio IMDM-EB (passo 1.1.1) e contar as células viáveis usando um hemocitômetro ou um contador de células.
    7. Calcular o volume apropriado de suspensão celular necessário para atingir 5.000-25.000 células por poço da placa de 384 poços com 25 μL de suspensão celular por poço.
      NOTA: Geralmente, 2-3 poços confluentes (70%-80%) de uma placa de 6 poços podem fazer EBs em uma placa de 384 poços. O tamanho das células por EB será determinado empiricamente. Para uma placa inteira de 384 poços, devem ser usados 9,6 mL de suspensão celular, 25 μL por poço.
    8. Centrifugar as células novamente a 300 x g durante 5 minutos à temperatura ambiente.
    9. Remover o sobrenadante e ressuspender as células num volume adequado de meio IMDM-EB e 10 μM de dicloridrato de Y-27632 (stock: 10 mM, 1000x, ver Tabela de Materiais) num tubo cónico pré-refrigerado de 15 ml.
    10. Adicione a matriz da membrana basal solubilizada a frio (1 mg por placa de 384 poços de EBs) ao cônico (ver Tabela de Materiais).
    11. Distribuir 25 μL da suspensão celular para cada poço. Coloque uma tampa estéril sobre a placa e gire a 450 x g a 4 °C durante 7 min. Incubar a 37 °C durante 48 h.
    12. No dia 2, transferir as células para uma placa de 100 mm com 3 mL de meio IMDM-EB pré-aquecido.
    13. Transferir os EBs para frascos T75 revestidos com poli-HEMA com 10 mL de IMDM-EB. Ajustar o volume de acordo com o tamanho do recipiente de cultura. Deixe os EBs crescerem por 3 dias.
    14. No 5º dia, transferir os EBs para frascos T75 preparados revestidos com gelatina com 10 mL de meio IMDM-EB. Ajustar o volume de acordo com o tamanho do recipiente de cultura. Crescer os EBs por mais 3 dias em suspensão.
    15. No dia 8, certifique-se de que dois tipos de EBs sejam observados: EBs que estão aderidos ao frasco e EBs não aderidos. Lave os EBs não conectados do frasco com PBS.
    16. Aos EBs anexados, adicione o meio IMDM-EB suplementado com TGFβ-1 (10 ng/mL) (ver Tabela de Materiais) e deixe-os crescer por 2 dias.
    17. No dia 10, troque o meio para o meio MSC. As células devem ser alimentadas duas vezes por semana. Uma vez 70% confluentes, prossiga para o "Protocolo de células de elevação padrão" para replacar células. Replaquear as células em placas revestidas com gelatina.
  3. Protocolo padrão de células de elevação
    1. Uma vez que as células aderentes tenham atingido 70% de confluência, aspirar o meio de crescimento das placas e lavar com PBS.
    2. Levantar as células adicionando 5 mL de tripsina 0,25% pré-aquecida a cada placa de 150 mm e incubar por 5 min a 37 °C. Ajustar o volume de tripsina de acordo com o tamanho do vaso de cultura.
    3. Sob um microscópio, verifique se a maioria das células foi retirada de cada placa. Se ainda houver células conectadas, toque suavemente nas laterais das placas para desalojar as células.
    4. Coletar as células em um tubo cônico adicionando o dobro do volume do meio de crescimento pré-aquecido.
    5. Centrifugar as células à temperatura ambiente durante 5 min a 300 x g. Remova o sobrenadante e prossiga para as próximas etapas.
  4. Avaliação por citometria de fluxo para expressão de marcadores de CTM
    NOTA: CTMs humanas, como CTMs de medula óssea, devem ser usadas como controle positivo.
    1. Execute o "Protocolo de células de elevação padrão" (etapa 1.3).
    2. Ressuspender o sobrenadante com 3 mL de tampão FACS e transferir todo o volume para tubos FACS.
    3. Centrifugar à temperatura ambiente durante 5 min a 300 x g. Repita a etapa de lavagem com o tampão FACS mais duas vezes.
    4. Para os tubos corados, adicione 2 μL de CD90-FITC anti-humano de ratinho, CD44-APC anti-humano de ratinho e CD105-PE anti-humano (ver Tabela de Materiais) e incube durante 45 minutos a 4 °C.
    5. Aos tubos de controle do isotipo, adicionar 20 μL de IgG2a-FITC de camundongo, IgG1-PB de camundongo e IgG1-PE de camundongo (ver Tabela de Materiais).
    6. Incubar no escuro a 4 °C durante 15 minutos. Lavar todos os tubos adicionando 3 mL de tampão FACS e centrifugando por 5 min a 300 x g (à temperatura ambiente). Ressuspender as células em 250 μL de tampão FACS para cada tubo.
    7. Analisar a expressão dos marcadores de superfície das CTMs por meio da citometria de fluxo14. Os comprimentos de onda de excitação e emissão devem ser: CD90-FITC, pico de excitação em 495 nm e pico de emissão em 519 nm; CD44-APC, pico de excitação em 640 e pico de emissão em 660 nm; CD105-PE, pico de excitação a 561 nm e pico de emissão a 574 nm.

