Name: Entwicklung eines sensitiven und spezifischen chromogenen Agar Medium zum Nachweis von Vibrio parahaemolyticus Und andere Vibrio Arten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-08T12:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 34 s
Description: Lernen Sie die Entwicklung eines chromogenen Agar-Mediums zur Detektion von Vibrio parahaemolyticus und anderen Vibrio-Arten. Diese Methode bietet verbesserte Sensitivität und Spezifität für Lebensmittelsicherheit und Umweltmikrobiologie.

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Wir danken M. Channey, E. Chau, und K. Tomas für ihre Unterstützung für das Projekt. Projekt Lieferungen wurden zum Teil von der California Polytechnic State University finanziert.

1. Medien und Anzucht von Bakterienstämmen HINWEIS: Die Verwendung aseptischer Techniken in allen Experimenten. Verwenden Sie sterile Materialien. Sterilisieren alle Behälter, Geräte und Reagenzien vor der Verwendung. Autoklav alle Abfälle vor der Entsorgung, da sie biologisch gefährlichen betrachtet werden. Autoklaventemperatur und Zeitkombination ist ≥121 ° C x ≥15 min für alle folgenden Verfahren. <ol><li> Um ~ 1-L CASO-Agar (TSA), fügen Sie zuerst 1 L VE-Wasser in einem 2-L-Erlenmeyerkolben einen magnetischen Rührstab enthält. Verwenden einen Kolben, der mindestens zwei Mal größer ist als das Endvolumen ist. In 30 g tryptische Sojabrühe Pulver und 20 g Agar-Granulat in den Kolben. HINWEIS: Die Verwendung von 2% Agar anstelle von 1,5% Schwärmen einiger Vibrio spp zu begrenzen. <ol><li> Gut mischen, indem Sie auf das Rührwerk drehen. Unter Rühren, schalten Sie die Wärme der Mischung zum Kochen bringen. Man nimmt den Kolben von der Heizeinrichtung, sobald das Gemisch zu sieden beginnt. Lose Abdeckung the-Kolben mit Alufolie. Kleben Sie die Folie es in den Kolben vor dem Autoklaven zu sichern. </li><li> Um tryptische Sojabrühe (TSB) machen, lassen Sie den Agar aus dem Rezept in Schritt 1.1. HINWEIS: Flaschen anstelle von Erlenmeyer-Kolben verwenden. </li><li> Um tryptischen Soja-Agar mit 2% Natriumchlorid oder NaCl (TSAS) ergänzt, fügen Sie 20 g NaCl in dem Gemisch vor dem Rühren und Erwärmen. Um tryptischer Sojabrühe mit 2% NaCl (TSBS) ergänzt machen, lassen Sie den Agar, fügen Sie 20 g NaCl in dem Gemisch vor dem Rühren und Erwärmen. </li></ol></li><li> Um Hirn-Herz-Infusion (BHI) Agar, zu suspendieren 37 g BHI-Pulver und 15 g Agar-Granulat in 1 l gereinigtes Wasser zu machen. Erhitze unter häufigem Rühren das Pulver zu lösen. Autoklav. Lassen Sie den Agar zu BHI-Brühe zu machen. </li><li> Um TCBS Agar, auszusetzen 89 g des TCBS Pulver in 1 l gereinigtes Wasser. Erhitze unter häufigem Rühren und kochen für 1 min vollständig um das Pulver aufzulösen. Sterilisieren nicht. </li><li> Für alle Agar-Medien, kühlen die heißen Agar auf 45-50 ° C in einem Wasserbad. Ordnen Sie leere Petriplatten in Stapeln von fünf bis sechs Platten. Ausgehend von der Unterseite des Stapels, gießen Sie die geschmolzene Agar in jede Petrischale etwa halb voll zu erreichen. Schließen Sie die