Name: Design, Oberflächenbehandlung, Cellular-Überzug und Kultivierung von Modular Neuronale Netze Bestehend aus Funktionell mit Inter-Schaltungen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 32 s
Description: Lernen Sie die Herstellung modularer neuronaler Netzwerke in vitro mit PDMS-Schablonen für präzise Proteinmusterung und Zelladhäsion. Diese Methode ermöglicht elektrophysiologische Studien funktionaler Schaltkreise.

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Diese Arbeit wurde von der Europäischen Projekt BRIANBOW (RP7 Young Explorers unterstützt, möchten die Autoren um Dr. Jacopo Tessadori für nützliche Kommentare zum Manuskript danken und Silvia Chiappalone für ihre Hilfe bei der Erstellung der im Video verwendeten Grafiken.

Das Verfahren wurde in Übereinstimmung mit den NIH-Standards für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt und von der Universität Tel-Aviv Animal Care und Verwenden Committee (Zulassungsnummer - L-14-019) zugelassen. 1. Vorbereitung der Instrumente und PDMS <ol><li> Bereiten Sie die Wafer (Tabelle der Materialien, oder bestellen Sie die Wafer aus einem Mikrolabor), ein Skalpell und einer Pinzette - Sterilisation ist nicht erforderlich. </li><li> Make Poly-D-Lysin (PDL) Lösung gemäß den folgenden Bedingungen: 4 mg / ml in 0,1 M Boratpuffer, pH 8, und bei -20 ° C. </li><li> Bereiten PDMS Schablonen nach dem folgenden Verfahren: <ol><li> Bereiten Polydimethylsiloxan (PDMS, Silikonelastomer) durch Mischen der Basis und das Härtungsmittel in einem Verhältnis von 10: 1, dann rühren die 2 Substanzen für ungefähr 5 min. </li><li> Platzieren Sie in der Vakuumkammer zweimal für 15 Minuten jedes Mal, und überprüfen Sie Luftblasen verschwunden sind. </li><li> Wanndie PDMS ist bereit, bereiten Spincoater: open Stickstoff Regler auf Gasverbrauch zu ermöglichen, legen Sie die Siliziumscheibe (1A) am Spinner, und verwenden Sie das Vakuum, um es mehr bewegen lässt. </li><li> Gießen PDMS über Wafer und aktivieren Sie die spinner 1 min bei 1000 Umdrehungen pro Minute (erzeugt etwa 100 &amp; mgr; m Höhe). </li><li> Platzieren Wafer auf einer heißen Platte bei 100 ° C für 30 min. </li><li> Wenn der PDMS ausgehärtet ist, einen Überblick über die Schablone Grenzen mit PDMS, mit Pasteurpipette. Platzieren Wafer auf einer heißen Platte bei 100 ° C für 30 min. </li><li> Wenn die PDMS-Grenzen ausgehärtet, mit einem Skalpell, um Schablonen nach den Grenzen geschnitten und ziehen Sie die Silizium-Schablone aus dem Wafer (ein Quadrat PDMS mit einem einzelnen Muster). </li></ol></li></ol> 2. Petrischale und Deckglas Vorbereitung <ol><li> Bereiten Sie 23 mm Quadratglasplättchen und reinigen Sie diese nach der folgenden Reihenfolge: <ol><li> Mit destilliertem Wasser, 70% Ethanol und Aceton zu waschen. </li><html><li> Mit Isopropanol und schnell mit Stickstoff trocken waschen. </li></ol></li><li> Zeigen gemusterten PDMS Schablonen auf Deckglas, und drücken Sie vorsichtig, um sicherzustellen, dass sie fest an der Glasoberfläche angebracht. Platzieren Sie in der Vakuumkammer für 15 Minuten. </li><li> 1 ml der PDL auf Schablone. Legen Sie das Deckglas in die Vakuumkammer zweimal für jeweils 20 min, und lassen Sie PDL O / N, um zu trocknen. </li><li> Bereiten Petrischale auf eine unterstützende Zellennetz zu erstellen: <ol><li> Decken Sie die Oberfläche der Schale (3,5 cm) mit 1 ml PDL für 2 Stunden in RT. Nehmen Sie die PDL-Tropfen mit einer Pipette. </li><li> Waschen mit destilliertem Wasser und trocknen lassen. Legen Sie einen sehr kleinen Tropfen Silikonfett an jeder Ecke des Deckglases. </li></ol></li><li> Legen Sie das Deckglas auf die Mitte der Petrischale (dh die PDMS sollte nach oben) und drücken Sie vorsichtig, um die Befestigung zu überprüfen. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig PDMS von Deckglas mit einer Pinzette. Zur Sterilisation aussetzen UV-Beleuchtung für 7 min. </li></ol>le &quot;&gt; 3. Multi-Elektroden-Array (MEA) Vorbereitung <ol><li> Saubere MEA in dieser Reihenfolge (Tabelle der Materialien): <ol><li> 3 Mal Waschen mit Wasser unter Wasserhahn und beschallen in konzentrierter, enzymatische Reinigungsmittel. </li><li> Mit Ultraschall in destilliertem Wasser 3-mal. </li><li> Waschen mit destilliertem Wasser (in der Kapuze, 1000 ul Spitze) für 3-mal und Ort unter UV für 30 min. </li></ol></li><li> Unterstützung Netzvorbereitung: <ol><li> Bereiten Sie die Support-Netzwerk entwickelt, Schimmel. <ol><li> Gießen PDMS in eine Platte mit 12 Vertiefungen (22 mm Durchmesser). </li><li> Wenn der