2. Passagem e expansão do iMSC

  1. Preparação de reagentes
    1. Prepare a mídia de congelamento MSC.
      1. Combinar 30 mL de DMEM de baixa glicose, 5 mL de DMSO e 15 mL de FBS (concentrações finais: 60%, 10%, 30%, respectivamente.)
      2. Filtrar a solução utilizando um filtro estéril de 0,45 μm. Conservar a 4 °C.
  2. Passagem
    NOTA: Após a indução, as iMSCs devem ser cultivadas em placas revestidas com gelatina por mais 2 passagens antes de serem desmamadas para crescer em placas de cultura de tecidos plásticos. Além disso, as células devem ser passadas com uma razão de divisão de 1:3 quando 70% confluentes.
    1. Execute o "Protocolo de células de elevação padrão" (etapa 1.3).
    2. Ressuspender as células em meio MSC e distribuir igualmente as células em três novas placas de 150 mm de frascos T175 com 20 mL de meio por frasco. Retorne as células a 37 °C.
    3. Alimente as células duas vezes por semana, substituindo o meio de crescimento por meio MSC pré-aquecido.
  3. Congelação
    1. Execute o "Protocolo de células de elevação padrão".
    2. Ressuspender as células em 1 mL de meio de congelamento MSC. Adicionar o 1 ml de suspensão celular a um criovial e conservar num recipiente de congelação durante 24 h a -80 °C antes de transferir para azoto líquido para armazenamento a longo prazo.
  4. Descongelar
    1. Preparar 10 mL de meio MSC pré-aquecido em um tubo cônico de 15 mL.
    2. Recupere o criovial, mergulhe-o em banho-maria a 37 °C e gire até que uma bola de gelo do tamanho de uma ervilha permaneça (aproximadamente 1-2 min).
    3. Na capa de cultura celular, adicione lentamente 1 mL do meio pré-aquecido ao criovial e pipete para cima e para baixo para misturar.
    4. Transferir a suspensão celular do criovial para o tubo cônico preparado de 15 mL com meio pré-aquecido e centrifugar por 5 min a 300 x g (à temperatura ambiente).
    5. Retire o sobrenadante e ressuspenda com meio fresco. Adicionar a suspensão celular a uma placa de 150 mm com um volume total de 20 ml. Ajustar o volume de acordo com o tamanho do frasco de cultura.
    6. Incubar as células a 37 °C até estarem prontas para se dividirem.

3. Engenharia genética de iMSCs para superexpressar SCX usando transdução lentiviral

Observação : esta seção do protocolo leva duas semanas para ser concluída.