Petrischale Deckel nach dem Gießen. Lassen Sie den Agar, indem man die Platten sitzen bei Raumtemperatur zu verfestigen. <ol><li> Verwenden Sie die Agar-Platten am nächsten Tag oder nach 12 Stunden. Nicht gebrauchte Platten in einem Kühlschrank für bis zu zwei Wochen. Vor der Anwendung entfernen Platten aus dem Kühlschrank und äquilibrieren sie bei Raumtemperatur für mindestens 15 min. HINWEIS: Ein-Liter-Agar macht ~ 45-Agar-Platten. Lassen Sie die Agarplatten ausreichend am Tag der Zubereitung zu trocknen, und äquilibrieren sie nach Kühllagerung auf Raumtemperatur, um wirksam die Ausbreitung der Kolonien reduzieren. </li></ol></li><li> Erhalten Schokolade und chromogenen Agarplatten und äquilibrieren sie bei Raumtemperatur vor jedem Experiment. </li><li> Subkultur alle 54 mikrobieller in Tabelle 1 alle paar da gezeigt Stämmeys. <ol><li> Verwenden Sie eine sterile Impföse Kulturen aus einem gefrorenen Lager oder einer früheren Charge zu nicht-selektiven Medien zu übertragen, wie BHI, TSB / TSA oder Schokolade-Agar. Wachsen halophilen Vibrio spp. auf TSBS / TSAS. </li><li> Um zu überprüfen, um die Reinheit der Kultur, Streifen alle Stämme in einem Muster, das für die Beobachtung von isolierten Kolonien erlauben würde. Zum Beispiel verwenden ein Muster dreiphasigen Streifen eine große Menge an Bakterien zu kleineren Menge zu verdünnen, was schließlich isolierte Kolonien erhalten wurden. </li></ol></li><li> Inkubieren Sie die Platten upside-down bei 35-37 ° C bis zu 48 Stunden. Für Campylobacter spp., Röhrchen oder Platten in einem geschlossenen Deckel jar einen Gas Beutel enthält eine microaerophilic Umgebung zu erzeugen. Beobachten Koloniemorphologie nach der Inkubation. Reinkulturen sollten Kolonien ergeben, die ähnliche Kolonie Morphologie aufweisen. HINWEIS: Inkubieren alle Platten upside-down kondensierte Wassertröpfchen auf der Unterseite des Deckels fallen auf dem col gebildet zu verhindernOnies. </li></ol> 2. Artbestimmung durch PCR <ol><li> Führen Sie tLH -PCR die Identität von V. zu bestätigen parahaemolyticus - Stämme. Verwendung Primern TLH -F (5 &#39;AAA GCG GAT TAT GCA GAA GCA CTG 3&#39;) und TLH -R (5 &#39;GCT ACT TTC TAG CAT TTT CTC TGC 3&#39;) eine 450-bp - Fragment des thermolabilen Hämolysin - Gens 20 zu amplifizieren . <ol><li> Verwenden Sie Schleife ein Sterile ein paar isolierte Kolonien von jeder V. zu übertragen parahaemolyticus Stamm von TSAS zu 5 ml TSBS. Inkubieren bei 35-37 ° C für 16-24 Std. </li><li> Zentrifugen Kulturen bei 14.000 × g für 1 min. Überstand entfernen und wasche das Pellet zweimal mit phosphatgepufferter Salzlösung (PBS). Man kocht die Suspension 3 min Zelllysat zu erhalten. HINWEIS: V. parahaemolyticus ist einfach aufgelöst werden. Daher Lysereagenz ist nicht erforderlich. Es ist auch möglich, ein Bit der kolonie direkt als Matrize zu verwenden. </li><li> Führen Sie die PCR in einem 25-ul-Reaktions volume. Bereiten eines Reaktionsgemisches , um eine Endkonzentration von 1 × PCR - Puffer, 1,5 mM MgCl 2, 100 &amp; mgr; M von jedem dNTP, 1 &amp; mgr; M jedes