Name: Video-Okulographie in Mäuse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-19T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 43 s
Description: Lernen Sie Video-Okulographie zur Untersuchung okulomotorischer Leistung und motorischen Lernens bei Mäusen. Diese quantitative Methode ermöglicht die Analyse von Augenbewegungen und physiologischen Mechanismen.

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Wir danken der niederländischen Organisation für Gesundheitsforschung und-entwicklung (MDJ, CDZ), der niederländischen Organisation für wissenschaftliche Forschung (CDZ), NeuroBasic (CDZ), Prinses Beatrix Fonds (CDZ), Die SENSOPAC (CDZ), C7 (CDZ) und die CEREBNET (CDZ) Programm der Europäischen Gemeinschaft für ihre finanzielle Unterstützung.

1. Vorbereitung Die folgenden Versuche wurden in Übereinstimmung mit The Duch Ethikkommission für Tierversuche durchgeführt. <ol><li> Vorbereiten Mäuse für Video-EOG. Um die Augenbewegungen einer Maus zu messen, muss der Kopf der Maus, um immobilisiert werden. Daher wird ein Sockel Konstruktion auf dem Schädel der Maus (Abbildung 1). <ol><li> Betäuben die Maus durch eine Mischung von Isofluran (Isofluran 1-1,5%; Rhodia Organique Feine Ltd, Frankreich) und Sauerstoff in einer Gaskammer. Die übermäßige Gas gespült wird. Aufrechterhaltung der Narkose über Bugspitze. Bestätigen Narkosetiefe über eine Prise Zeh. </li><li> Pflegen Sie die Körpertemperatur bei 37 ° C mit Hilfe eines anal Thermosensor und ein Heizkissen (FHC, Bowdoinham, ME). </li><li> Schützen Sie die Augen durch Abdecken mit einer Augensalbe (duratears, Alcon, Belgien). Rasieren Sie den dorsalen kranialen Fell, und reinigen Sie den OP-Bereich mit einer Drehung der Macchia und Betadine oder Chlorhexidin-Lösung. </li><li> Machen Sie eine mittlere Linie Einschnitt, den dorsalen kranialen Oberfläche des Schädels aussetzen. Machen die Oberfläche sauber und trocken sein. </li><li> Einen Tropfen Phosphorsäure (Phosphorsäure-Ätzgel 37,5%; Kerr, CA) auf der dorsalen kranialen Oberfläche des Schädels von Bregma auf Lambda. Entfernen Sie das Ätzmittel nach 15 Sekunden und machen die kraniale Oberfläche mit Kochsalzlösung und wieder trocken zu reinigen. </li><li> Tragen Sie oben auf dieser geätzten kranialen Oberfläche ein Tropfen OptiBond prime (Kerr, CA) und an der Luft trocknen Sie ihn für 30 Sekunden. </li><li> Geben Sie einen Tropfen Klebstoff OptiBond (Kerr, CA) auf der Oberseite des OptiBond prime und heilen mit Licht für 1 Minute (Maxima 480 sichtbar Lichthärtegerät, Henry Schein, USA). </li><li> Decken Sie die Klebeschicht mit einer dünnen Schicht von Charisma (Heraeus Kulzer, Deutschland). Einbetten zwei verbundenen Muttern (Durchmesser: 3 mm) in dem Verbund. Härten Sie die Composite danach mit Licht. Wenn nötig, gelten zusätzliche Schichten von Verbundwerkstoffen und heilt sie mit Licht. </li><li> AnzeigeMinister Buprenorphin (0,015 mg / kg, sc) zur postoperativen Analgesie. Das Tier sollte wieder auf die Beine innerhalb von ca. 5 min. Lassen Sie die Maus, um im eigenen Käfig bei Raumtemperatur wieder für mindestens 3 Tage nach der Operation. </li></ol></li><li> Video-Setup für die EOG-Mäuse (Abbildung 2). <ol><li> Platzieren Sie die Maus in der Restrainer und fixieren den Kopf auf die Restrainer durch zwei Schrauben (Bild 1). Die Maus muss nicht sein narkotisierten für dieses Verfahren. Einstweilige Zeit sollte nicht länger als 1 Stunde / Tag. </li><li> Montieren der Maus Kopf-Körper Verzögerer auf einem XY-Plattform, die wiederum auf dem Drehtisch (Durchmesser: 60 cm) angebracht ist. Mit Hilfe der XY-Plattform kann die Maus den Kopf über der Mitte der Drehscheibe platziert werden. Die Maus kann über die Nick-, Gier-und Roll-Achsen bewegt werden. Der Kopf der Maus in der richtigen Tonhöhe, Gier-und Rollwinkel durch Ausrichten des Auges mit dem visuellen Bild des Auges durch die iSCAN syste generiert platziertm. Alternativ kann der Sockel Konstruktion auf den Kopf der Maus in einem stereotaktischen Rahmen 11 angeordnet werden. </li><li> Der Drehtisch ist mit einem AC-Servo-gesteuerten Motor (Harmonic-Drive-AG, Niederlande) und der Position des Drehtisches befestigt ist durch ein Potentiometer (Bourns inc.., CA), die an dem Drehtisch Achse überwacht. </li><li> Ein zylindrischer umliegenden Bildschirm (Durchmesser: 63 cm, Höhe: 35 cm) mit einer zufälligen Punktmuster (jedes Element 2 °) deckt den Plattenteller; diese Trommel ist auch mit einem AC-Servo-gesteuerten Motor (Harmonic Drive AG, Niederlande) ausgestattet . Die Position der zylindrischen Abdeckung wird durch ein Potentiometer (Bourns inc.., CA), die an seine Achse und der Bildschirm durch eine Halogenlampe (20 Watt) beleuchtet werden überwacht. Sowohl die umliegenden Bildschirm und die Drehscheibe werden getrennt angetrieben. </li><li> Die Bewegung des Drehtisches und Umgebung erfolgt über einen Computer, der mit einem I / O-Schnittstelle (CED begrenzt, Cambridge, Großbritannien) verbunden ist, gesteuert. TaBLE und den umliegenden Bildschirmposition Signale werden gefiltert (Cut-off-Frequenz: 20 Hz), digitalisiert durch die I / O-Schnittstelle und möchte auf diesem Computer gespeichert. </li><li> Das Auge der Maus wird durch drei Infrarot-Strahlern beleuchtet (600 mW, Abstrahlwinkel: 7 °, Peakwellenlänge: 880 nm, RS Components, die Niederlande). Zwei Infrarot-Strahler mit dem Drehteller befestigt ist und der dritte Emitter mit der Kamera angebracht ist. Diese dritten Emitter erzeugt ein Referenz-Hornhautreflexion (CR), die während der Kalibrierung und während der Augenbewegung Aufnahmen verwendet wird. </li><li> Ein Infrarot-CCD-Kamera mit Zoom-Objektiv (Zoom 6000, Navitar inc.., NY) ausgestattet ist, um dem Drehtisch befestigt und auf der Maus Kopf in der Mitte des Drehtisches konzentriert. Die Kamera kann verriegelt ist und damit über dem Plattenteller Achse nachgeführt werden über genau 20 ° während der Kalibrierung. </li><li> Das Videosignal wird durch einen Eye Tracking System (ETL-200, iSCAN, Burlington, MA) verarbeitet. Der iScan-System verwendet einen AlgorithmusAlgorithmus, um die Zentren der Pupille