  1. Preparação de meios e reagentes
    1. Preparar mídia celular HEK293T/17.
      1. Suplemento de 445 mL de Meio Essencial Mínimo de Eagle (EMEM) com 50 mL de FBS e 5 mL de EAA (concentrações finais: 10%, 1%, respectivamente).
    2. Preparar mídia de embalagem de lenti MSC.
      1. Preparar o soro inativado pelo calor aquecendo 50 mL de FBS à temperatura ambiente em banho-maria de 60 °C por 30 min.
      2. Combinar 445 mL de DMEM de baixa glicose com o FBS inativado pelo calor e 5 mL de L-glutamina (concentrações finais: 10%, 2 mM, respectivamente.)
    3. Preparar complexo de transfecção.
      1. Permitir que componentes complexos de transfecção (ver Tabela de Materiais) descongelem no gelo: plasmídeos de embalagem VSV-G e Delta, plasmídeo SCX e BioT15,16.
      2. Vórtice suavemente e gire para baixo os plasmídeos. Medir as concentrações de DNA.
      3. Com base nas concentrações de DNA e no número de frascos destinados à transfecção, calcular o volume de cada componente necessário: para um frasco T75, o complexo de transfecção consistirá de 750 μL de meio livre de soro (como DMEM ou PBS sem soro), 7,5 μg de plasmídeo SCX, 0,75 μg de plasmídeo VSV-G, 6,75 μg de plasmídeo Delta e 22,5 μL de BioT. Considere extra para erro de pipetagem.
      4. Misture pipetando suavemente para cima e para baixo. Gire brevemente em uma centrífuga. Incubar à temperatura ambiente durante 15 minutos e utilizar imediatamente.
  2. Transfecção e produção de lentivirais
    ATENÇÃO: A partir do dia 3, o protocolo envolve o trabalho com lentivírus e, portanto, o trabalho deve ser realizado usando procedimentos operacionais de nível de contenção 2+. Os trabalhadores devem usar equipamentos de proteção individual, incluindo duas camadas de luvas, coberturas de pulso, óculos de segurança, máscara e calças compridas e sapatos fechados. Todos os resíduos e materiais, incluindo pontas de pipetas, frascos e meio líquido, devem ser descontaminados com água sanitária (hipoclorito de sódio final a 1%) por pelo menos 20 min. Não use o vácuo.
    1. Sementes HEK293T/17 células.
      1. Aproximadamente 18-24 h antes da transfecção (dia 0), levantar e plaquear as células 293T em frascos T75. Os volumes seguintes assumem T75 como o vaso de cultura. Ajustar o volume de acordo com o vaso de cultura celular utilizado.
      2. Retire o meio de cultura dos frascos e lave com 5 mL de PBS.
        NOTA: As células levantam-se facilmente da superfície do frasco. Adicionar PBS ao lado do balão e evitar a adição directa de solução às células.
      3. Adicionar 3 mL de tripsina 0,25% pré-aquecida a cada frasco e incubar a 37 °C por 5 min. Recolher as células num tubo cónico e centrifugar à temperatura ambiente durante 5 minutos a 300 x g.
      4. Remova o sobrenadante, ressuspenda em meio 293T e conte as células viáveis usando um hemocitômetro ou um contador de células.
      5. Plaquear as células a 5,3 x 104 células/cm2 e incubar a 37 °C durante a noite.
      6. No dia seguinte (dia 1), prepare o complexo de transfecção. Substitua o meio de crescimento das células por 5 ml de meio de embalagem de lenti MSC pré-aquecido (passo 3.1.2).
      7. Adicione o complexo de transfecção gota a gota às células. Incline suavemente o prato para garantir a exposição uniforme do complexo de transfecção às células. Retornar as células à incubadora por 48 h.
        NOTA: A toxicidade deve ser observada após 24 h (dia 2).
      8. Após 48 h (dia 3), coletar cuidadosamente o meio contendo vírus em um tubo cônico separado usando uma pipeta e centrifugar por 5 min a 300 x g (à temperatura ambiente).
      9. Adicionar 5 mL de meio de embalagem de lente MSC pré-aquecido ao frasco T75 de células 293T e retornar à incubadora durante a noite.
      10. Após a centrifugação, filtrar o sobrenadante com um filtro estéril de 0,45 μm pipetando diretamente o sobrenadante através do filtro. Conservar o meio contendo vírus a 4 °C durante a noite.
      11. Após mais 24 h (dia 4), mais uma vez coletar cuidadosamente o meio contendo vírus em um tubo cônico separado usando uma pipeta e centrifugar por 5 min a 300 x g (à temperatura ambiente).
      12. Combine o vírus com o vírus do dia de coleta anterior e misture para garantir uma solução homogênea. Neste ponto, o protocolo pode ser pausado e reiniciado posteriormente, dependendo do cronograma experimental. O lentivírus pode ser aliquotado e congelado a -80 °C, ou o lentivírus pode ser armazenado no gelo enquanto se procede com a "Transdução de iMSCs com SCX" (passo 3.3).
        NOTA: Uma vez que as alíquotas de lentivírus são congeladas e descongeladas, não congele novamente.
  3. Transdução de iMSCs com SCX
    1. Realizar transdução da placa de titulação.
      1. No dia 0, realize o "Protocolo padrão de células de elevação".
      2. Ressuspender as células em meio MSC e contar as células viáveis usando um hemocitômetro ou um contador de células.
      3. Em uma placa de 6 poços, adicione 4 x 103 células/cm2. Replaquear o restante em uma placa extra de 150 mm com 20 mL de meio MSC (esta será a placa controle). Incubar as células durante 24 h a 37 °C.
      4. No dia seguinte (dia 1), as células devem estar ~40% confluentes. Pré-aquecer o meio de crescimento da embalagem de lente e descongelar o polibreno e aproximadamente 3 mL de lentivírus no gelo (ou, se feito no mesmo dia da coleta do vírus, armazenar no gelo até o uso).
      5. Adicionar meio de crescimento de lenti e lentivírus aos poços com base nos títulos desejados (ou seja, 12,5%, 25%, 50%, 75%, 100%). Adicionar 0,5 μL de polibreno para atingir uma concentração final de 5 μg/ml (concentração de reserva: 10 mg/ml, ver Tabela de Materiais).
      6. Gire a placa ao redor para garantir uma exposição uniforme a todas as células. Retornar a placa à incubadora a 37 °C por 48 h.
    2. Avaliar a eficiência do título de lentivírus SCX com citometria de fluxo.
      1. Após 48 h, realizar o "Protocolo de células de elevação padrão".
      2. Ressuspender as células em PBS e contar as células viáveis usando um hemocitômetro ou contador de células. Centrifugar as células à temperatura ambiente durante 5 min a 300 x g.
      3. Retire o sobrenadante e ressuspenda-o em 3 mL de tampão FACS para lavar. Transfira a suspensão celular para tubos de citometria de fluxo e centrifuga por 5 min a 300 x g.
      4. Repetir a lavagem do tampão FACS mais duas vezes e ressuspender os pellets de célula final em 300 μL de tampão FACS. Avaliar a expressão de GFP para cada título usando uma máquina de citometria de fluxo.
      5. Com base nos títulos e contagens de viabilidade celular, determinar o título de lentivírus apropriado para prosseguir com a transdução. Neste ponto, o protocolo pode ser pausado e reiniciado posteriormente, dependendo do cronograma experimental.
    3. Realizar transdução SCX em larga escala.
      NOTA: Os volumes listados são por placa de 1x 150 mm ou 1x frasco T175. Isso pode ser ajustado de acordo com o tamanho desejado do vaso e a escala de transdução.
      1. No dia 0, realize o "Protocolo padrão de células de elevação".
      2. Ressuspender as células em meio MSC e contar as células viáveis usando um hemocitômetro ou um contador de células. Semeando as células a 4 x 103 células/cm2. Incubar as células durante 24 h a 37 °C.
      3. No dia seguinte (dia 1), as células devem estar ~40% confluentes. Pré-aqueça o meio de crescimento da embalagem de lente e descongele o polibreno e a quantidade pré-calculada de lentivírus no gelo.
      4. Com base no título decidido, adicione a quantidade desejada de meio de crescimento de lenti e lentivírus aos poços. Adicionar 5 μg/mL de polibreno (concentração estoque: 10 mg/mL).
      5. No dia 3, observar as células em microscópio fluorescente. O iMSCSCX+ recém-produzido deve fluorescer GFP. Substitua o meio contendo vírus por mídia MSC pré-aquecida. Neste ponto, o protocolo pode ser pausado e reiniciado posteriormente, dependendo do cronograma experimental.