PDMS gehärtet nehmen Sie die Form und mit einem Skalpell, schneiden Sie ein Loch in der Mitte, um eine Ringform zu schaffen. </li><li> Legen Sie ein Support-Netzwerk entwickelt Schimmel auf der Mitte der MEA (2A) und decken den Rest der Oberfläche mit PDL für 2 h bei RT. </li></ol></li><li> Entfernen PDL mit Pipette und wäscht mit destilliertem Wasser. </li><li> Entfernen Sie die Form und trocknen lassen (Abbildung 2A). &lt;/ Li&gt; </ol></li><li> Richten Schablone MEA auf die folgende Weise: <ol><li> Setzen Sie Schablone auf bezeichneten Mikromanipulator. Verwenden eines invertierten Mikroskops genau auszurichten gemusterten Struktur, um die Elektroden, und senken die Schablone bis sie auf der MEA Oberfläche (2B) angeordnet ist. Hinweis: Kontakt mit einer gut gereinigt MEA bietet wettbewerbsfähige Haftung zwischen den PDMS und der MEA selbst. </li><li> Heben Sie den Mikromanipulator und, wenn nötig, mit Hilfe einer Pinzette, um eine kleine Menge von Druck über die PDMS anwenden Ablösen von der MEA zu verhindern. </li><li> Drücken Sie vorsichtig Schablone MEA Oberfläche, und verwenden Sie Mikroskop zu überprüfen, es richtig angebracht ist und gut ausgerichtet sind. (2C-D). </li></ol></li><li> Zeigen MEA in der Vakuumkammer für 15 Minuten; legte eine 1 ml Tropfen PDL auf Schablone. </li><li> Legen Sie in die Vakuumkammer 2 mal 20 min je. Lassen PDL zu O / N im Brutschrank trocknen. </li><li> Vor der Beschichtung, entfernen Sie die PDMS-Schablonen von MEAs und waschen mit sterilen water. Platzieren Sie unter UV-Beleuchtung für 7 min. </li></ol> 4. Dissection und Kultur <ol><li> Bereiten Kulturen wie in Herzog et al. 2011 21 beschrieben. </li></ol> 5. Überzug <ol><li> Berechnung der Anzahl von Zellen zum Plattieren erforderlich ist, unter Verwendung eines Hämocytometers (optimale Dichte entsprechend der Größe des Schaltkreises, wie in der Folge beschrieben). <ol><li> Sicherstellen, dass die Zählkammer (Hämozytometer) ist sauber und setzen Sie ein Deckglas darauf (verwenden Sie Alkohol zu reinigen). </li><li> Verdünne 10 &amp; mgr; l der Zellsuspension in 190 ul Plattierungsmedium (Verdünnung 1:20). </li><li> Last 10 ul der verdünnten Zellen auf den Rand der Zählkammer und langsam pipettiert die Zellen aus der Kammer ermöglicht, sich zu füllen. </li><li> Mit einem inversen Mikroskop, visualisieren die Hämocytometer Netz. Bestimmen der Anzahl von Zellen in der Kammer, die durch direkte Zählung (gesunde Zellen sollen rund sein). Zählen Sie die Zellen im großen Platz without die Überquerung der Kanten. </li><li> Berechnen der Konzentration der Zellen: Gesamtzellzahl / 1000 &amp; mgr; l = Gesamtzellen × Verdünnungsfaktor gezählt × 10 4 (Bereich der Zählkammer). Hinweis: Zum Beispiel, wenn der Verdünnungsfaktor betrug 20, und die gesamten Zellen gezählt wurden 100: 100 × 20 × 10 4 = 0,1 × 10 7 Zellen / 1.000 &amp; mgr; l oder 1 x 10 6/100 ul. Um die Platte 0,75 x 10 6 Zellen, nehmen 75 ul aus den Zellen. </li></ol></li><li> Mit der Anzahl der Zellen für die Plattierung pro Einzel MEA oder eine Petrischale erforderlich ist, die Zellen werden um eine Aggregation zu verhindern, und die Platte zu der Mitte, auf der Oberseite des patternate Bereich (falls nötig, ist es möglich, die Zellen in dem Medium verdünnt) . Für die MEA, legen eine 100 &amp; mgr; l Tropfen in der Mitte. Für Deckglas, legen Sie ein 1.000 ul Tropfen in der Mitte. </li><li> Der ausplattierten Zellen bei 37 ° C für 40 min. Hinzufügen Plattierungsmedium den plattierten Zellen, bis 1ml pro MEA und 2 ml pro Deckglas. </li><li> Halten bei 37 ° C, und alle 4 Tage mit frischem Wachstumsmedium mit 0,5 Pen-Strep, 2% B-27 und 0,75% Glutamax angereichert verdünnen. </li><li> Von 07.06 DIV, nachdem er Verbindungen zwischen den Inseln, verdünnte Medium mit 10 &amp; mgr; l / ml FUDR (25 mg desoxyuridin + 62,5 mg Uridin in 12,5 ml MEM (Minimum Essential Medium Eagle)) oder eine andere antimitotische Mittel, um zu verhindern, Gliazellen Wucherung. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Ein Protokoll, um 2D modulare neuronale Netzwerke in vitro funktionell miteinander verbundenen Schaltungen zusammen wachsen beschrieben. Das Verfahren basiert auf Strukturieren einer zellulären Klebeschicht. Strukturierung mit PDMS Schablonen Wiedergabe der negativen Merkmal der gewünschten Netzwerkarchitektur erreicht. PDMS Schablonen definieren die Bereiche, in denen das zellulare Haftschicht abgeschieden wird. Sobald Zellen überzogen, sie spontan versammeln, um den überzogenen Inseln und Selbstorganisation a...