und der Referenz CR verfolgen. Das System kann den Schüler-und Referenz-CR in horizontaler und vertikaler Richtung zu verfolgen mit einer Abtastrate von 120 Hz. </li><li> Referenz CR Position Pupillenposition und Pupillengröße Signale werden durch die I / O-Schnittstelle digitalisiert und in der gleichen Datei wie die Tabelle und die umliegenden Bildschirmposition gespeicherten Signale. Die Video-Schüler-Tracking-System induziert eine Verzögerung der Augenbewegung Signalen von etwa 27 ms. </li></ol></li></ol> 2. Kalibrieren und Messen Eye Movements Einsatz von Video-Tracking-Schüler Das Eye-Tracking-System erfasst die Bewegung der Pupille als eine Translationsbewegung. Die Translationsbewegung der Pupille erfasst enthält eine translatorische Komponente durch axiale Differenz zwischen dem Rotationszentrum des Auges und der anatomischen Zentrum des Auges und (dh der Mittellinie der Hornhautkrümmung) und eine Rotationskomponente durch die Winkeldrehung des Augapfels. Durch subtrahierenÝng die Referenz CR von der Pupille Bewegung / Position, wird die unerwünschte translatorische Komponente aus dem Signal entfernt, was in eine translatorische Bewegung, die nur aufgrund der Drehung des Augapfels. Obwohl sie oft sehr klein sind, diese Subtraktion eliminiert auch die Übersetzungen zwischen dem Kopf und der Kamera. Das restliche isoliert Translationsbewegung in die Winkeldrehung des Augapfels durch die folgende Kalibrierverfahren 8,12 umgewandelt. Diese Kalibrierung wurde vor jeder Augenbewegung Experiment durchgeführt. <ol><li> Stellen Sie die Maus Kopfposition der Kamera in der Weise, dass das Videobild der Pupille in der Mitte des Bildschirms befindet, und dass die Darstellung des Referenz-CR ist auf der vertikalen Mittellinie des Auges am besten direkt über der Pupille befindet. Minimieren der Bewegungen des Referenz-CR durch kantige Kamera Drehungen, die, indem die Mitte der Hornhautkrümmung über die Kamera / Tischachse erreicht werden kann. &lt;/ Li&gt; <li> Drehen der Kamera mehrmals um + / - 10 ° (dh 20 Grad von Spitze zu Spitze) um die vertikale Achse des Drehtellers. Verwenden der Positionen der nachverfolgten Pupille (P) und der Referenzspannung CR in den extremen Positionen der Kamera aufgezeichnet, um eine Drehung des Radius der Drehung der Pupille zu berechnen (Rp; Rp = Δ / sin (20 °), wo Δ = (CR -P), siehe Abbildung 3A). </li><li> Aufgrund der Tatsache, dass die Rp-Wert auf der Pupille eine Größe abhängt, muss eine Pupillengröße Korrektur implementiert 12 (3B) werden. Wiederholen Sie Schritt 2,2 mehrmals unter verschiedenen Lichtverhältnissen (dh Manipulation der Pupillengröße; 3C), um die Pupillengröße bestimmen - Rp Beziehung und bilden ein RP Korrekturkurve (3D). Die Rp-Wert hängt auch von der vertikalen Augenposition. Wenn das Experiment wird vertikalen Augenbewegungen verursachen dann eine Korrektur der Kalibrierung für vertikale Augenpositionen ist sehr empfehlenswert13. </li><li> Bestimmen der Winkelposition des Auges (E) durch Messung der Referenz-CR Position P-Stellung und die Pupillengröße. Der Verweis CR Position wird von der Pupillenposition Erzeugen eines translationalen freien Pupillenposition subtrahiert. Durch Messung der Pupillengröße die Rp-Wert kann aus der Rp Korrekturkurve extrahiert und E können unter Verwendung der folgenden Formel berechnet E = arcsin {(Δ1) / Rp} (4A, wo Δ1 = (P 2-P 1) und P 1 und P 2 werden durch Subtraktion des Referenzsignals CR korrigiert). </li><li> Ein großes Repertoire an Plattenspieler und / oder Rotationen umliegenden Bildschirm kann nun verwendet, um den okulomotorischen System zu stimulieren. Um Video Okulographie im Dunkeln durchführen, muss die Maus mit einem Auge auf miotischen Droge, um die Pupillenerweiterung zu begrenzen und ermöglichen Tracking Schüler unter diesen Umständen vorbehandelt werden. In unseren Experimenten verwenden wir Pilocarpin (4%, Chauvin Laboratories, Frankreich) nach Pupillenerweiterung in begrenzendie Dunkelheit. </li></ol> 3. Datenanalyse <ol><li> Augenpositionen, Tisch-Positionen und die umliegenden Bildschirm Positionen sind alle in Winkelpositionen umgewandelt (siehe Abbildung 4B und Formel in Abschnitt 2.4). Eye-Signale werden für ihre Verzögerung von 27 ms induziert durch die Bildverarbeitung der Pupille-Tracking-System korrigiert. </li><li> Winkelstellungen des Auges, Tisch und umliegenden Bildschirm sind differenziert und gefiltert mit einem Butterworth-Tiefpassfilter mit einer Grenzfrequenz von 20 Hz. </li><li> Sakkaden sind aus dem Auge Geschwindigkeit unter Verwendung eines Nachweisgrenze von 40 ° / s entfernt. Die Daten entfernt ab 20 ms vor und bis zu 80 ms nach dem Überqueren der Nachweisgrenze. </li><li> Tabelle, um Bildschirm und Auge Geschwindigkeitssignale werden gemittelt über jeden einzelnen Zyklus in der Spur (4C). </li><li> Gemittelten Signale werden mit einer entsprechenden Funktion ausgestattet. Im Allgemeinen wird eine sinusförmige Geschwindigkeit Stimulation und die gemittelteZyklen werden mit Sinus-oder Cosinus-Funktion (4C) ausgestattet. Dann kann die Verstärkung als das Verhältnis der Augen der Stimulusgeschwindigkeit Geschwindigkeit berechnet werden, während die Phase als die Differenz (in Grad) zwischen dem Auge Geschwindigkeit und Stimulusgeschwindigkeit berechnet werden kann. </li></ol> 4. Repräsentative Ergebnisse Video-Okulographie kann verwendet werden, um verschiedene Formen der okulomotorischen Aufführungen (dh optokinetischen Reflex: OKR; vestibulo-okulären Reflexes: VOR; visuell verbesserte vestibulo-okulären Reflexes: VVOR) zu untersuchen sowie motorischen Lernens (VOR Anpassung; OKR Adaptation). Der OKR kompensiert tieffrequente Störungen mit visuellem Feedback. Der OKR kann durch Drehen des gut ausgeleuchteten Umgebung Bildschirm (Movie 1) induziert werden. Drehen des umgebenden Schirm über einem Frequenzbereich von 0,2 -1,0 Hz bei einer Amplitude von 1,6 ° zeigt, wie die optokinetischen System eine effizientere Ausgleichsmechanismus im niederfrequenten Bereich tha istn im Hochfrequenzbereich (5A). Die VOR kompensiert hochfrequenten Kopfbewegungen über Signale aus