Name: Pressure Controlled Ventilation zu Acute Lung Injury in Mäusen zu induzieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-05-05T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 55 s
Description: Erfahren Sie die druckkontrollierte Beatmung zur Induktion von akuter Lungenverletzung bei Mäusen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von Mechanismen des akuten Lungenversagens und liefert wertvolle Einblicke für die Forschung.

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<p class="jove_content"&gt; Die vorliegenden Studien sind von National Heart, Lung, and Blood Institute Stipendium R01-HL0921, R01-DK083385 und R01HL098294 HK Eltzschig, die 1K08HL102267-01 bis T. Eckle und Stiftung für Anästhesie Bildung und Forschung Zuschüsse an T. Eckle unterstützt und HK Eltzschig und American Heart Association Grant T. Eckle und HK Eltzschig und Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) Forschungsstipendium an M. Koeppen.</p

Allgemeine Bemerkungen: Alle Arbeiten sind unter einer aufrechten Präpariermikroskop (Olympus, SZX10 mit Z-Axis Crank Post mit STU2 Ständer mit Galgen) und mit Hilfe eines chirurgischen Koagulator (11) durchgeführt werden. Die experimentellen Gruppen sollten so gut wie möglich in Alter und Gewicht angepasst werden, um die Vergleichbarkeit der Ergebnisse zu gewährleisten. Temperatur, Blutdruck, Anästhesie und Flüssigkeitszufuhr sollte stabil sein ganz. 1. Anästhesie und Luftröhre Vorbereitung <ol><li> Verwenden Sie C57BL / 6 Mäusen, die mindestens 10 Wochen alt sind und einen Körper von 22-25 g. Induce Anästhesie Verwendung von Natrium-Pentobarbital in einer Dosierung von 70 mg / kg Körpergewicht ip (6). Pflegen Sie Anästhesie ungefähr mit 10 mg / kg / h Natrium-Pentobarbital. Seien Sie vorsichtig mit einer Überdosierung, da diese deutlich geringere könnte den Blutdruck. Re-Dosierung von Pentobarbital - auch nach Stunden-können zu schweren Anstieg der Plasmaspiegel führen. </li><li> Nach Narkoseeinleitung, sichere Mäuse in Rückenlage mit dem oberen und unteren Extremitäten an den Tisch mit einem Klebeband und eine Naht befestigt zu den Knöcheln. Machen Sie dasselbe für den Kopf durch die Zähne. Ausreichende einstweilige ist für eine erfolgreiche Intubation und eine gut kontrollierte Chirurgie wichtig. Vor der Operation, decken Sie die Maus mit Mineralöl, das Risiko der Maus Haare Allergien zu reduzieren. Um sicherzustellen, dass die Körpertemperatur stabil bleibt decken die Mäuse mit handelsüblichen Frischhaltefolie. </li><li> Legen Mäusen auf eine Temperatur gesteuerte beheizte Tisch (RT, Effenberg, München, Deutschland) mit einer rektalen Sonde Thermometer an thermischer Rückführung Steuerung der Körpertemperatur bei 37 ° C zu halten </li><li> Expose der Luftröhre operativ. Dissect lateralen und dorsalen Seiten der Luftröhre des Bindegewebes und der Platz zwei 3,0 Seide chirurgisches Nahtmaterial (Harvard Apparatus, USA) mit jeweils 10 cm lange unter der Luftröhre. Die Nähte sollten ca. 1 cm voneinander entfernt sein. </li><li> Sorgfältig incise die Luftröhre 3 bis 4 mm unterhalb Kehlkopf zwischen zwei kreisförmigen Knorpel mit einer McPherson-Vannas Scissors (8 cm, gerader Klinge, World Precision Instruments, USA). Achten Sie darauf, nicht zu einer Blutung führen, da dies die Outcome-Parameter zu verwechseln könnte. </li><li> Führen Sie eine Intubation mit einem stumpfen Polyethylen Kanülen (Insyte 22g, Beckton Dickinson, USA). Legen Sie die Spitze des Polyethylen Kanülen in einem Winkel von 85 Grad in die Luftröhre. Dann kippen die Kanülen so dass es im Einklang mit den Tracheallumen ist. Drehen Sie dazu den Schlauch weiter unten in der Luftröhre, bis die Spitze der Kanülen in die Thorax-Öffnung verschwunden ist. Fixieren Sie das Rohr in dieser Position mit den beiden chirurgischen Seidennaht platziert dorsal der Luftröhre (siehe 1.4). </li></ol> 2. Technik der Ventilator-induzierten Lungenschädigung <ol><li> Verbinden Sie den Schlauch an ein Beatmungsgerät. Zur Induktion Lungenschädigung verwenden wir einen Druck kontrollierte Lüftung Technik mit einem Servo 900 C von Siemens (DRE Veterinary, USA). Die Tiere werden belüftet mit inspiratorischen Spitzendruck von 45 mbar, Frequenz von 80 Atemzügen / min und einem positiven endexspiratorischen Druck von 0-3 mbar mit einer FiO 2 = 1,0 sein. Die Inspiration zum Ablauf Verhältnis sollte 1:1 betragen. Trotz der Tatsache, dass die Servo 900 C als Beatmungsgerät für Menschen gebaut ist, funktioniert die Verwendung in einem Druck gesteuerter Lüfter Einstellung für die Lüftung von Mäusen ausgezeichnet. </li><li> Überwachen der Herzfrequenz mit einem EKG (zB Hewlett Packard, B blingen, Deutschland). Stellen Sie sicher, dass die Herzfrequenz nicht unter 400 sinken. Man sollte sehen, eine Verschiebung des Herzens Achse nach rechts, wenn mechanische Lüftung als Zeichen der erhöhten pulmonalarteriellen Druck im Anschluss an eine Erhöhung der Druck im Brustraum eingeführt wird. Wenn die Maus entwickelt Bradykardie, überprüfen Sie die Temperatur und die Narkose-Dosis / Konzentration. Xylacin / Ketamin Anästhesie induziert eine herz von 250 / min und wird daher nicht empfohlen. </li><li> Tragen Sie eine geeignete Flüssigkeit ersetzt werden. Eine Infusion mit Kochsalzlösung 0,1 ml / Stunde über einen arteriellen und venösen Katheter vor der Beatmung durchgeführt werden soll, um eine ausreichende venöse Einreichung zu gewährleisten. Aufgrund der hohen Beatmungsdrücke den venösen Rückstrom zum Herzen gestört ist, was zu einem kritischen Abfall des mittleren arteriellen