Experimentelle und theoretische Beweise unterstützen die Möglichkeit, dass das Gehirn arbeitet durch koordinierte Aktivierung von Zellenanordnungen 1-5, die als dynamische Funktionseinheiten, die vorübergehend miteinander, Formgebung und darunterliegende verschiedene Gehirnzustände in Wechselwirkung angesehen werden kann. Funktionale Modularität ist auch abhängig von und mit der strukturellen modulare Organisation des Gehirns Schaltungen 6,7 verbunden. Wie Funktion und Struktur des Gehirns Schaltungen gegenseitig prägen immer noch eine der wichtigsten offenen Fragen in den Neurowissenschaften. Um ein tieferes Verständnis für diese Frage, ist es wichtig, um eine optimale Versuchs Rahmenbedingungen zu identifizieren, wo es möglich ist, anzugehen, zumindest teilweise, diese Probleme. Da gesteuerte Manipulation der raumzeitlichen Dynamik neuronaler Netzwerke in in vivo Experimenten ist eine Herausforderung, die Entwicklung von in vitro Modellen neuronaler Netzwerke von großem Interesse wegen ihrer einfachen accessibility, Überwachung, Manipulation und Modellierung 8,9. In den letzten Jahren, in von fortgeschrittenen Substratstrukturierungsmethoden unterstützt vitro Technologien erlaubt neuronaler Netze zu veranlassen, eine Reihe von vordefinierten modularen Strukturen 3 zu entwickeln und die funktionellen Eigenschaften von Netzen mit auferlegt Topologien 10 zu studieren. Insbesondere wurden Verfahren vor kurzem verwendet, um Netzwerke von imposanten physischen Beschränkungen 4,11 organisieren. In der Tat, den Zusammenhang zwischen Struktur und Funktion der neuronalen Netze zu untersuchen und eine vereinfachte, aber plausible Darstellung der Interaktion Neuronenverbände bieten, sollten in vitro-Systeme miteinander verbundenen neuronalen Subpopulationen werden. Weitgehend untersucht 2D homogene neuronalen Kulturen keine räumliche Zwänge auferlegen selbstorganisierten emergent Verdrahtung der Schaltkreise. Daher wird ein möglicher Ansatz, um künstlich miteinander verbundenen Zellverbände zu gestalten ist, um verschiedene neuronale Populationen in spuckte positionierenmathematisch verschiedene Bereiche. Der Abstand zwischen diesen Bereichen verhindert nicht, dass die inter-Baugruppen-Verbindungen. Dieser Ansatz, der gleichzeitig ein beträchtliche Kontrolle über die Netzwerkkomplexität, wurde gezeigt, dass eine reichere Repertoire Synchronisationsmodellen 6,7,12 bereitzustellen. Um eine reproduzierbare Kultivierungs modularer Neuronenverbände zu erleichtern, ein Protokoll, die Selbstorganisation von Netzwerken in neuronale Cluster von Axonen und Dendriten verbunden zu montieren vorgestellt und beschrieben. Die Polymerstruktur zur physikalischen Begrenzung des neuronalen Kulturen aus polydimtheylsiloxane (PDMS) erstellt. PDMS ist ein Elastomer häufig für biomedizinische Anwendungen aufgrund ihrer Biokompatibilität, Transparenz und Durchlässigkeit für Gase 13 verwendet. Das PDMS wird durch Schleuderbeschichtung eine Flüssigkeit PDMS auf einen &quot;Master&quot;, wie vorher in Jackman et al. 16 T vorbereitet und von der mikro SU8 ausgeschlossen 2075 14,15 StrukturenEr erreichte gemusterten neuronalen Netzwerke von miteinander verbundenen Modulen unterschiedlicher Größe zusammengesetzt ist, und diese erfolgreich auf beiden Deckgläser und Mikroelektrodenanordnungen (MEAs) 17-20 erhalten wurden. Die Dichte der Verbindungen zwischen den Modulen kann die Eigenschaften der Netzwerksynchronisation zwischen den Modulen zu ändern, von einem vollständig synchronisierten Netzwerks typischen einheitlichen Kulturen, um Übergangszustände von Synchronisation.