4. Passagem e expansão do iMSCSCX+

  1. Execute a passagem, expansão, congelamento e descongelamento do iMSCSCX+ seguindo o mesmo que para iMSCs, conforme descrito na etapa 2 do protocolo.

5. Carregamento mecânico

NOTA: Esta seção leva um mínimo de 4 dias, mas pode ser mais longa, dependendo se a contração celular é observada.

  1. Preparação do experimento
    1. Prepare as placas de silicone.
      1. Autoclave 2 placas de silicone (ver Tabela de Materiais). Depois, em condições estéreis, retirar as placas de silicone do saco de autoclave e colocá-las em placas de 150 mm.
      2. Combinar 130 μL de fibronectina (100x, ver Tabela de Materiais) com 13 mL de PBS estéril em um tubo cônico de 15 mL. Inverta o tubo várias vezes para misturar.
      3. Adicionar 400 μL de solução de fibronectina a cada poço das placas de silicone. Incubar as placas a 37 °C durante um mínimo de 2 h ou durante a noite.
      4. Antes do uso, aspirar a solução de fibronectina e deixar as placas secarem ao ar na capela de cultura celular por pelo menos 30 minutos para deixar a solução de fibronectina evaporar completamente.
        NOTA: A solução de fibronectina pode ser removida dos poços antes do tempo, e as placas agora revestidas podem ficar a 37 °C por até algumas semanas até o uso.
    2. Prepare a mídia de alongamento do MSC.
      1. Preparar o meio de alongamento MSC adicionando 140 μL de ácido ascórbico (estoque: 100x, concentração final: 50 μg/mL) a 14 mL de meio MSC pré-aquecido em um tubo cônico de 15 mL.
        NOTA: O ácido ascórbico deve ser adicionado fresco à mídia MSC antes de cada alteração de mídia.
  2. Semeadura de iMSCSCX+ em placas de silicone
    1. Execute o "Protocolo de células de elevação padrão" (etapa 1.3).
    2. Ressuspender as células em meio MSC e contar as células viáveis usando um hemocitômetro ou um contador de células.
    3. Calcular o volume de suspensão celular necessário para obter 1,25 x 104 células/cm2.
    4. Remova esse volume de meio elástico MSC do tubo cônico de 15 mL. Adicione as células de destino. Inverter para homogênea a nova suspensão celular.
    5. Adicione 400 μL da nova suspensão celular a cada poço de ambas as placas de silicone.
    6. Recolocar a tampa nas placas de 150 mm e devolvê-las à incubadora a 37 °C por 24 h.
  3. Tensão uniaxial
    1. No dia seguinte, enxaguar o aparelho de alongamento (ver Tabela de Materiais) com ddH2O seguido de etanol 70%. Limpe o aparelho, coloque-o na capa de cultura celular e UV por 15 minutos.
    2. Recupere as placas semeadas e verifique se os poços estão bem aderidos às células.
    3. Deixe uma placa na incubadora (controle estático) e coloque a placa de silicone de segunda semente no aparelho de alongamento, alinhando os parafusos com os orifícios na placa de silicone. Substitua a tampa do aparelho para garantir a esterilidade.
    4. Fixar o aparelho com a placa de silicone semeada à fonte electrónica (ver Tabela de Materiais) e colocá-lo na incubadora a 37 °C.
    5. No programa, definir o protocolo de alongamento cíclico para 4% de tensão senoidal, 0,5 Hz, 2 h por dia. Comece o alongamento pressionando o botão Iniciar uma vez. O alongamento deve começar imediatamente.
    6. Estique as células por um mínimo de 3 dias. Monitore as células diariamente e pare o protocolo de alongamento se a contração celular puder ser observada. Mude a mídia para uma nova mídia de alongamento do MSC a cada dois dias.