den vestibulären Organe. Die VOR kann durch Drehen des Tieres (zB Plattenspieler) im Dunkeln (Film 2) induziert werden. Drehen des Drehtisches über einen Frequenzbereich von 0,2 -1,0 Hz bei einer Amplitude von 1,6 ° zeigt, wie die vestibulookulären effizienter bei der Erzeugung Kompensieren Augenbewegungen in der Hochfrequenz-Bereich als im niederfrequenten Bereich (5A) . Wenn die optokinetischen und vestibulo-okulären System an einem Strang, können Bilder auf der Netzhaut über einen weiten Bereich von Kopfbewegungen stabilisiert werden. Drehen der Drehscheibe über einen Frequenzbereich von 0,2 -1,0 Hz mit einer Amplitude von 1,6 °, während das umgebende Bildschirm ist gut ausgeleuchtet (Film 3) zeigt, wie das Auge &quot;High Gain&quot; Ausgleichsbewegungen über den gesamten Frequenzbereich (5A erzeugt ). Alle diese Gewinn-und pH-ASE-Werte sind typisch für Mäuse, obwohl Gender-14 und Dehnung 15,16,17 Unterschiede gemeldet wurden. Die unabhängige Kontrolle über die Drehscheibe und die umliegende Bildschirm ermöglicht uns, die Mäuse mit einem Missverhältnis zwischen visueller und vestibulärer Informationen zu konfrontieren. Nach einer langfristigen und gleichmäßige Belichtung von nicht übereinstimmenden visuellen und vestibulären Informationen wird die VOR der Maus ändern, um für die veränderten visuellen Input (VOR Anpassung; Movie 4) zu kompensieren. Drehen der Drehscheibe aus der Phase (dh 180 °) mit dem umgebenden Bildschirm (1 Hz, 1,6 °) erhöht die VOR-Verstärkung (Abbildung 5B). Die maximale Veränderung der VOR-Verstärkung, bei der Verwendung eines ein Versuch Lernparadigma, wird oft nach 30 Minuten erreicht. <img alt="1" src="/files/ftp_upload/3971/3971fig1.jpg" /> Abbildung 1. Schematische Darstellung des Maus-Kopf-Körper zurückhält. Der Körper der Maus ist zurückhaltend mitein Kunststoff zylindrischen Rohr mit einem Durchmesser von 35 mm. Der Kopf der Maus wird durch Verbinden der Sockel der Maus an die Eisenstange mit zwei Schrauben fixiert. Die Eisenstange einen Winkel von 30 Grad um den Kopf der Maus in die normale Tonhöhe beim Gehen zu positionieren. * Draufsicht des Sockels mit zwei Muttern. <img alt="2" src="/files/ftp_upload/3971/3971fig2.jpg" /> Abbildung 2. Schematische Darstellung des Maus-Video-EOG-Setup. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3971/3971fig3.jpg" /> Abbildung 3. Kalibrierung des Video-Schüler-Tracking-System. A) Die Kamera ist mehrfach gedreht um + / - 10 ° (dh 20 Grad von Spitze zu Spitze) um die vertikale Achse des Drehtellers. Die nachverfolgte Pupille (P) und die Referenz Hornhautreflexion (CR) in den Endstellungen der Kameradreh aufgezeichnet werden verwendet, um den Radius der Drehung der Pupille zu berechnen(Rp). B) Der Radius der Pupille Durchmesser ist abhängig von der Größe der Pupille. C) Das Beispiel zeigt die Wirkung der Pupillengröße auf Pupillenposition während der Kalibrierprozedur (sowohl in Pixel (px gemessen)). D) Beziehung zwischen RP und Pupillendurchmesser in einem einzigen Maus gemessen. Die dreizehn verschiedene Pupillendurchmesser wurden durch Veränderung der Intensität des Umgebungslichts erreicht. <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/3971/3971fig4.jpg" /> Abbildung 4. Messung und Analyse der Augenbewegungen mit Hilfe von Video-Tracking-Schüler. Korrigiert CR-Position); A) Die Winkelposition Pupillenposition von Radius der Pupille (Rp) und der Position der Pupille (P berechnet. B) Beispiel für die kompensatorische Augenbewegung durch die Stimulierung der vestibulären und visuellen System (visuell verbesserte VOR) induziert. Die Drehscheibe gedreht wurde sinusförmig bei 0,6 Hz mit einer Amplitude von 1,6 °, während das umgebende Bildschirm war gut beleuchtet. C) Die Analysen der Aufzeichnunggezeigt in B). Das Diagramm zeigt die gemittelte Geschwindigkeit Spur des Drehtisches (blau) und Pupille (rot). Diese gemittelten Spuren wurden mit einer sinusförmigen Funktion (schwarz) angebracht ist. <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/3971/3971fig5.jpg" /> Abbildung 5. Leistung und Lernen des okulomotorischen System in einem C57Bl6 Maus gemessen. A) Augenbewegungen werden durch Drehungen des umgebenden Bildschirm (optokinetischen Reflex erzeugt: OKR, obere Bilder), durch Drehen der Maus in der Dunkelheit (vestibulo-okulären Reflexes: VOR-, Mittel-Platten) und durch Drehen der Maus im Licht (visuell -verstärkte vestibulo-okulären Reflexes: VVOR, unteres Feld) mit Frequenzen im Bereich 0,2 bis 1,0 Hz bei einer Amplitude von 1,6 °. Die Verstärkung des Reflexes wurde als das Verhältnis des Auges Geschwindigkeit der Stimulusgeschwindigkeit (linkes Bild) und die Phase des Reflexes berechnet wurde aus der Phasendifferenz zwischen dem Auge Geschwindigkeit und Stimulusgeschwindigkeit (rechte Felder) berechnet. B) Motorisches Lernen wurde erreicht durch<html> adaptiv Erhöhung der VOR mit Hilfe eines aus der Phase Ausbildung Paradigma. Die Maus war Gegenstand einer visuovestibular Ausbildung Paradigma, in dem die Drehung der Maus war außer Phase (180 °) mit der Drehung des umgebenden Schirm (sowohl rotierende bei 1,0 Hz, 1,6 °) für 40 Minuten. Alle 10 Minuten wird das VOR getestet wurde (1,0 Hz, 1,6 °). In dieser Maus aus der Phase der Ausbildung erhöht die VOR Gewinn. Movie 1. Animation des Paradigma, das OKR induziert in Mäusen <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3971/3971movie1.mov" target="_blank">Klicken Sie hier, um Film anzusehen</a> . Movie 2. Animation zeigt das Paradigma, dass VOR induziert bei Mäusen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3971/3971movie2.mov" target="_blank">Hier klicken, um Film anzusehen</a> . Movie 3. Animation zeigt das Paradigma, dass VVOR in Mäusen induziert..com/files/ftp_upload/3971/3971movie3.mov &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; Klicken Sie hier, um Film zu sehen. Movie 4. Animation des visuovestibular aus der Phase Ausbildung Paradigma, das VOR-Anpassung (Erhöhung) in Mäusen induziert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3971/3971movie4.mov" target="_blank">Hier klicken, um Film anzusehen</a> .