Druck führen kann. Auch könnte eine Kochsalzlösung Bolus von 500 ul gegeben ip vor der Operation sein. </li><li> Legen eines Katheters in die Arteria carotis zur kontinuierlichen Aufzeichnung des Blutdrucks (27). Befestigen Sie den Arm an den Körper, bevor Sie sezieren die Arterie zu starten. Die Halsschlagader wird über stumpfe Präparation der paratracheal Muskeln ausgesetzt. Nach weiteren Exposition und sorgfältiger Vermeidung jeglicher Traumatisierung des Gewebes (insbesondere des Nervus vagus), wird ein Katheter in das Gefäß mit zwei Nähten und einer kleinen Klemme (37) eingefügt. Dies legt eine längere Segment der Arterie. Legen Sie eine Ligatur ganz am Ende der Halsschlagader. Bringen Sie eine größere Klammer an das Ende des Fadens zu Spannungen oder fixieren th erhaltene Naht an den Tisch mit Klebeband. Stellen Sie ein weiteres Naht um die Arterie und sezieren die Arterie, die sehr distalen Ende. Hier legen einer kleinen Klemme. Verwenden Sie Mikro-Schere, eine kleine diagonale Öffnung in der Arterie geschnitten. Halten Sie die Öffnung mit einer feinen Pinzette (Dumont, WPI) und vorher die richtige Größe Katheter mit den Händen / Pinzette. Machen Sie einen Knoten mit dem zweiten Faden und sichern die Arterie. Lösen Sie die Klemme und vorab den Katheter weiter. Sichern Sie den Katheter mit mehreren Knoten und Band. Alternativ kann die Halsschlagader Katheter kann am Ende des Experiments eine arterielle Blutproben zur Blutgasanalyse zu sammeln. </li></ol> 3. Rückgewinnung von Gewebeproben Nach 3 Stunden der künstlichen Beatmung, werden Proben gesammelt, um das Ausmaß der Lungenschädigung zu beurteilen. Wir empfehlen das Sammeln brochnoalveolar Spülflüssigkeit (BAL), arterielle Blut und Lungengewebe. <ol><li> Erhalten BAL-Flüssigkeit am Ende des Experiments. Nach Vertiefung der Narkose, spülen Sie die Trachealtubus mit 1 ml Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung (PBS). Die Flüssigkeit sollte in der Luftröhre / Lunge für 3 Sekunden verbleiben, bevor sie die Einziehung über die angeschlossene Spritze. Die BAL ist Snap-in flüssigem Stickstoff eingefroren und bei -80 ° C für weitere Analysen. Seien Sie sich bewusst, dass das gewonnene Volumen konnte deutlich weniger als 1 ml. </li><li> Führen Blutgasanalyse am Ende des Experiments. Um das zu tun, sollte ein Schnitt direkt unterhalb des Brustbeins erfolgen. Halten Sie das Brustbein mit einer Pinzette und Umfang der Einschnitt entlang des Brustkorbs. Als nächstes wird die Membran an den Rändern eingeschnitten und wird aus den Rippen schneiden. Jetzt gibt es einen offenen Blick in die untere Öffnung des Thorax. Heben Sie das Brustbein mit einer Pinzette und öffnen den Brustkorb durch lange Schnitte an der rechten und linken Seite (als seitliche wie möglich), so dass die komplette vordere Thoraxwand up-Stationen eingeschaltet ist. Dies sollte getan werden, während das Versuchstier noch mechanisch belüftet. Der linke Ventrikel punktiert mit einem 27 ½ G Nadel und arteriellen Blut-Analyse erfolgt mit dem i-STAT System (Abbott, USA). Wird die arterielle Blutgasanalyse durchgeführt werden soll, kann eine BAL nicht erreicht werden, da dies ein wesentlicher Confounder die Ergebnisse sein werden. </li><li> Alternativ zur oben beschriebenen Methode kann arterieller Blutproben über die Halsschlagader Katheter gesammelt werden. Allerdings sollte dies geschehen, bevor die BAL ist, erhalten werden. </li><li> Excise der Lunge en-bloc durch Hochziehen des Herzens und der Schnitt der Luftröhre. Haben ein Stück Gewebe bereit, Blut zu absorbieren, so das Operationsfeld sichtbar ist. Ziehen Sie das Herz in die Richtung des Bauches und vorsichtig entlang der Wirbelsäule geschnitten, alle Brustorgane zu mobilisieren. Cut der Aorta, entfernen Sie die Brustorgane und legen Sie sie auf eine saubere OP-Tisch. </li><li> Schneiden Sie das Herz und die großen Schiffe der Gewebeprobe. Stellen Sie sicher, dass es keine Thymusgewebe noch in der Lunge verbunden. Separate der Lunge mit einer Schere und in einzelne Röhren und Snap-freeze. Bei -80 ° C für weitere Analysen. </li></ol> 4. Die Messung der Lungenschädigung Wir empfehlen die Verwendung der folgenden Outcome-Parameter, um das Ausmaß der Lungenschädigung zu bewerten: Führen Sie eine Albumin ELISA (Bethyl Laboratories, USA) und Myeloperoxidase (MPO) ELISA (Hycult Biotechnology, USA), um das Ausmaß der Barriere Dysfunktion und die Höhe der entzündlichen bewerten Zellen in der BAL-Flüssigkeit. Führen Sie eine MPO ELISA bilden auch das Lungengewebe. Wenn nass-to-dry-Verhältnis gemessen werden wir nicht erhalten BAL-Flüssigkeit und den Lungenkreislauf wird nicht geleert (siehe 3.3). Messen Sie das Gewicht der Lunge nach der Exzision. Dann Lungen sind für 48 h und im Lungengewebe wieder gemessen lyophilisiert. Dann wird das Nass-Trocken-Verhältnis wird in mg Wasser pro mg trockenes Gewebe (5) gemessen. <img src="/files/ftp_upload/2525/2525fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Protein-Gehalt in der BAL in Reaktion auf VILI. Mäuse mit Pentobarbital wurden, war Beatmung eingeleitet und die Mäuse wurden belüftet mit druck-Einstellungen (inspiratorischer Druck von 45 mbar, positive end-exspiratorische Druck 3 mbar, 100% inspiriert Sauerstoffkonzentration). Nach 0, wurde 1, 2 und 3 Stunden von Lüftungs-BAL geerntet und der Eiweißgehalt wurde quantifiziert mit einem Bicinchoninsäure Assay (BCA-Assay). Die relative Änderung der Proteingehalt gezeigt wird, normalisiert auf 0 Stunden der Lüftung (n = 4 pro Gruppe, * p &lt;0,05 im Vergleich zur Kontrolle, Mittelwert ± SEM)