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Representative Results

Diferenciação de iPSCs humanas para iMSCs
Como descrito anteriormente, o protocolo atual para diferenciar iPSCs em iMSCs envolve a formação de corpos embrionários2. Esse processo leva aproximadamente dez dias para induzir iMSCs a partir de iPSCs (Figura 1A). No entanto, é altamente recomendável passar pelos iMSCs recém-gerados pelo menos duas vezes. Isso não só ajuda a eliminar a necessidade de placas revestidas com gelatina, mas também estabelece a expressão estável de CTM. A quantificação por citometria de fluxo, realizada após seis passagens após a diferenciação, demonstra uma população celular quase pura com alta expressão de marcadores clássicos de superfície das CTM, incluindo CD44 (83,1%), CD90 (88,4%) e CD105 (99,2%)17,18 (Figura 1B). Em termos morfológicos, as CTMs devem assemelhar-se muito às CTMs de medula óssea, apresentando-se alongadas e semelhantes a fibroblastos (Figura 1C).

Engenharia genética de iMSCs para superexpressão de SCX usando transdução lentiviral
Lentivírus foram produzidos pela transfecção de células HEK293T/17 com o vetor pLenti-C-mGFP, no qual SCXB foi inserido para expressar SCX-GFP+, juntamente com dois plasmídeos de empacotamento. As transfecções foram realizadas pelo método BioT15,16 com uma relação de 1,5:1 de BioT (μl) para DNA (μg).

HEK293T/17 células foram semeadas a uma densidade de 5,3 x 104 células/cm2 18-24 h antes da transfecção. No momento da transfecção, as células devem atingir 80%-95% de confluência para evitar títulos de baixa eficiência (Figura 2B1, esquerda). Dentro de 24 h após a adição do coquetel de plasmídeos, alguma toxicidade foi observada, que atingiu o pico em 48 h (Figura 2B2). Como o vetor lentiviral da SCX é conjugado à GFP, a expressão da GFP deve ser observável após 48 h (Figura 2B3). A presença de alta toxicidade combinada com a expressão de GFP é um indicador confiável de sucesso na transfecção. Os lentivírus foram coletados em 48 h e 72 h, e a eficiência da transdução foi avaliada por citometria de fluxo e análise de expressão gênica. A intensidade absoluta de células positivas para GFP foi utilizada como proxy para integrações SCX, sendo significativamente maior nos títulos mais altos (Figura 3A). A eficiência da transdução, medida como a porcentagem de células SCX-GFP+ , demonstrou um efeito dose-resposta baseado na carga lentiviral (Figura 3B). A citometria de fluxo das iMSCSCX+ em diferentes passagens também mostrou alta estabilidade, sem alterações nos níveis de expressão transgênica ou na proporção de células transduzidas (Figura 3C). Além disso, após 4 semanas de cultura regular sem triagem, o iMSCSCX+ manteve a superexpressão estável de SCX (Figura 3D). A transdução em larga escala foi realizada com base no título, utilizando-se lentivírus a 75% (Figura 2C).

Carregamento mecânico do iMSCSCX+
As células iMSCSCX+ foram semeadas em placas de silicone deformáveis a uma densidade celular de 1,25 x 104 células/cm2 (Figura 4A,B) para permitir a fixação celular antes de iniciar o protocolo de alongamento. A densidade final de semeadura foi otimizada para evitar o crescimento excessivo de monocamadas. É importante notar que densidades de semeadura excessivamente altas resultaram em contração celular prematura e morte celular precoce (Figura 4D). Para o grupo controle estático, as células foram plaqueadas em placas idênticas, mas sem sofrer qualquer alongamento. As células iMSCSCX+ foram submetidas ao alongamento em biorreator 2D por no mínimo três dias, até sete dias, com deformação uniaxial de 4% e 0,5 Hz por 2 h por dia. Esse regime de alongamento é consistente com o que tem sido descrito como fisiologicamenterelevante9. Após vários dias de alongamento, pode-se observar algum grau de organização celular em relação ao grupo estático, que apresentou organização celular aleatória (Figura 4C). A coloração com faloidina dos filamentos de actina destaca ainda mais como as células parecem crescer perpendicularmente à direção do estiramento, em contraste com a organização celular aleatória observada nas placas estáticas (Figura 4E). Para caracterizar os iTenócitos recém-gerados, células foram coletadas aos três e sete dias para análise da expressão gênica, conforme previamente relatado14. A análise da expressão gênica revela que as célulasSCX+ das iMSC são mecanoresponsivas, pois há um aumento significativo na regulação de genes tenogênicos (SCX, THBS4, COL1a1, BGN, MKX e TPPP3)5,7,19,20 tanto em três quanto em sete dias, em comparação com apenas as iMSCs no dia 0 (Figura 5A). Além disso, a deposição de colágeno na camada média após 7 dias de alongamento foi significativamente maior no grupoiMSC SCX+ esticado em comparação com todos os outros grupos (Figura 5B).