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</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Um qualitativ hochwertige Video-Aufnahmen Augenbewegungen bei Mäusen erhalten mehrere Anforderungen notwendig sind. Die Kalibrierung muss in dem oben genannten standardisierten Materie durchgeführt werden. Zum Beispiel außermittig Kalibrierung, wenn der Schüler nicht auf der vertikalen Mittellinie mit dem Hinweis CR während der Kalibrierung positioniert ist, wird in einer Unterschätzung der RP und damit einer Überschätzung der Augenbewegungen führen. Weiterhin empfehlen wir die Integration der Pupillengröße Korrekturverfahren bei der Kalibrierung 12, da Studien, die eine sehr stabile Pupillengröße zeigen sehr selten sind. Selbst ein kleiner Stressfaktor während der Studie können bereits verändern die Pupillendurchmesser erheblich. Bei der Planung einer Augenbewegung Experiment, müssen folgende Faktoren berücksichtigt werden oder kontrolliert werden, weil sie für die bekannt sind, um die Augenbewegungen Reaktion beeinflussen: Alter 13,18, Geschlecht 14 und Dehnung 15,16, 19. Darüber hinaus sollte das Versuchstier haben pigmentierten Iris, da Schüler Erkennung und Verfolgung ist unmöglich, wenn der Kontrast zwischen Pupille und der Iris zu niedrig ist, wie in dem BALB / c-Maus. Äußerst nervös oder ängstlich Tiere müssen noch geschult, vor dem Experiment werden, um zu der experimentelle Aufbau und die verhaltene Zustand zu gewöhnen. Dieses Tier Bearbeitungsprozedur Ergebnisse in weniger Verschluss oder semi-Schließen der Augen und verhindert die Bildung von Augenflüssigkeit während des Experiments, und somit eine bessere Schüler-Tracking durchgeführt wird. Schließlich Erfassung und Analyse der Daten erfordert zwei bis drei Stunden pro Tier. Daher wird Augenbewegung Aufnahmen wahrscheinlich ein besonderes Verfahren angewendet ausgewählt Mäusen und eignet sich nicht als Hochdurchsatz-Screening-Test bleiben.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> Isofluran </td><td> Rhodia Organique Feine LTD </td><td></td></tr><tr><td> Heizkissen </td><td> FHC </td><td> 40-90-8 </td></tr><tr><td> Duratears </td><td> Alcon </td><td></td></tr><tr><td> Phosphorsäure-Gel </td><td> Kerr </td><td> 31297 </td></tr><tr><td> Optibond Prime </td><td> Kerr </td><td> 35369 </td></tr><tr><td> Optibond Klebstoff </td><td> Kerr </td><td> 35369 </td></tr><tr><td> Charisma Composite </td><td> Heraeus Kulzer </td><td></td></tr><tr><td> Maxima 480 Lichthärtegerät </td><td> Henry Schein </td><td></td></tr><tr><td> AC-Servo-gesteuerten Motor </td><td> Harmonic Drive AG </td><td></td></tr><tr><td> Cylindric Bildschirm </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Halogenlampe (20 W) </td><td> RS Components </td><td></td></tr><tr><td> Potentiometer (Präzision) </td><td> Bourns Inc.. </td><td> 6574 </td></tr><tr><td> Antrieb 1401 (I / O-Schnittstelle) </td><td> CED begrenzte </td><td></td></tr><tr><td> Computer </td><td> Dell </td><td></td></tr><tr><td> Infrarot emmitters </td><td> RS Components </td><td> 195-451 </td></tr><tr><td> ETL-200 </td><td> ISCAN </td><td></td></tr><tr><td> Zoom-Objektiv (Zoom 6000) </td><td> Navitar Inc. </td><td></td></tr><tr><td> Pilocarpinenitrate (Halbe) </td><td> Laboratoire Chauvin </td><td></td></tr></tbody></table>