<ol><li>Eckle, T., Faigle, M., Grenz, A., Laucher, S., Thompson, L. F., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A2B+adenosine+receptor+dampens+hypoxia-induced+vascular+leak%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">A2B adenosine receptor dampens hypoxia-induced vascular leak.</a> Blood. 111, 2024-2035 (2008).</li>
<li>Eckle, T., Fullbier, L. G. renz, A,, Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Usefulness+of+pressure-controlled+ventilation+at+high+inspiratory+pressures+to+induce+acute+lung+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Usefulness of pressure-controlled ventilation at high inspiratory pressures to induce acute lung injury in mice.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 295, 718-724 (2008).</li>
<li>Eckle, T., Fullbier, L., Wehrmann, M., Khoury, J., Mittelbronn, M., Ibla, J., Rosenberger, P., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+ectonucleotidases+CD39+and+CD73+in+innate+protection+during+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Identification of ectonucleotidases CD39 and CD73 in innate protection during acute lung injury.</a> J Immunol. 178, 8127-8137 (2007).</li>
<li>Eckle, T., Grenz, A., Kohler, D., Redel, A., Falk, M., Rolauffs, B., Osswald, H., Kehl, F., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+evaluation+of+a+novel+model+for+cardiac+ischemic+preconditioning+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Systematic evaluation of a novel model for cardiac ischemic preconditioning in mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, 2533-2540 (2006).</li>
<li>Eckle, T., Grenz, A., Laucher, S., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A2B+adenosine+receptor+signaling+attenuates+acute+lung+injury+by+enhancing+alveolar+fluid+clearance+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">A2B adenosine receptor signaling attenuates acute lung injury by enhancing alveolar fluid clearance in mice.</a> J Clin Invest. 118, 3301-3315 (2008).</li>
<li>Eckle, T., Krahn, T., Grenz, A., Kohler, D., Mittelbronn, M., Ledent, C., Jacobson, M. A., Osswald, H., Thompson, L. F., Unertl, K., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardioprotection+by+ecto-5%27-nucleotidase+%28CD73%29+and+A2B+adenosine+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Cardioprotection by ecto-5'-nucleotidase (CD73) and A2B adenosine receptors.</a> Circulation. 115, 1581-1590 (2007).</li>
<li>Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adenosine%3A+an+old+drug+newly+discovered%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Adenosine: an old drug newly discovered.</a> Anesthesiology. 111, 904-915 (2009).</li>
<li>Eltzschig, H. K., Eckle, T., Mager, A., Kuper, N., Karcher, C., Weissmuller, T., Boengler, K., Schulz, R., Robson, S. C., Colgan, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ATP+release+from+activated+neutrophils+occurs+via+connexin+43+and+modulates+adenosine-dependent+endothelial+cell+function%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">ATP release from activated neutrophils occurs via connexin 43 and modulates adenosine-dependent endothelial cell function.</a> Circ Res. 99, 1100-1108 (2006).</li>
<li>Eltzschig, H. K., Ibla, J. C., Furuta, G. T., Leonard, M. O., Jacobson, K. A., Enjyoji, K., Robson, S. C., Colgan, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordinated+adenine+nucleotide+phosphohydrolysis+and+nucleoside+signaling+in+posthypoxic+endothelium%3A+role+of+ectonucleotidases+and+adenosine+A2B+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Coordinated adenine nucleotide phosphohydrolysis and nucleoside signaling in posthypoxic endothelium: role of ectonucleotidases and adenosine A2B receptors.</a> J Exp Med. 198, 783-796 (2003).</li>
<li>Eltzschig, H. K., Kohler, D., Eckle, T., Kong, T., Robson, S. C., Colgan, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+role+of+Sp1-regulated+CD39+in+hypoxia%2Fischemia+protection%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Central role of Sp1-regulated CD39 in hypoxia/ischemia protection.</a> Blood. 113, 224-232 (2009).</li>
<li>Frick, J. S., MacManus, C. F., Scully, M., Glover, L. E., Eltzschig, H. K., Colgan, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+adenosine+A2B+receptors+to+inflammatory+parameters+of+experimental+colitis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Contribution of adenosine A2B receptors to inflammatory parameters of experimental colitis.</a> J Immunol. 182, 4957-4964 (2009).</li>
<li>Grenz, A., Eckle, T., Zhang, H., Huang, D. Y., Wehrmann, M., Kohle, C., Unertl, K., Osswald, H., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+hanging-weight+system+for+isolated+renal+artery+occlusion+during+ischemic+preconditioning+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Use of a hanging-weight system for isolated renal artery occlusion during ischemic preconditioning in mice.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 292, 475-485 (2007).</li>
<li>Grenz, A., Osswald, H., Eckle, T., Yang, D., Zhang, H., Tran, Z. V., Klingel, K., Ravid, K., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Reno-Vascular+A2B+Adenosine+Receptor+Protects+the+Kidney+from+Ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Medicine%22%5BJournal%5D)">The Reno-Vascular A2B Adenosine Receptor Protects the Kidney from Ischemia.</a> PLoS Medicine. 5, e137-e137 (2008).</li>
<li>Grenz, A., Zhang, H., Eckle, T., Mittelbronn, M., Wehrmann, M., Kohle, C., Kloor, D., Thompson, L. F., Osswald, H., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+role+of+ecto-5%27-nucleotidase+%28CD73%29+in+renal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Soc+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Protective role of ecto-5'-nucleotidase (CD73) in renal ischemia.</a> J Am Soc Nephrol. 18, 833-845 (2007).</li>
<li>Grenz, A., Zhang, H., Hermes, M., Eckle, T., Klingel, K., Huang, D. Y., Muller, C. E., Robson, S. C., Osswald, H., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+E-NTPDase1+%28CD39%29+to+renal+protection+from+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Contribution of E-NTPDase1 (CD39) to renal protection from ischemia-reperfusion injury.</a> FASEB J. 21, 2863-2873 (2007).</li>
<li>Grenz, A., Zhang, H., Weingart, J., von Wietersheim, S., Eckle, T., Schnermann, J. B., Kohle, C., Kloor, D., Gleiter, C. H., Vallon, V., Eltzschig, H. K., Osswald, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lack+of+effect+of+extracellular+adenosine+generation+and+signalling+on+renal+erythropoietin+secretion+during+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Lack of effect of extracellular adenosine generation and signalling on renal erythropoietin secretion during hypoxia.</a> Am J Physiol Renal Physiol. , (2007).</li>
<li>Haeberle, H. A., Durrstein, C., Rosenberger, P., Hosakote, Y. M., Kuhlicke, J., Kempf, V. A., Garofalo, R. P., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen-independent+stabilization+of+hypoxia+inducible+factor+%28HIF%29-1+during+RSV+infection%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Oxygen-independent stabilization of hypoxia inducible factor (HIF)-1 during RSV infection.</a> PLoS ONE. 3, e3352-e3352 (2008).</li>
<li>Hart, M. L., Gorzolla, I. C., Schittenhelm, J., Robson, S. C., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SP1-dependent+induction+of+CD39+facilitates+hepatic+ischemic+preconditioning%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">SP1-dependent induction of CD39 facilitates hepatic ischemic preconditioning.</a> J Immunol. 184, 4017-4024 (2010).</li>