Figure 1
Figura 1: Esquema de diferenciação das iMSC e caracterização da citometria de fluxo. (A) Esquema geral da geração de iTenócitos e cronograma para indução de iMSC. Reproduzido com permissão de Papalamprou A. et al.14. (B) A quantificação por citometria de fluxo mostra uma alta porcentagem de células expressando marcadores clássicos de superfície de CTM para CTMs derivadas de iPSC após 6 passagens após a diferenciação. Adaptado com permissão de Sheyn D. et al.2. (C) Imagens de contraste de fase das células após a diferenciação demonstram morfologia semelhante à dos fibroblastos. Barra de escala = 200 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: Esquema de produção do iMSCSCX+ . (A) Esquema geral de transfecção usando vetor de lentivírus SCX de2ª geração e transdução de iMSCs. Reproduzido com permissão de Papalamprou A. et al.14. (B1) HEK293T/17 células antes da adição do coquetel de plasmídeos. (B2) HEK293T/17 células, após 48 h, expressam GFP e apresentam toxicidade. (B3) A expressão de GFP que pode ser observada em células HEK293T/17 indica sucesso na transfecção. (C) As células iMSCSCX+ geradas (com título de 75%) expressam SCX-GFP+ nos núcleos. Barras de escala = 400 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: Determinação da eficiência da transdução com citometria de fluxo e expressão gênica. A intensidade absoluta de células positivas para GFP foi usada como proxy para integrações SCX usando citometria de fluxo. Os títulos vetoriais foram validados por citometria de fluxo para todas as células para avaliar MOI lentiviral. (A) Fluorescência absoluta por título de vírus. (B) Eficiência de transdução avaliada como a porcentagem de células SCX-GFP+ . Um efeito dose-resposta da carga lentiviral na eficiência da transdução foi observado quando os resultados de fluxo foram apresentados como uma porcentagem de células GFP+. MOI, multiplicidade de infecção, n = 3 transduções independentes. A ANOVA one-way foi utilizada para comparar os títulos; os dados são médios ± DP; *p < 0,05. (C) A citometria de fluxo do iMSCSCX+ após várias rodadas de passagem indica que não há alteração no nível de expressão estável de transgênicos e nenhuma alteração na proporção de células transduzidas. Nota-se que as iMSCs transduzidas com títulos de 100% pararam de se dividir em P3. (D) iMSCs transduzidas com vetor lentivírus SCX-GFP+ (75%, MOI = 2,9 e5 TU/mL) e avaliadas a expressão gênica de SCX em 4 semanas de cultura regular sem triagem. A expressão de SCX foi significativamente aumentada em iMSCSCX+, mostrando superexpressão estável de SCX após 4 semanas. UT, unidades de transdução; dados são médios ± DP, **p > 0,01. Reproduzido com permissão de Papalamprou A. et al.14. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4: iMSCSCX+ semeado em um biorreator 2D e submetido a estiramento cíclico. (A) Biorreator 2D esquemático. Reproduzido com permissão de Papalamprou A. et al.12. (B) As células são primeiramente semeadas em placas flexíveis de silicone e incubadas a 37 °C para permitir a fixação antes do estiramento cíclico no biorreator 2D. (C) iMSCSCX+ foram estiradas em biorreator 2D por até 7 dias. Para os controles estáticos, as células foram plaqueadas em placas idênticas, mas sem alongamento. (C1) A placa de controle estático após 7 dias exibe arranjo estocástico das células. (C2) A placa esticada após 7 dias mostra relativamente mais organização celular. (D) Três exemplos do que não deve ser observado. Quando a densidade de semeadura celular é muito alta ou as células foram esticadas por muitos dias, as células começam a se destacar. (D1) As células estão apenas ligeiramente crescidas. As setas amarelas indicam o início da contração celular prematura. (D2) Nível moderado de crescimento excessivo. As células começam a se desprender da placa. (D3) Nível severo de crescimento excessivo. As células não estão mais crescendo em monocamada e formaram estruturas 3D. Barras de escala pretas = 400 μm. Barras brancas = 1000 μm. (E) Após 7 dias de estiramento (ou em cultura para a placa estática), as células foram fixadas com faloidina para filamentos de actina (vermelho) e contracoradas com DAPI para núcleos (azul). Barras brancas = 200 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5: Estimulação da expressão gênica de marcadores tenogênicos por superexpressão de Scx e estiramento uniaxial em biorreator 2D. (A) iMSCSCX+ foram esticadas em biorreator 2D por 7 dias. Para os controles estáticos, as células foram plaqueadas em placas idênticas, mas sem alongamento. Análises de expressão gênica revelam que iMSCSCX+ é mecanoresponsiva. ND = sem detecção. A ANOVA one-way foi usada para comparar a expressão gênica em cada momento vs. d0º. N = 8/grupo. (B) Deposição de colágeno após 7 dias de estiramento no biorreator 2D. Os dados são médios ± DP; n = 8/grupo; *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001. Reproduzido com permissão de Papalamprou A. et al.12. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Discussion

Neste protocolo, os iTenócitos são gerados através de três etapas principais: (1) indução de iPSCs para iMSCs, (2) superexpressão de SCX usando um vetor lentiviral e (3) maturação das células através de tensão uniaxial 2D.