video-okulographie in mäuse

Video-oculography in Mice

Augenbewegungen sind sehr wichtig, um ein Objekt zu verfolgen oder um ein Bild auf der Retina bei der Bewegung zu stabilisieren. Tiere ohne Fovea, wie beispielsweise der Maus, eine begrenzte Fähigkeit, ihre Augen auf ein Ziel zu verriegeln. Im Gegensatz zu diesen Ziel gerichtet Augenbewegungen, werden kompensatorische Augenbewegungen Okular leicht löste in afoveate Tiere 1,2,3,4. Kompensatorischen Augenbewegungen werden durch die Verarbeitung von vestibulären und optokinetischen Informationen in ein Steuersignal, das die Augenmuskeln fahren wird erzeugt. Die Verarbeitung der vestibulären und optokinetischen Informationen können einzeln und gemeinsam untersucht werden, so dass die Angabe eines Defizits in der Okulomotorik. Die okulomotorischen System kann durch Hervorrufen einer optokinetischen Reflex (OKR), vestibulo-okulären Reflexes (VOR) oder eine visuell-enhanced vestibulo-okulären Reflexes (VVOR) getestet werden. Der OKR ist ein Reflex, der Bewegung für &quot;full-field&quot;-Bild auf der Netzhaut Bewegungen kompensiert, wohingegen das VOR ist ein Reflex, Auge mEs werden Bewegungen, die Bewegungen des Kopfes ausgleicht. Die VVOR ist ein Reflex, Augenbewegung, die sowohl vestibuläre verwendet sowie optokinetischen Informationen, um die angemessene Entschädigung zu machen. Das Kleinhirn überwacht und ist in der Lage, diese kompensatorische Augenbewegungen einzustellen. Daher ist Okulographie ein sehr mächtiges Werkzeug, um Gehirn-Verhalten unter normalen Beziehung zu untersuchen als auch unter pathologischen Bedingungen (zB der vestibulären, okuläre und / oder zerebrale Ursprungs). Testen des okulomotorischen System, als Verhaltens-Paradigma, ist aus mehreren Gründen interessant. Erstens ist die okulomotorischen System ein gut verstanden neuronalen System 5. Zweitens ist das System relativ einfach okulomotorischen 6; die Menge der möglichen Augenbewegung wird durch seine Ball-in-Socket-Architektur (&quot;single Joint&quot;) und den drei Paaren von extra-Augenmuskeln 7 beschränkt. Drittens kann die Verhaltens-Ausgang und sensorischen Input leicht gemessen werden, was macht dies ein sehr zugängliches System für die quantitativeAnalyse 8. Viele Verhaltenstests fehlt diese hohe quantitative Leistung. Und schließlich können sowohl Leistung als auch Plastizität des okulomotorischen System getestet werden, so dass Forschung zu Lern-und Gedächtnisprozesse 9. Gentechnisch veränderte Mäuse sind heutzutage weit verbreitet und bilden sie eine wichtige Quelle für die Erforschung der Hirnfunktionen auf verschiedenen Ebenen 10. Darüber hinaus können sie verwendet werden als Modelle für menschliche Krankheiten zu imitieren. Anwenden von EOG auf normal, pharmakologisch behandelt oder gentechnisch veränderten Mäusen ist ein leistungsfähiges Werkzeug, um die Forschung zu Grunde liegenden Physiologie der motorischen Verhalten unter normalen und pathologischen Bedingungen zu erkunden. Hier beschreiben wir, wie man Video-Okulographie bei Mäusen 8 zu messen.