<li>Hart, M. L., Henn, M., Kohler, D., Kloor, D., Mittelbronn, M., Gorzolla, I. C., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+extracellular+nucleotide+phosphohydrolysis+in+intestinal+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Role of extracellular nucleotide phosphohydrolysis in intestinal ischemia-reperfusion injury.</a> FASEB J. 22, 2784-2797 (2008).</li>
<li>Hart, M. L., Jacobi, B., Schittenhelm, J., Henn, M., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cutting+Edge%3A+A2B+Adenosine+receptor+signaling+provides+potent+protection+during+intestinal+ischemia%2Freperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Cutting Edge: A2B Adenosine receptor signaling provides potent protection during intestinal ischemia/reperfusion injury.</a> J Immunol. 182, 3965-3968 (2009).</li>
<li>Hart, M. L., Kohler, D., Eckle, T., Kloor, D., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+treatment+of+mouse+or+human+blood+with+soluble+5%27-nucleotidase+inhibits+platelet+aggregation%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Direct treatment of mouse or human blood with soluble 5'-nucleotidase inhibits platelet aggregation.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28, 1477-1483 (2008).</li>
<li>Hart, M. L., Much, C., Gorzolla, I. C., Schittenhelm, J., Kloor, D., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+adenosine+production+by+ecto-5%27-nucleotidase+protects+during+murine+hepatic+ischemic+preconditioning%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Extracellular adenosine production by ecto-5'-nucleotidase protects during murine hepatic ischemic preconditioning.</a> Gastroenterology. 135, 1739-1750 (2008).</li>
<li>Hart, M. L., Much, C., Kohler, D., Schittenhelm, J., Gorzolla, I. C., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+hanging-weight+system+for+liver+ischemic+preconditioning+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Gastrointest+Liver+Physiol%22%5BJournal%5D)">Use of a hanging-weight system for liver ischemic preconditioning in mice.</a> Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 294, 1431-1440 (2008).</li>
<li>Hartmann, H., Eltzschig, H. K., Wurz, H., Hantke, K., Rakin, A., Yazdi, A. S., Matteoli, G., Bohn, E., Autenrieth, I. B., Karhausen, J., Neumann, D., Colgan, S. P., Kempf, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia-independent+activation+of+HIF-1+by+enterobacteriaceae+and+their+siderophores%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Hypoxia-independent activation of HIF-1 by enterobacteriaceae and their siderophores.</a> Gastroenterology. 134, 756-767 (2008).</li>
<li>Heinzelmann, F., Jendrossek, V., Lauber, K., Nowak, K., Eldh, T., Boras, R., Handrick, R., Henkel, M., Martin, C., Uhlig, S., Kohler, D., Eltzschig, H. K., Wehrmann, M., Budach, W., Belka, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Irradiation-induced+pneumonitis+mediated+by+the+CD95%2FCD95-ligand+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Natl+Cancer+Inst%22%5BJournal%5D)">Irradiation-induced pneumonitis mediated by the CD95/CD95-ligand system.</a> J Natl Cancer Inst. 98, 1248-1251 (2006).</li>
<li>Koeppen, M., Eckle, T., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+deletion+of+the+A1+adenosine+receptor+abolishes+heart-rate+slowing+effects+of+intravascular+adenosine+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Selective deletion of the A1 adenosine receptor abolishes heart-rate slowing effects of intravascular adenosine in vivo.</a> PLoS One. 4, e6784-e6784 (2009).</li>
<li>Kohler, D., Eckle, T., Faigle, M., Grenz, A., Mittelbronn, M., Laucher, S., Hart, M. L., Robson, S. C., Muller, C. E., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD39%2Fectonucleoside+triphosphate+diphosphohydrolase+1+provides+myocardial+protection+during+cardiac+ischemia%2Freperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">CD39/ectonucleoside triphosphate diphosphohydrolase 1 provides myocardial protection during cardiac ischemia/reperfusion injury.</a> Circulation. 116, 1784-1794 (2007).</li>
<li>Kuhlicke, J., Frick, J. S., Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia+Inducible+Factor+%28HIF%29-1+Coordinates+Induction+of+Toll-Like+Receptors+TLR2+and+TLR6+during+Hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Hypoxia Inducible Factor (HIF)-1 Coordinates Induction of Toll-Like Receptors TLR2 and TLR6 during Hypoxia.</a> PLoS ONE. 2, e1364-e1364 (2007).</li>
<li>Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Kuhlicke, J., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HIF-1-dependent+repression+of+adenosine+kinase+attenuates+hypoxia-induced+vascular+leak%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">HIF-1-dependent repression of adenosine kinase attenuates hypoxia-induced vascular leak.</a> Blood. 111, 5571-5580 (2008).</li>
<li>Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Nivillac, N. M., Coe, I. R., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia-inducible+factor-dependent+repression+of+equilibrative+nucleoside+transporter+2+attenuates+mucosal+inflammation+during+intestinal+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Hypoxia-inducible factor-dependent repression of equilibrative nucleoside transporter 2 attenuates mucosal inflammation during intestinal hypoxia.</a> Gastroenterology. 136, 607-618 (2009).</li>
<li>Reutershan, J., Vollmer, I., Stark, S., Wagner, R., Ngamsri, K. C., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adenosine+and+inflammation%3A+CD39+and+CD73+are+critical+mediators+in+LPS-induced+PMN+trafficking+into+the+lungs%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Adenosine and inflammation: CD39 and CD73 are critical mediators in LPS-induced PMN trafficking into the lungs.</a> FASEB J. 23, 473-482 (2009).</li>
<li>Schingnitz, U., Hartmann, K., Macmanus, C. F., Eckle, T., Zug, S., Colgan, S. P., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signaling+through+the+A2B+adenosine+receptor+dampens+endotoxin-induced+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Signaling through the A2B adenosine receptor dampens endotoxin-induced acute lung injury.</a> J Immunol. 184, 5271-5279 (2010).</li>
<li>Thompson, L. F., Eltzschig, H. K., Ibla, J. C., Van De Wiele, C. J., Resta, R., Morote-Garcia, J. C., Colgan, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crucial+role+for+ecto-5%27-nucleotidase+%28CD73%29+in+vascular+leakage+during+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">Crucial role for ecto-5'-nucleotidase (CD73) in vascular leakage during hypoxia.</a> J. Exp. Med. 200, 1395-1405 (2004).</li>
<li>Aherne, C. M., Kewley, E. M., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+resurgence+of+A2B+adenosine+receptor+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim+Biophys+Acta%22%5BJournal%5D)">The resurgence of A2B adenosine receptor signaling.</a> Biochim Biophys Acta. , (2010).</li>
<li>Eckle, T., Koeppen, M., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+extracellular+adenosine+in+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology+%28Bethesda%29%22%5BJournal%5D)">Role of extracellular adenosine in acute lung injury.</a> Physiology (Bethesda). 24, 298-306 (2009).</li>
<li>Koeppen, M., Feil, R., Siegl, D., Feil, S., Hofmann, F., Pohl, U., de Wit, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cGMP-dependent+protein+kinase+mediates+NO-+but+not+acetylcholine-induced+dilations+in+resistance+vessels+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">cGMP-dependent protein kinase mediates NO- but not acetylcholine-induced dilations in resistance vessels in vivo.</a> Hypertension. 44, 952-955 (2004).</li>
</ol>