O protocolo apresentado para diferenciar iPSCs em iMSCs foi previamente descrito por nosso grupo2. Desde essa publicação, vários protocolos foram desenvolvidos, incluindo um protocolo estabelecido para o uso de iMSCs em ensaios clínicos 21,22,23, bem como kits de diferenciação disponíveis comercialmente. Uma revisão do potencial de trilinhagem das iMSCs também foi investigada anteriormente2. Embora as metodologias difiram, todos os protocolos enfatizam a necessidade de expansão pós-diferenciação das iMSCs por várias passagens para garantir a expressão estável dos marcadores de superfície das CTM. Nesta fase, o uso de uma razão de divisão de 1:3 em aproximadamente 70% de confluência resultará em uma placa relativamente confluente dentro de 4-6 dias após a passagem.

Ao selecionar o título ideal para transdução, é crucial encontrar um equilíbrio entre a viabilidade e a eficiência da célula. Embora as iMSCs transduzidas com o título de 100% possam mostrar o nível mais alto de células SCX-GFP positivas, é importante notar que essas células deixaram de se dividir três passagens após a transdução (Figura 3C), possivelmente devido à toxicidade induzida pelo DNA. Portanto, é aconselhável usar um título inferior a 100%. Antes de semear as placas de silicone, recomenda-se reavaliar os níveis de SCX-GFP por citometria de fluxo. Se os dados indicarem que a eficiência está abaixo do limite desejado, é aconselhável classificar as células iMSCSCX+ antes da semeadura, especialmente para aplicações in vivo .

Uma vez que as células iMSCSCX+ tenham sido semeadas nas placas de silicone, elas devem ser incubadas a 37 °C durante a noite para permitir a fixação celular antes do alongamento. A densidade celular descrita de 1,25 x 104 células/cm2 nas placas de silicone foi otimizada para evitar o crescimento excessivo de monocamadas, o que pode contribuir para a tensão estática24. Além disso, estudos sugerem que o contato direto célula-célula em culturas confluentes em substratos de rigidez variável pode alterar o comportamento celular 24,25,26. Durante os experimentos piloto, observou-se algum descolamento visível das células das placas de silicone, principalmente em momentos posteriores (Figura 4D). Isso pode ser atribuído à formação de folhas celulares de MEC devido à superconfluência24. Portanto, os parâmetros críticos incluem a densidade celular e o número de crises de estiramento. Nos métodos atuais, as células foram coletadas aos dias 3 e 7 para a avaliação do potencial tenogênico via análise de expressão gênica. No entanto, recomenda-se que as células sejam esticadas no biorreator 2D por pelo menos três dias, com posterior monitoramento de placas esticadas e estáticas para evitar crescimento excessivo e desprendimento celular.

Após várias crises de alongamento, observa-se um grau de alinhamento e organização celular (Figura 4C1,E). Isso se alinha a muitos estudos em que o alinhamento celular perpendicular ao eixo de deformação é observado em resposta à deformação uniaxial in vitro24,27. Em comparação, a placa estática apresenta a organização celular estocástica (Figura 4C2,E).

Até onde sabemos, poucos estudos exploraram os efeitos sinérgicos da superexpressão da SCX e da estimulação mecânica para a diferenciação das CTMs em tenócitos ou ligamentócitos 24,28,29. empregaram um sistema de biorreator 2D semelhante ao aqui descrito, mas aplicaram níveis mais elevados de deformação total (10% a 1 Hz por 12 h/dia). Curiosamente, eles foram incapazes de detectar alterações na expressão de SCX, TNMD e COL1a1 em CTMs-BM e tenócitos humanos. No entanto, isso pode ser atribuído às maiores cepas aplicadas em seu estudo24. utilizaram um vetor lentiviral para superexpressar a SCX em CTMs-hESC montadas em folhas multicamadas. Aplicaram carga cíclica uniaxial (10% de deformação a 1 Hz por 2 h/dia por até 21 dias) e observaram upregulation de COL1a1, COL1a2, COL14 e TNMD, bem como aumento da deposição de MEC29. transfectaram transitoriamente células C3H10T1/2 com cDNA murino de Scx e cultivaram as células em hidrogéis de colágeno 3D sob cepa cíclica uniaxial (1%, 1 Hz, 30 min/dia por até 14 dias). Semelhante aos nossos achados, seu grupo observou expressão elevada de SCX e COL1A1 nos construtos tenso e superexpresso, mas não encontrou alteração na expressão de TNMD em resposta ao alongamento cíclico28.

Além disso, pode ser intrigante considerar a superexpressão de outros marcadores relacionados ao tendão, como MKX. exploraram o efeito combinado de superexpressar MKX em células C3H10T1/2 e submetê-las a estiramento mecânico cíclico em um sistema 3D. Eles demonstraram um aumento significativo da SCX, COL1a1, DCN e COL3a1, juntamente com o alinhamento dos feixes de fibrilas de colágeno e filamentos de actina30.