Video-EOG ist ein sehr quantitative Methode zur okularen motorischen Leistungsfähigkeit zu untersuchen sowie motorischen Lernens. Hier beschreiben wir, wie man Video-Okulographie bei Mäusen zu messen. Die Anwendung dieser Technik auf normalen, pharmakologisch behandelt oder gentechnisch veränderten Mäusen ist ein leistungsfähiges Werkzeug, um die Forschung zu Grunde liegenden Physiologie der motorischen Verhaltensweisen zu erforschen.

Video-Okulographie in Mäuse

Augenbewegungen sind von großer Bedeutung, um ein Objekt zu verfolgen oder ein Bild auf der Retina während einer Bewegung zu stabilisieren. Tiere ohne Fovea, wie zum Beispiel die ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Video-Okulographie bei Mäusen durchzuführen. Dies wird erreicht, indem zunächst eine Sockelkonstruktion am Schädel der Maus angebracht wird, die es ermöglicht, ihren Kopf in einer speziellen Kopf-Körper-Fixiervorrichtung zu immobilisieren. Der zweite Schritt besteht darin, die Maus in der Video-Okul-Anlage zu positionieren und das Video-Pupillen-Tracking-System zu kalibrieren.Anschließend werden Augenbewegungen aufgezeichnet, während das okulomotorische System mittels eines umfangreichen Repertoires vestibulärer und optokinetischer Reize aktiviert wird. Der letzte Schritt besteht in der Analyse dieser Augenbewegungen. Letztendlich kann die Video-O-Graphie an normalen, pharmakologisch behandelten oder genetisch veränderten Mäusen verwendet werden, um die Physiologie motorischer Verhaltensweisen zu untersuchen.Obwohl diese Methode Einblicke in das okulomotorische System ermöglicht, kann sie auch zur Untersuchung von Erkrankungen mit zerebellärer, vestibulärer oder okularer Genese angewendet werden, indem Mausmutanten verwendet werden, die menschliche Pathologien nachahmen. Um dieses Verfahren zu beginnen, betäuben Sie die Maus in einer Gasnarkosekammer mit einer Mischung aus Isofluran, Fluor und Sauerstoff. Anschließend wird die Narkose durch eine Maske aufrechterhalten, über die das Gas zugeführt wird.Als Nächstes verwenden Sie eine Heizplatte und einen analen Thermosensor, um die Körpertemperatur der Maus bei 37 Grad Celsius zu halten. Anschließend tragen Sie den Augensalbe auf, um die Augen vor dem Austrocknen zu schützen, rasieren das dorsale Kopfhaar und reinigen den Operationsbereich. Danach führen Sie einen medianen Schnitt durch, um die dorsale Schädelfläche freizulegen, und reinigen sowie trocknen die Oberfläche.Dann eine Tropfen Phosphorsäure von bgma auf Lambda auftragen. Nach 15 Sekunden das Ätzen entfernen, die Schädeloberfläche mit Kochsalzlösung reinigen und erneut trocknen. Einen Tropfen Opti Bond Prime auf die oberste Stelle der geätzten Schädeloberfläche auftragen und mit Luft abblasen.Trocknen Sie es 30 Sekunden lang. Fügen Sie danach einen Tropfen Opti Bond Haftvermittler auf dem Opti Bond Primer hinzu. Härten Sie ihn eine Minute lang mit UV-Licht aus.Anschließend bedecken Sie die Klebeschicht mit einer dünnen Schicht Charisma-Composite. Der Verbinder mit Magnetschraubenbohrung und Befestigungsstellen wird in das Composite eingebettet. Danach härten Sie das Composite mit UV-Licht aus.Gegebenenfalls erneut zusätzliche Kompositlagen auftragen und mit Licht aushärten. Dem Tier nach der Operation mindestens drei Tage zur Erholung zugestehen. Im nächsten Schritt wird die Maus in die Haltevorrichtung gebracht und der Kopf mit dem Magneten und einer Schraube befestigt; die Kopf- und Körpervorrichtung für die Maus wird auf eine XY-Plattform montiert.Platzieren Sie mit Hilfe der XY-Plattform den Kopf der Maus über der Mitte der Drehscheibe, sodass die Maus über die Nick- und Rollachsen bewegt werden kann. Bringen Sie anschließend den Kopf in den korrekten Nick- und Rollwinkel, indem Sie das Auge anhand des vom Augenscan-System erzeugten visuellen Bildes des Auges ausrichten. Die Drehscheibe ist nun mit einem AC-Servomotor verbunden.Die Position des Drehtellers wird mit einem am Drehachse des Drehtellers angebrachten Potentiometer überwacht. Der Drehteller ist von einem zylindrischen umgebenden Bildschirm mit einem zufälligen Punkt-Muster bedeckt, der ebenfalls mit einem AC-Servomotor ausgestattet ist. Die Position des zylindrischen Bildschirms wird durch ein an seiner Achse befestigtes Potentiometer überwacht.Die Projektionswand kann mit einem Halogenlicht beleuchtet werden. Die Bewegung des Drehtellers und der umgebenden Wand wird von einem Computer gesteuert, der mit einer Ein-/Ausgabeschnittstelle verbunden ist. Die Positionssignale des Drehtellers und der umgebenden Wand werden über eine 20-Hertz-Grenzfrequenz gefiltert, von der Ein-/Ausgabeschnittstelle digitalisiert und auf diesem Computer gespeichert.Das Auge der Maus wird durch drei Infrarotstrahler beleuchtet. Zwei davon sind am Drehteller befestigt, und der dritte ist an der Kamera angebracht. Dieser dritte Strahler erzeugt eine Referenzreflexion an der Hornhaut, die während des Kalibrierungsverfahrens