<table><tbody><tr><td>PDMS, Sylgard 184</td><td>Dow Corning</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nalgene Vakuumkammer</td><td>Thermo</td><td>5305-0609</td><td></td></tr><tr><td>Poly-D-Lysin PDL</td><td>Sigma</td><td>P7886</td><td></td></tr><tr><td>Silikonfett - SILICAID 1010</td><td>aidchim Ltd</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>Spin Coater</td><td>Laurell - Technologies Corporation</td><td>WS-650-23</td><td></td></tr><tr><td>12-Well-Kulturplatte</td><td>Sigma</td><td>CLS3336</td><td></td></tr><tr><td>5-Fluor-2'-Desoxyuridin</td><td>Sigma</td><td>F0503</td><td></td></tr><tr><td>Uridin</td><td>Sigma</td><td>U3003</td><td></td></tr><tr><td>MEA1060-Inv-BC</td><td>Mehrkanalsysteme</td><td></td><td></td></tr><tr><td>TC02</td><td>Mehrkanalsysteme</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pen Strep</td><td>Biological Industries Beit Haemek</td><td>03-033-1C</td><td></td></tr><tr><td>B-27</td><td>Gibco</td><td>17504044</td><td></td></tr><tr><td>glutaMAX</td><td>Gibco</td><td>35050-038</td><td></td></tr><tr><td>MEM Minimum Essential Medium-Eagle</td><td>Biological Industries Beit Haemek</td><td>01-025-1B</td><td></td></tr><tr><td>Micro Electrode Arrays 4Q</td><td>Multi Channel Systems</td><td>60-4QMEA1000iR-Ti-pr</td><td>Reinigungshandbuch: <a href="http://www.multichannelsystems.com" target="_blank">http:// www.multichannelsystems.com</a></td></tr><tr><td>Siliziumwafer</td><td>microchem</td><td>SU8-2075</td><td>Vorbereitungsprotokoll: <a href="http://www.microchem.com" target="_blank">http://www.microchem.com</a></td></tr></tbody></table>