Die vorliegende Studie beschreibt eine Technik, bei der Ventilator-induzierten Lungenschädigung bei Mäusen. Dieses Modell zeigt sehr gut reproduzierbare Verletzungsgefahr durch hohen Druck Belüftung. Die Ermittler, die ein Studium Akut-Lungenschädigung bei Mäusen überlegen können von diesem Modell profitieren.

<table border="1"><tbody><tr><th> Name des Reagenzes </th><th> Firma </th><th> Katalog-Nummer </th><th> Kommentare (optional) </th></tr><tr><td> Natrium-Pentobarbital (Fatal Plus) </td><td> Vortech Pharmaceutical Ls, Ltd, </td><td> VPL 9372 </td><td> 4mg/mL in Kochsalzlösung </td></tr><tr><td> Insyte 22 G </td><td> Beckton Dickinson </td><td> n / a </td><td></td></tr><tr><td> Suture, Silk 4.0 </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 517698 </td><td></td></tr><tr><td> Suture, Prolene 8,0 </td><td> Ethicon, USA </td><td> M8739 </td><td> wiederverwendbar </td></tr><tr><td> Siemens 900 ° C </td><td> DRE Veterinary, USA </td><td> # 336 </td><td> renoviert </td></tr><tr><td> Binokular (SZX10) </td><td> Olymp </td><td> n / a </td><td> betrachten großzügigen Arbeitsabstand </td></tr><tr><td> Heiztisch </td><td> Rt, Effenberger, Deutschland </td><td> n / a </td><td> nur und einzigen Anbieter </td></tr><tr><td> Blutdruckmessgerät </td><td> Cyber ​​Sense, Inc </td><td> BPM02 </td><td></td></tr><tr><td> Ich STAT </td><td> Abbott </td><td> n / a </td><td></td></tr></tbody></table>