und bei den Augenbewegungsaufnahmen verwendet wird.Eine Infrarot-CCD-Kamera, die mit einem Zoombobjektiv ausgestattet ist, ist an der Drehscheibe befestigt und auf den Kopf der Maus fokussiert. In der Mitte der Drehscheibe. Die Kamera kann entriegelt werden und entlang der Drehachse exakt um 20 Grad bewegt werden.Während des Kalibrierungsverfahrens wird das Videosignal dann von einem Eye-Tracking-System verarbeitet, das die Pupille und die referenzielle Hornhautreflexion in horizontaler und vertikaler Richtung mit einer Abtastrate von 120 Hertz verfolgen kann. Anschließend werden die Position des referenziellen Hornhautreflexes, die Pupillenposition und die Pupillengrößensignale über die Ein- und Ausgabeschnittstelle digitalisiert und gemeinsam mit den Signalen der Tisch- und Umgebungsbildschirmpositionen in derselben Datei gespeichert, um die Augenbewegungen zu kalibrieren. Stellen Sie die Kopfposition der Maus mit Hilfe der Kamera so ein, dass das Videobild der Pupille in der Mitte des Monitors liegt und die Darstellung des referenziellen Hornhautreflexes auf der vertikalen Mittellinie des Auges direkt über der Pupille positioniert ist.Bewegen Sie als Nächstes die Kamera mehrmals um jeweils 20 Grad Spitze. Drehen Sie um die vertikale Achse des Drehtellers. Verwenden Sie die Positionen der verfolgten Pupille und der referenzierten Hornhaut, die in den Extrempositionen der Kamera aufgezeichnet wurden, um den Radius der Pupillenrotation zu berechnen.Wiederholen Sie diese Schritte mehrmals unter verschiedenen Beleuchtungsbedingungen, um den Zusammenhang zwischen der Pupillengröße und der Pupillenrotation zu bestimmen. Erstellen Sie anschließend eine Korrekturkurve für die Pupillenrotation. Berechnen Sie nun die Winkellage des Auges, indem Sie die Referenzposition der Hornhaut, die Pupillenposition und die Pupillengröße messen.Der Pupillenrotationswert kann aus der Rotationskorrekturkurve der Pupille extrahiert werden, und die Winkellage des Auges kann mithilfe der folgenden Formel berechnet werden. Hier wird das VVOR-Augenbewegungsexperiment gezeigt. Konvertieren Sie nun die Augenpositionen, Tischpositionen und Umgebungs-Bildschirmpositionen in Winkelpositionen.Anschließend differenzieren und filtern Sie die Winkellagen des Augentisches und des umgebenden Bildschirms mit einem Tiefpass-Butterworth-Filter. Unter Verwendung einer Grenzfrequenz von 20 hertz sub entfernen Sie die Sekunde aus dem Augenbewegungssignal mithilfe einer Erkennungsschwelle von 40 Grad pro Sekunde. Danach mitteln Sie die Tisch- und Augenbewegungssignale unter Verwendung jedes einzelnen Zyklus im Versuch und passen die gemittelten Signale mit einer geeigneten Funktion an.Im Allgemeinen wird eine sinusförmige Geschwindigkeitsstimulation verwendet, und die durchschnittlichen Zyklen werden mit einer Sinus- oder Kosinusfunktion angepasst. Dieser Film zeigt, wie die Augenbewegungen durch die Drehung des umgebenden Bildschirms erzeugt werden, um einen optokinetischen Reflex hervorzurufen, wobei der umgebende Bildschirm über einen Frequenzbereich von 0,2 bis eins Hertz mit einer Amplitude von 1,6 Grad gedreht wird. Das optokinetische System der Maus erweist sich im niederfrequenten Bereich als effizienter als im hochfrequenten Bereich.Hier ist ein weiterer Film, der zeigt, wie die Augenbewegungen erzeugt werden. Durch Drehen der Maus im Dunkeln wird der vestibulo-okulare Reflex ausgelöst, wobei der Drehteller über einen Frequenzbereich von 0,2 bis 1 Hz mit einer Amplitude von 1,6 Grad gedreht wird. Es zeigt sich, dass das vestibulo-okulare System der Maus im hohen Frequenzbereich effizienter ist als im niedrigen Frequenzbereich.Hier wird ein weiterer Film gezeigt, der veranschaulicht, wie Augenbewegungen erzeugt werden, indem die Maus im Licht rotiert wird, um einen visuell verstärkten vestibulären Okularreflex hervorzurufen, wobei die Drehscheibe über einen Frequenzbereich von 0,2 bis 1 Hertz mit einer Amplitude von 1,6 Grad gedreht wird, während der umgebende Bildschirm gut beleuchtet ist. Es wird gezeigt, dass die Maus über den gesamten Frequenzbereich effiziente kompensierende Augenbewegungen erzeugt. Dieser Film zeigt, wie motorisches Lernen durch adaptive Steigerung des vestibulären Okularreflexes erreicht wurde. Mithilfe eines gegenphasigen Trainingsparadigmas, bei dem die Drehscheibe gegenphasig zum umgebenden Bildschirm rotiert wird, erhöht sich die VOR-Verstärkung dieser Maus.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man eine Video-Okulographie bei Mäusen durchführt.

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Dieses Video zeigt die ex vivo Kultur und Bildgebung von okulomotorischen Schnitten aus transgenen Mausembryonen. Die Embryonen werden isoliert und in Agarose eingebettet. Mit Hilfe eines Vibratoms werden Scheiben erhalten, die die okulomotorischen Kerne und Augen enthalten. Die Scheiben werden in Kultur aufbewahrt und mit einem Fluoreszenzmikroskop abgebildet.