design, oberflächenbehandlung, cellular-Überzug und kultivierung von modular neuronale netze bestehend aus funktionell mit inter-schaltungen

Design, Surface Treatment, Cellular Plating, and Culturing of Modular Neuronal Networks Composed of Functionally Inter-connected Circuits

Das Gehirn funktioniert durch die koordinierte Aktivierung und der dynamischen Kommunikation von Neuronenverbände. Eine wichtige offene Frage ist, wie ein riesiges Repertoire an dynamische Motive, die die verschiedensten Funktionen des Gehirns zugrunde liegen, kann aus einem festen topologischen und modulare Organisation des Gehirns Schaltungen entstehen. Im Vergleich zu in-vivo-Studien der neuronalen Schaltkreise, die intrinsische experimentellen Schwierigkeiten bereitet, bieten in vitro Präparate eine viel größere Möglichkeit zur Manipulation und Sonde die strukturelle, dynamische und chemische Eigenschaften von experimentellen neuronalen Systemen. In dieser Arbeit wird ein in vitro experimentellen Methodik, die den Anbau von modularen Netzwerke von räumlich getrennten, funktionell miteinander verbundenen Neuronenverbände zusammensetzt ermöglicht. Das Protokoll ermöglicht die Steuerung der zweidimensionalen (2D) Architektur des neuronalen Netzwerks auf verschiedenen Ebenen der topologische Komplexität. Eine gewünschte Netzwerk Strukturieren kannsowohl auf den regulären Deckgläser und Substrat eingebettet Mikroelektrodenarrays erreicht. Mikrobearbeiteten Strukturen werden auf einem Siliziumwafer geprägt und verwendet, um biokompatiblen polymeren Matrizen, die die negativen Eigenschaften der gewünschten Netzarchitektur einzubeziehen erstellen. Die Schablonen werden an die Kultivierungssubstraten während des Oberflächenbeschichtungsverfahren mit einer Molekülschicht zur Förderung der Zelladhäsion platziert. Nach dem Entfernen der Schablonen werden Neuronen plattiert und sie spontan auf den beschichteten Bereichen umgeleitet. Durch Verringern des Zwischenraums entfernt, ist es möglich, entweder isoliert oder miteinander verbundenen neuronalen erhalten. Überleben der Zelle zu fördern, sind Zellen co-kultiviert mit einem Stütz neuronalen Netzwerk, das an der Peripherie der Kulturschale angeordnet ist. Elektrophysiologischen und optischen Aufnahmen der Aktivität von modularen Netze jeweils unter Verwendung Substrat eingebettet Mikroelektrodenarrays und Calcium-Bildgebung erhalten werden vorgestellt. Während jedes Modul zeigt spontaneous globalen Synchronisierung, wird das Auftreten von Zwischenmodul-Synchronisation durch die Dichte der Verbindung zwischen den Schaltungen geregelt.

A SU8-2075 Form auf einem Siliziumwafer mit einem Merkmal Dicke von etwa 100 um wurde verwendet, um die PDMS formen. Das Muster wurde der Quadrate der mehreren Dimensionen zusammengesetzt, mit einer Seitenlänge und der Abstand zwischen 200 und 700 um (1B). Die Größe des Platzes wurde gewählt, um das Sichtfeld eines 10X (für Inseln mit einer Seitenlänge &lt;800 um) und einem 20x-Objektiv (für Inseln mit einer Seitenlänge &lt;400 um) passen. Drei Parameter, nämlich Zell Beschichtungs-Dichte, zwischen den ...