pressure controlled ventilation zu acute lung injury in mäusen zu induzieren

Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Murine Modelle sind umfassend genutzt, um akute Verletzungen verschiedener Organe Systeme (1-34) zu untersuchen. Akutem Lungenversagen (ALI), die bei längerer Beatmung auftritt, trägt zur Morbidität und Mortalität der Critical-Illness-und Studien über neue genetische oder pharmakologische Ziele sind Gebiete intensiver Untersuchung (1-3, 5, 8, 26, 30, 33 -36). ALI wird durch den akuten Ausbruch der Krankheit, die zu nicht-kardialen Lungenödem und anschließender Beeinträchtigung der pulmonalen Gasaustausch (36) führt definiert. Wir haben ein Mausmodell der ALI mit einem Druck-Beatmung an Ventilator-induzierten Lungenschädigung (2) induzieren entwickelt. Zu diesem Zweck sind C57BL / 6 Mäuse anästhesiert und eine Tracheotomie durchgeführt wird, gefolgt von Induktion von ALI über mechanische Lüftung. 3 Stunden - Mäuse sind in einem Druck-gesteuerte Einstellung mit einem inspiratorischen Spitzendruck von 45 mbar über 1 belüftet. Als Outcome-Parameter, Lungenödem (wet-to-dry-Verhältnis), bronchoalveoläre Flüssigkeit Albumingehalt, bronchoalveoläre Flüssigkeit und Lungengewebe Myeloperoxidase Inhalt und pulmonalen Gasaustausch beurteilt werden (2). Mit dieser Technik konnten wir zeigen, dass es ausreichend induziert akute Lungenentzündung und können zwischen verschiedenen Behandlungsgruppen oder Genotypen (1-3, 5) zu unterscheiden. Daher ist diese Technik kann hilfreich sein, für Forscher, die molekularen Mechanismen in ALI mit einem genetischen Ansatz in Mäuse mit Gen-gezielten Löschung beteiligt zu verfolgen.

Ein Mausmodell für Ventilator induzierte Lungenschädigung ist ein wichtiges Instrument, um eine akute Lungenversagen Studie<em&gt; In vivo</em&gt;. Hier berichten wir über eine einfach anwendbare<em&gt; In situ</em&gt; Modell für den akuten Lungenversagen mit Hochdruck-Beatmung zu akutes Versagen der Lunge auslösen.