Ex-vivo-Kultur und Bildgebung von okulomotorischen Schnitten aus transgenen Mausembryonen

Quelle: Wang, Z., et al. Transpupilläre Zwei-Photonen-In-vivo-Bildgebung der Netzhaut der Maus.  J. Vis. Exp. (2021). Dieses Video zeigt eine Technik für die in vivo Netzhautbildgebung mittels Zwei-Photonen-Mikroskopie. Anästhesierte Mäuse werden auf die Bildgebung vorbereitet, indem sie ihren Kopf sichern, Augenschmiermittel auftragen und ein Deckglas über das Auge legen. Retinale Ganglienzellen (RGCs), die fluoreszierende Proteine exprimieren, werden zunächst mittels Epifluoreszenz zur...

Zwei-Photonen-In-vivo-Bildgebung der Netzhaut der Maus

Quelle: Bosco, A., et al.  In vivo Dynamik der retinalen Mikrogliaaktivierung während der Neurodegeneration: Konfokale ophthalmoskopische Bildgebung und Zellmorphometrie beim Mausglaukom. J. Vis. Exp. (2015) Dieses Video zeigt die In-vivo-Bildgebung von retinalen Mikroglia in einem Mausmodell des Glaukoms. Eine transgene Maus mit fluoreszierenden Protein-exprimierenden retinalen Mikroglia wird unter einem Ophthalmoskop positioniert. Infrarotbeleuchtung wird verwendet, um den Sehnervenkopf (ONH)...

In vivo Bildgebung von retinalen Mikroglia in einem Mausmodell des Glaukoms

Source: Jagodzinska, J., et. al., Optische Kohärenztomographie: Bildgebung von retinalen Ganglienzellen der Maus In Vivo. J. Vis.  (2017)  In diesem Video demonstrieren wir die Verwendung der optischen Kohärenztomographie (SD-OCT) im Spektralbereich zur Abbildung von Netzhautschichten und zur Beurteilung struktureller Veränderungen in einem genetisch veränderten Mausmodell mit Optikusneuropathie.

In-vivo-Bildgebung der Netzhaut der Maus mittels optischer Kohärenztomographie

Intravitalmikroskopie kann bei Tieren verwendet werden, um retinale Gefäßdurchmesser, Blutbahngeschwindigkeiten und den gesamten retinalen Blutfluss sichtbar zu machen und zu messen.

Intravitale Videomikroskopie-Messungen des retinalen Blutflusses bei Mäusen

Mikroglia-Aktivierung und Mikrogliose sind zentrale Antworten auf chronische Neurodegeneration. Hier stellen wir Verfahren zur in-vivo-Langzeit-Visualisierung der Netzhaut CX3CR1-GFP + Mikroglia-Zellen durch konfokale Ophthalmoskopie und zum Schwellenwert und morphometrische Analysen zur Identifizierung und Quantifizierung von deren Aktivierung. Wir überwachen Mikroglia Veränderungen während der frühen Stadien der altersbedingten Glaukom.

In Vivo Dynamics of Retinal Mikrogliaaktivierung Während Neurodegeneration: Confocal Ophthalmoskopische Imaging and Cell Morphometrie in Maus Glaucoma

Dieses Manuskript beschreibt ein Protokoll für die in-Vivo Bildgebung der Netzhaut Maus mit hochauflösenden spektralen Bereich optische Kohärenztomographie (SD-OCT). Es konzentriert sich auf die retinalen Ganglienzellen (RGC) in der peripapillären Region mit mehreren scannen und Quantifizierung der beschriebenen Ansätze.

Optische Kohärenztomographie: Maus retinalen Ganglienzellen Zellen In Vivo Imaging

Dieses Protokoll beschreibt wie hochauflösende bildgebende Verfahren wie spectral-Domain optische Kohärenztomographie und scanning Laser Ophthalmoskopie in kleine Nagetiere, mit einer ophthalmologischen Bildgebung Plattform-System, um Auskunft über genutzt werden Netzhautdicke und Microglial Zelle Verteilung, beziehungsweise.

In Vivo Darstellung der Cx3cr1GLP/Gfp Reporter Mäuse mit Spectral-Domain optische Kohärenztomographie und Scanning Laser Ophthalmoskopie

Die vorgestellte Protokoll erzeugt einen anhaltenden sensorischen Konflikt für Experimente zur langfristigen lernen zu studieren. Durch das dauerhaft eine feste Vorrichtung tragen auf dem Kopf, sind Mäuse ständig eine sensorische Missverhältnis zwischen visuellen und vestibulären Eingaben während der Fahrt frei im Hause Käfige ausgesetzt.

Langfristige sensorischen Konflikt in Mäusen frei Verhalten

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Schritte zum Abgleich von in vivo Bildern der optischen Kohärenztomographie (Vis-OCTF) mit konfokalen ex vivo Bildern derselben Mausnetzhaut, um die beobachtete Morphologie der retinalen Ganglienzell-Axonbündel in den in vivo Bildern zu verifizieren.

Abgleich von optischen Kohärenztomographie-Fasergrammen im sichtbaren Licht mit konfokalen Bildern derselben Maus-Netzhaut

Hier beschreiben wir ein Standardprotokoll zur Quantifizierung des optokinetischen Reflexes. Es kombiniert virtuelle Trommelstimulation und Video-Okulographie und ermöglicht so eine präzise Bewertung der Merkmalsselektivität des Verhaltens und seiner adaptiven Plastizität.

Quantifizierung der visuellen Merkmalsselektivität des optokinetischen Reflexes in Mäusen

Lernen Sie Video-Okulographie zur Untersuchung okulomotorischer Leistung und motorischen Lernens bei Mäusen. Diese quantitative Methode ermöglicht die Analyse von Augenbewegungen und physiologischen Mechanismen.

Video-Okulographie in Mäuse

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