Diese Handschrift beschreibt ein Protokoll, um in vitro modulare Netzwerke aus räumlich beschränkt, funktionell miteinander verbundenen neuronalen wachsen. Eine Polymermaske zum Strukturieren einer Proteinschicht verwendet, um die zelluläre Adhäsion über die Kultivierungssubstrat zu fördern. Vernickelt Neuronen wachsen auf beschichteten Bereiche Gründung spontane Verbindungen und elektrophysiologische Aktivität zeigen.

Design, Oberflächenbehandlung, Cellular-Überzug und Kultivierung von Modular Neuronale Netze Bestehend aus Funktionell mit Inter-Schaltungen

The brain operates through the coordinated activation and the dynamic communication of neuronal assemblies. A major open question is how a vast repertoire ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, in vitro modulare Netzwerke aus räumlich begrenzten, funktionalen, miteinander verbundenen neuronalen Schaltkreisen zu züchten. Dies wird erreicht, indem zunächst die PDMS-Schablonen zur Musterung einer Proteinschicht vorbereitet werden, die die Zelladhäsion auf dem Kultivierungsuntergrund fördert. Der zweite Schritt besteht darin, die Kultivierungsuntergründe zu reinigen.Insbesondere die Oberflächen von Petrischalen, Deckgläsern und Multielektrodenarrays. Anschließend werden die PDMS-Schablonen auf das Kultivierungs-Substrat aufgebracht und die gewünschten Mustern der adhäsiven Proteinschicht erzeugt. Der letzte Schritt ist das Ausplattieren der neuronalen und glialen Zellen.Schließlich werden Multielektroden-Aufzeichnungen und Kalzium-Bildgebung verwendet, um die Dynamik der erreichten modularen neuronalen Netzwerke darzustellen. Diese Methode kann helfen, zentrale offene Fragen im Bereich der Neurowissenschaften zu beantworten, beispielsweise die Untersuchung der Dynamik der Kommunikation zwischen neuronalen Verbünden, und es werden gegengeschaltete experimentelle Bedingungen eingesetzt. Polymethylsiloxan oder PDMS wird her

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Forschung

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Neuroscience

Neurowissenschaften

Dieses Protokoll liefert die notwendigen Informationen für den Aufbau, die Pflege, die Aufnahme von und elektrisch stimuliert Kulturen auf MEAs.

Wie Kultur, Record und stimulieren Neuronale Netze auf Micro-Elektroden Arrays (MEAs)

Ein vielseitiges Plasma Lithographie wurde entwickelt, um stabile Oberfläche Muster zur Führung Anheftung der Zellen zu generieren. Diese Technik kann angewendet Cell Networks einschließlich derer, die natürlichen Geweben zu imitieren und hat für das Studium mehrere, unterschiedliche Zelltypen verwendet worden zu erstellen.

Plasma Lithography Oberflächenstrukturierung für die Erzeugung von Cell Networks

Dieses Video zeigt die Entwicklung einer 3D-Neuronenkultur, die mit einem planaren Mikroelektrodenarray mit Hippocampus-Neuronen gekoppelt ist. Die isolierten Neuronen bilden ein 2D-Netzwerk auf der aktiven Fläche des Mikroelektrodenarrays und haften an Glasmikrokügelchen in einer Multi-Well-Platte mit einem Membraneinsatz. Nach der Übertragung dieser mit Neuronen beschichteten Mikrokügelchen auf die Elektrode organisieren sie sich zu einem miteinander verbundenen neuronalen 3D-Netzwerk.

Aufbau dreidimensionaler neuronaler Netzwerke, die an Mikroelektrodenarrays gekoppelt sind

Dieses Video zeigt den Prozess der Kultivierung neuronaler Zellen auf einem gemusterten Multi-Elektroden-Array (MEA), um modulare neuronale Netzwerke zu etablieren. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung der neuronalen Signalübertragung und zellulärer Wechselwirkungen.

Konstruktion gemusterter neuronaler Schaltkreise auf einem Mehrelektrodenarray

Protokolle für die einzelnen Neurons mikrofluidischen Anordnungs und Wasser für die Maskierung in dem Chip Plasma Strukturierung der Biomaterial-Beschichtungen beschrieben. Sehr verbunden Co-Kulturen können mit minimalem Ein-Zelle hergestellt werden.