Pressure Controlled Ventilation zu Acute Lung Injury in Mäusen zu induzieren

Murine Modelle werden in weitem Umfang eingesetzt, um akute Verletzungen verschiedener Organsysteme zu untersuchen (1-34). Die akute Lungenschädigung (Acute Lung Injury, ALI), die bei länger anhaltender ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, bei Mäusen mithilfe eines Beatmungsgeräts eine Lungenverletzung zu induzieren. Dies wird erreicht, indem eine Tracheotomie durchgeführt und eine mechanische Beatmung mit hohem Druck appliziert wird. Anschließend wird ein Katheter in die Arteria carotis eingeführt, um hämodynamische Parameter zu messen. Nachdem das Tier ausreichend lange am Beatmungsgerät war, um eine Lungenverletzung hervorzurufen, werden arterielle Blutproben und Bronchoalveolärlavageflüssigkeit gesammelt. Der letzte Schritt des Verfahrens besteht darin, Lungengewebe zur weiteren Analyse zu gewinnen. Letztendlich können Ergebnisse erzielt werden, die Veränderungen in den gesammelten Proben mit der Dauer der maschinellen Beatmung korrelieren.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie der LPS-Inhalation liegt darin, dass sie eine akute Lungenschädigung hervorruft, die allen wesentlichen Merkmalen des bei Menschen auftretenden akuten respiratorischen Distress-Syndroms ähnelt. Legen Sie zunächst eine anästhesierte Maus in Rückenlage auf einen temperaturgeregelten Heiztisch, führen Sie Nahtmaterial um jedes Extremitätsende herum und befestigen Sie die Nähte mit Klebeband am Tisch. Befestigen Sie anschließend den Kopf, indem Sie eine Naht unter den oberen Zähnen hindurchführen. Geben Sie einen Salinenschub von 500 Mikrolitern intravenös und führen Sie eine rektale Sonde ein, die an einen thermischen Rückkopplungsregler angeschlossen ist, um die Körpertemperatur konstant bei 37 Grad Celsius zu halten. Sobald das Tier vorbereitet ist, kann es mit Paraffinöl bedeckt werden, um die Exposition gegenüber Allergenen aus dem Fell zu verringern. Zuletzt decken Sie das Tier mit einer im Handel erhältlichen Lebensmittelabdeckfolie ab, um die Körpertemperatur zu stabilisieren.Um die Luftröhre freizulegen, führen Sie einen Schnitt entlang des Halses durch und dissezieren vorsichtig die umgebenden Muskeln und das Bindegewebe. Legen Sie zwei chirurgische Nähte von jeweils zehn Zentimetern Länge etwa einen Zentimeter voneinander entfernt unter die Luftröhre. Verwenden Sie eine feine Pinzette (mc first) und Vannazangen, um die Luftröhre vorsichtig zwischen zwei Knorpelringen etwa drei bis vier Millimeter unterhalb des Kehlkopfes zu öffnen.Um die Intubation abzuschließen, einführen Sie die Spitze einer stumpfen Polyethylenkanüle in einem Winkel von 85 Grad in die Luftröhre. Danach kippen Sie die Kanüle, sodass sie mit dem Lumen der Luftröhre ausgerichtet ist. Führen Sie die Kanüle langsam vorwärts, bis die Spitze im Thoraxeingang verschwunden ist.Befestigen Sie das Rohr mit den beiden chirurgischen Nahtfäden, die zuvor unterhalb der Luftröhre platziert wurden. Schließen Sie abschließend das Rohr an den Beatmungsgerät an. Die Lungenschädigung wird mit einem Servo 900 C von Siemens induziert.Unter Verwendung einer druckgesteuerten Beatmungstechnik wird der Spitzendruck in der Inspirationsphase auf 45 Millibar bei einer Frequenz von 80 Atemzügen pro Minute eingestellt, mit einem positiven endexspiratorischen Druck von null bis drei Millibar und einem inspiratorischen Sauerstoffanteil (FiO₂) von eins; das Verhältnis von Inspirations- zu Exspirationszeit beträgt eins zu eins. Sobald das Tier erfolgreich an das Beatmungsgerät angeschlossen ist, wird ein Katheter in die Arteria carotis eingeführt, um den Blutdruck und die Herzfrequenz zu messen. Es wird ein längeres Stück der Arterie freigelegt, wenn der Arm zunächst an der Körperseite fixiert wird.Beginnen Sie damit, die paratrachealen Muskeln stumpf zu dissezieren, um die Karotis freizulegen. Sobald diese isoliert ist, legen Sie eine Naht am proximalen Ende der Arterie an und sichern Sie sie mit einer Klemme oder Klebeband. Platziere eine zweite Naht etwa einen Zentimeter vom ersten entfernt und verknote sie, ziehe sie aber nicht fest um die Arterie. Disseziere die Arterie bis zum distalen Ende und setze eine kleine Klemme an, um Blutverlust zu verhindern.Verwenden Sie eine Mikroschere, um oberhalb der zweiten Naht eine kleine diagonale Öffnung in die Arterie zu schneiden. Halten Sie die Öffnung mit einer feinen Pinzette fest, während Sie den Katheter einführen, und ziehen Sie den Knoten fest, um ihn zu fixieren. Danach lösen Sie die Klemme und führen den Katheter weiter vor. Führen Sie den Katheter an der zweiten Naht vorbei. Sichern Sie den Katheter mit mehreren Knoten und Klebeband. Sobald der Katheter korrekt positioniert ist, geben Sie physiologische Kochsalzlösung mit einer Rate von 0,1 Milliliter pro Stunde ein und verbinden Sie ihn mit dem Blutdruckmessgerät.Zuletzt befestigen Sie Klammern an den Extremitäten, um die Herzfrequenz zu überwachen. Nach drei Stunden mechanischer Beatmung werden Proben gesammelt, um das Ausmaß der Lungenschädigung zu bestimmen. Zunächst entnehmen Sie Proben aus dem Katheter der Arteria carotis für die Blutgasanalyse.Nach Vertiefung der Anästhesietiefe wird die Verbindung zum Beatmungsgerät gelöst und eine Spritze mit einem Milliliter phosphatgepufferter Kochsalzlösung eingeführt. Die Spritze wird vollständig injiziert und drei Sekunden gewartet, bevor die bronchoalveoläre Lavageflüssigkeit wieder in die Spritze zurückgesaugt wird. Es sollte beachtet werden, dass das gewonnene Volumen deutlich weniger als ein Milliliter betragen sollte.Flash.Tiefgefrieren Sie die Bronchoalveoläre Lavageflüssigkeit in flüssigem Stickstoff und lagern Sie sie bei minus 80 Grad Celsius. Um die Lungen zu isolieren, führen Sie zunächst einen Schnitt direkt unterhalb des Brustbeins durch. Halten Sie das Brustbein mit einer Pinzette fest und verlängern Sie den Schnitt entlang des Rippenbogens. Schneiden Sie danach das Zwerchfell an den Rändern und abseits der Rippen durch, um eine klare Sicht auf die untere Öffnung des Thorax zu erhalten.Heben Sie das Brustbein mit einer Pinzette an und öffnen Sie den Brustkorb durch lange Schnitte an der rechten und linken Seite, wobei die Schnitte so lateral wie möglich verlaufen sollen, damit die gesamte vordere Brustwand nach oben geklappt werden kann. Verbinden Sie eine Nadel der Größe 27½ mit einer Spritze, die mit fünf Milliliter PBS gefüllt ist. Führen Sie die Nadel in das rechte Ventrikel ein und spülen Sie die Arterienzirkulation, bis die Lungen vollständig weiß erscheinen. Falls dies nicht geschieht, überprüfen Sie, ob die Nadelspitze korrekt im rechten Ventrikel positioniert ist, und bringen Sie sie gegebenenfalls erneut in die richtige Position. Entfernen Sie die Lungen und blockieren Sie das Präparat, indem Sie das Herz anheben und die Trachea durchtrennen. Verwenden Sie Tupfer, um Blut, das die Sicht behindert, aufzusaugen.Ziehen Sie das Herz in Richtung des Abdomens und schneiden Sie vorsichtig entlang der Wirbelsäule, um alle thorakalen Organe zu mobilisieren. Durchtrennen Sie die Aorta und legen Sie die Thoraxorgane auf einen sauberen chirurgischen Tisch. Trennen Sie das Herz ab und entfernen Sie alle größeren Gefäße vom Probematerial.Stellen Sie sicher, dass kein Thymusgewebe mehr am Lungengewebe anhaftet. Trennen Sie die Lungenlappen und geben Sie sie in einzelne Röhrchen, schocken Sie sie, gefrieren Sie ein und lagern Sie bei minus 80 Grad Celsius. Für weitere Analysen.Wie hier zu sehen ist, steigt der Proteingehalt in der bronchoalveolären Lavageflüssigkeit mit der Dauer der Beatmung an. Die relative Änderung des Proteingehalts ist bezogen auf null Stunden Beatmung dargestellt, um das Ausmaß der Lungenschädigung zu beurteilen. ELISA für Albumin und Myeloperoxidase werden durchgeführt, und die entzündlichen Zellen in der BL-Flüssigkeit werden quantifiziert.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Dieses Protokoll induziert eine akute Lungenschädigung bei einer Maus, die der Pathogenese der sauren Pneumonitis, die beim Menschen beobachtet wurde, sehr treu ist. Wir erzeugen eine maximale akute nichtletale Lungenschädigung mit niedrigem pH-Wert und berücksichtigen Unterschiede in der anatomischen Atmungsstruktur von Nagetieren und Menschen mit Hilfe einer offenen Tracheostomie in Verbindung mit einer zirkumferentialen Druckentlastung.