É importante reconhecer que este método de geração de iTenócitos tem suas limitações. Embora o biorreator 2D disponível comercialmente seja vantajoso para o trabalho de prova de conceito, seu tamanho restringe o rendimento. Se essas células forem necessárias para ensaios de alto rendimento ou como uma potencial fonte de células de prateleira para terapias de reparo tendíneo, a exploração de sistemas capazes de implementar o alongamento uniaxial em maior escala deve ser considerada. Além disso, novas investigações devem abranger a expansão dos iTenócitos para confirmar a expressão tenogênica estável, e avaliar sua contribuição para a regeneração in vivo é crucial para avaliar seu potencial tenogênico.

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Disclosures

Todos os autores não têm conflitos de interesse a declarar.

Acknowledgments

Este estudo foi parcialmente apoiado pelo NIH/NIAMS K01AR071512 e CIRM DISC0-14350 para Dmitriy Sheyn. Os dois plasmídeos de embalagem de lentivírus foram um presente do laboratório Simon Knott (Departamento de Ciências Biomédicas, Cedars-Sinai Medical Center).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
2-mercaptoethanol  Sigma Aldrich M3148
Accutase StemCell Technologies 7920 cell dissociation reagent
Antibiotic-antimycotic solution Thermofisher 15240096
Anti-CD105 Ancell 326-050
APC mouse anti-human CD44 BD Biosciences 559942
APC mouse IgG2 K isotype control BD Biosciences 555745
BenchMark fetal bovine serum GeminiBio 100-106
Biglycan Thermofisher Hs00959143_m1
Bovine serum albumin Millipore Sigma A3733
Collagen type I alpha 1 chain human Taqman primer Thermofisher Hs00164004_m1
Collagen type III alpha 1 chain human Taqman primer Thermofisher Hs00943809_m1
Dimethyl sulfoxide Millipore Sigma D8418
DMEM, low glucose, pyruvate, no glutamine, no phenol red Thermofisher 11054020
Eagle's minimum essential medium (EMEM) ATCC 30-2003
Fibronectin bovine plasma Sigma Aldrich F1141
FITC mouse anti-human CD90 BD Biosciences 555595
Gelatin from porcine skin Sigma Aldrich G1890
Goat anti Mouse IgG1-PE Bio-Rad STAR117
HEK 293T/17 ATCC CRL-11268
IMDM, no phenol red Thermofisher 21056023
iPSCs: 83i-cntr-33n1 Cedars-Sinai iPSC Core Facility N/A https://biomanufacturing.cedars-sinai.org/product/cs83ictr-33nxx/
Isotype Control Antibody, mouse IgG2a-FITC Miltenyi Biotec 130-113-271
KnockOut serum replacement Thermofisher 10828010
L-ascorbic acid Sigma Aldrich A4544
L-Glutamine Thermofisher 2503081
Matrigel Corning 354230 basement membrane matrix
MechanoCulture FX CellScale N/A stretching apparatus
MEM non-essential amino acids solution Thermofisher 11140050
Mohawk human Taqman primer Thermofisher Hs00543190_m1
mTeSR Plus StemCell Technologies 100-0276
PBS Thermofisher 10010023
Platelet-derived growth factor receptor A human Taqman primer Thermofisher Hs00998018_m1
Poly(2-hydroxyethyl methacrylate) Sigma Aldrich 192066
Polybrene infection/transfection reagents Millipore Sigma TR-1003
Recombinant human  TGF-beta 1 protein human Taqman primer RnD Systems 240-B
Scleraxis human Taqman primer Thermofisher Hs03054634_g1
SCXA (SCX) (NM_00108050514) human tagged ORF clone OriGene RC224305L4
Silicone plates CellScale N/A
Sodium azide Millipore Sigma S2002
Tenascin C human Taqman primer Thermofisher Hs00370384_m1
Tenomodulin human Taqman primer Thermofisher Hs00223332_m1
Thrombospondin 4 human Taqman primer Thermofisher Hs00170261_m1
Transfection reagent, BioT Bioland Scientific LLC B01-01
Trypsin-EDTA (0.25%) Thermofisher 25200072
Tubulin polymerization promoting protein family member 3 Thermofisher Hs03043892_m1
Y-27632 dihydrochloride Biogems 1293823

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Bioengenharia Edição 205
Geração de itenócitos derivados de células-tronco pluripotentes induzidos <em>via</em> superexpressão combinada de escleraxis e tensão uniaxial 2D
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Yu, V., Papalamprou, A., Sheyn, D.… More

Yu, V., Papalamprou, A., Sheyn, D. Generation of Induced Pluripotent Stem Cell-Derived iTenocytes via Combined Scleraxis Overexpression and 2D Uniaxial Tension. J. Vis. Exp. (205), e65837, doi:10.3791/65837 (2024).

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