Vorbereitung der neuronalen Co-Kulturen mit Single Cell Precision

In dieser Arbeit wird ein neuartiges experimentelles Modell, in dem 3D-Neuronenkulturen an planare Mikroelektrodenarrays (MEAs) gekoppelt sind, presented. 3D Netzwerke aufgebaut werden, indem Neuronen in ein Gerüst aus Glasmikrokügelchen eingepflanzt werden, auf dem Neuronen wachsen und miteinander verbundene 3D-Strukturen bilden.

Schnittstellen 3D Engineered neuronalen Kulturen auf Mikroelektrodenarrays: ein innovatives<em&gt; In-vitro-</em&gt; Experimental Modell

Dieses Manuskript beschreibt die Herstellung von mikrogewebetechnischen neuronalen Netzen: dreidimensionale mikrometergroße Konstrukte, die aus lang ausgerichteten axonalen Traktaten bestehen, die aggregierte neuronale Populationen umfassen, die in einem tubulären Hydrogel umhüllt sind. Diese lebenden Gerüste können als funktionelle Relais dienen, um neuronale Schaltkreise zu rekonstruieren oder zu modulieren oder als biofidelische Testbetten, die grau-weiße Materie Neuroanatomie nachahmen.

Anatomisch inspirierte dreidimensionale Mikro-Gewebe-konstruierte Neuronale Netze für Nervensystem-Rekonstruktion, Modulation und Modellierung

In diesem Protokoll wollen wir beschreiben eine reproduzierbare Methode für Kombination dissoziiert menschlicher pluripotenter Stammzellen abgeleitet Neuronen und Astrozyten gemeinsam in 3D Kugel Kokulturen, pflegen diese Kugeln in den frei schwimmenden Bedingungen und anschließend Messung der synaptischen Schaltung Aktivität der Kugeln mit Immunoanalysis und multielectrode Array-Aufnahmen.

Synaptische batteriegestützte Modellierung mit 3D Kokulturen von Astrozyten und Neuronen aus menschlicher pluripotenter Stammzellen

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung von Plastik-Chips zu Kultur und primäre murine Neuronen in Schubladen. Diese Chips sind vormontiert, benutzerfreundlich und kompatibel mit hoher Auflösung, live und Fluoreszenz-Bildgebung. Dieses Protokoll beschreibt die Platte Ratte hippocampal Neuronen innerhalb dieser Chips und strömungstechnische Isolation, Axotomie und Immunostaining durchführen.

Einsatz von vormontierten Kunststoff mikrofluidischen Chips für Abschottung primäre Murine Neuronen

Dieses Protokoll demonstriert die Verwendung von kompartalisierten mikrofluidischen Chips, die in einem zyklischen Olefin-Copolymer in kultivierte Neuronen gegossen werden, die von menschlichen Stammzellen unterschieden werden. Diese Chips sind vormontiert und einfacher zu verwenden als herkömmliche, kompartalisierte Polygeräte (Dimethylsiloxan). Mehrere gängige experimentelle Paradigmen werden hier beschrieben, einschließlich viraler Etikettierung, fluidischer Isolation, Axotomie und...

Unterteilung menschlicher Stammzellen-abgeleiteter Neuronen in vormontierte Mikrofluidchips aus Kunststoff

Der 3D-Druck im Mikrometermaßstab ermöglicht das schnelle Prototyping von polymeren Bauelementen für neuronale Zellkulturen. Als Proof-of-Principle wurden strukturelle Verbindungen zwischen Neuronen durch die Schaffung von Barrieren und Kanälen eingeschränkt, die das Wachstum von Neuriten beeinflussen, während die funktionellen Konsequenzen einer solchen Manipulation durch extrazelluläre Elektrophysiologie beobachtet wurden.

Zwei-Photonen-Polymerisation 3D-Druck von neuronalen Zellkulturgeräten im Mikromaßstab

Lernen Sie die Herstellung modularer neuronaler Netzwerke in vitro mit PDMS-Schablonen für präzise Proteinmusterung und Zelladhäsion. Diese Methode ermöglicht elektrophysiologische Studien funktionaler Schaltkreise.

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