Offene Tracheotomie Magensäure Aspiration Mausmodell der akuten Lungenschädigung Ergebnisse in Maximal Akute nonlethal Lung Injury

Hier wird ein Schrittweiseverfahren vorgestellt, um akute Lungenverletzungen bei Mäusen durch direkte intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation zu induzieren und FACS-Analysen von Blutproben, Bronchoalveolar-Spülflüssigkeit und Lungengewebe durchzuführen. Minimale Invasivität, einfache Handhabung, gute Reproduzierbarkeit und Titration der Schwere der Erkrankung sind Vorteile dieses Ansatzes.

Induzieren akute Lungenschädigung bei Mäusen durch direkte intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation

Die selektive inbronchiale Säureinstillation in die linke Lunge bei Mäusen führt zu einseitigen und selbstbegrenzten akuten Lungenverletzungen, die das durch Magensäureaspiration induzierte humane akute Atemnotsyndrom (ARDS) modelliert.

Ein Modell der selbstbegrenzten akuten Lungenverletzung durch einseitige Intra-Bronchialsäure-Instillation

Kombinierte Ozon- und bakterielle Endotoxin-exponierte Mäuse zeigen einen weit verbreiteten Zelltod, einschließlich des von Neutrophilen. Wir beobachteten zelluläre Anpassungen wie die Störung der zytoskelettalen Lamellipodie, eine erhöhte zelluläre Expression der komplexen V-ATP-Synthase-Untereinheit β und Angiostatin in der broncho-alveolären Lavage, die Unterdrückung der Lungenimmunantwort und eine verzögerte Neutrophilenrekrutierung.

Visualisierung von lungenzellulären Anpassungen während kombinierter Ozon- und LPS-induzierter akuter Lungenverletzungen bei Der Maus

Eine Kombination aus Tensidauswaschung mit 0,9% Kochsalzlösung (35 ml/kg Körpergewicht, 37 °C) und beatmet mit hohem Gezeitenvolumen mit niedrigem PEEP, um eine moderate beatmungsinduzierte Lungenverletzung (VILI) zu verursachen, führt zu einem experimentellen akuten Atemnotsyndrom (ARDS). Diese Methode bietet ein Modell der Lungenverletzung mit geringer / begrenzter Rekrutierbarkeit, um die Wirkung verschiedener Beatmungsstrategien über längere Zeiträume zu untersuchen.

Tensidmangel in Kombination mit schädlicher Beatmung führt zu einem reproduzierbaren Modell des akuten Atemnotsyndroms (ARDS)

Die intravitale Fluoreszenzmikroskopie kann verwendet werden, um Leukozyten-Endothel-Interaktionen und Kapillarperfusion in Echtzeit zu untersuchen. Dieses Protokoll beschreibt Methoden zur Abbildung und Quantifizierung dieser Parameter im pulmonalen Mikrokreislauf mit einem vakuumstabilisierten Lungenbildgebungssystem.

Intravitale Weitfeldfluoreszenzmikroskopie der pulmonalen Mikrozirkulation bei experimenteller akuter Lungenschädigung mit einem vakuumstabilisierten Bildgebungssystem

Dieses Manuskript beschreibt die Etablierung eines infektiösen Modells der Lungenentzündung bei Mäusen und die entsprechende Charakterisierung der Verletzungsauflösung sowie Methoden zur Züchtung von Bakterien und zur intratrachealen Instillation. Ein neuartiger Ansatz mit Hilfe der hochdimensionalen Durchflusszytometrie zur Bewertung der Immunlandschaft wird ebenfalls beschrieben.

Experimentelles Modell zur Evaluierung des Abklingens von Lungenentzündungen

Ein chirurgisches Mausmodell zur Erzeugung einer Reperfusionsverletzung der linken Lunge (IR) bei gleichzeitiger Aufrechterhaltung der Beatmung und Vermeidung von Hypoxie.

Ein Mausmodell der orotrachealen Intubation und der beatmeten Lungenischämie-Reperfusionschirurgie

In dieser Arbeit schlagen wir ein Protokoll für die intratracheale Lipopolysaccharid-Abgabe (LPS) mittels nicht-invasiver oropharyngealer endotrachealer Intubation vor. Diese Methode minimiert das Trauma des chirurgischen Eingriffs für das Tier und gibt LPS genau in die Luftröhre und dann in die Lunge ab.

Nichtinvasive intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation bei Mäusen

Dieses Protokoll beschreibt die Entwicklung eines neonatalen Ferkelmodells für akute Lungenverletzungen, das frühe pathogene Ereignisse in der Frühgeborenenlunge modelliert, einschließlich einer unzureichenden Tensidmenge, Hyperoxie, Hochdruckbeatmung und Entzündung, um das Verständnis der molekularen Auslöser der bronchopulmonalen Dysplasie zu erleichtern und die therapeutische Translation zu verbessern.

Entwicklung eines Modells für akute Lungenverletzungen bei Neonatalen Ferkeln, das die frühe Umgebung der Lunge von Frühgeborenen nachbildet

In dieser Studie wurde eine nicht-invasive endotracheale Instillationstechnik demonstriert, die ALI bei Ratten unter Verwendung eines einfachen Laryngoskops entwickelt, um eine präzise LPS-Abgabe an die Lunge sicherzustellen. Das LPS wird über ein Endotrachealrohr mit einem Laryngoskop eingebaut. Das Ausmaß der Lungenverletzung wird zu mehreren Zeitpunkten bewertet.

Nicht-invasive endotracheale Verabreichung von Lipopolysaccharid zur Auslösung akuter Lungenschäden bei Nagetieren

Erfahren Sie die druckkontrollierte Beatmung zur Induktion von akuter Lungenverletzung bei Mäusen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von Mechanismen des akuten Lungenversagens und liefert wertvolle Einblicke für die Forschung.

Pressure Controlled Ventilation zu Acute Lung Injury in Mäusen zu induzieren

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