Primers, 1 U Taq - Polymerase und 1 &amp; mgr; l Zelllysat enthält. Nach Vorinkubation bei 94 ° C für 5 min, laufen 35 Amplifikationszyklen bei 94 ° C für 30 sec, 58 ° C für 30 sec, und 72 ° C für 60 sec 21. </li><li> Last Aliquots von 5 &amp; mgr; l-Amplikon in 1,5% Agarose-Gelen. Stromversorgung einschalten Elektrophorese starten. Visualisieren der Anwesenheit oder Abwesenheit von Amplicons unter UV-Beleuchtung nach Ethidiumbromidfärbung. </li></ol></li></ol> 3. Wachstum auf selektiven und differentiellen Medien <ol><li> Zwei bis vier Tage vor dem Experiment Streifen alle in der Tabelle gezeigt mikrobielle Stämme 1 auf nicht - selektiven Medium (TSAS, BHI oder Schokolade - Agar) zur Kolonieisolierung. Inkubiere Platten bei 35-37 ° C für 48 Stunden. Überprüfen Sie die Reinheit der Kulturen durch die Beobachtung Koloniemorphologie nach der Inkubation. Reinkulturen sollten Kolonien ergeben, die ähnliche Kolonie Morphologie aufweisen. </li><li> Bringen Sie ein paar isolierte Kolonien aus Schritt 3.1 in 5 ml Brühe. Röhrchen bei 35-37 ° C für 16-24 Stunden. HINWEIS: Verwenden Sie junge Kolonien, die weniger als vier Tage alt, um über Nacht Kulturen in allen Experimenten vorzubereiten. </li><li> Streak eine Öse voll über Nacht Kulturen auf selektiven und differentiellen Medien (TCBS und chromogenen Agar) zur Kolonieisolierung. Inkubiere Platten bei 35-37 ° C für bis zu 96 Stunden. </li><li> Notieren Sie die Gesamt Wachstum aller Stämme, die durch sowohl die Kulturdichte auf der Platte zu prüfen und die Größe der isolierten Kolonien. Notieren Sie sich die Farbe der Kolonien unter der Umgebungs- und / oder UV-Licht. Hinweis andere Eigenschaften der isolierten Kolonie wie die Erhebung, Marge und Form. </li></ol> 4. Wiederherstellungs Assay <ol><li> Wählen Sie eine repräsentative Teilmenge von V. parahaemolyticus - Stämme (n = 14) , die verschiedenen Serotypen und Herkunft der Isolation umfassen <sbis&gt; 22. Beimpfen junge Kulturen von den Platten in 5 ml TSBS. Die Röhrchen bei 35-37 ° C für 16-24 Stunden. </li><li> Führen Sie eine Standardplatte Zählweise der Nacht-Kulturen wie unten beschrieben. <ol><li> Vortex gut die Nacht-Kulturen zu mischen. Machen Sie eine 10-fache oder 10 -1 Verdünnung von 100 ul der Übernachtkultur in ein Röhrchen übertragen , enthaltend 900 &amp; mgr; l PBS. Vortex gut mischen. </li><li> Verwenden Sie eine neue Pipettenspitze 100 &amp; mgr; l aus der 10 -1 Verdünnung Rohr in ein anderes Röhrchen zu übertragen , enthaltend 900 &amp; mgr; l PBS. Vortex gut mischen. Das sind 10 -2 Verdünnung. Wiederholen Sie den Vorgang nacheinander 10 -7 Verdünnung zu erhalten. </li><li> Unter Verwendung der 10 -4 bis 10 -7 Verdünnungsröhrchen, Platte 100 ul jeweils an den chromogenen, TCBS und TSAS Agarplatten. HINWEIS: Der Verdünnungsfaktor (DF) auf der Platte wird 10 -5 bis 10 -8, respectively. </li><li> Verbreiten Sie die Aliquots gleichmäßig auf ter Agar-Oberfläche. HINWEIS: Es ist in Ordnung denselben Spreader pro Stamm auf dem gleichen Medium zu verwenden, solange die meisten verdünnten Aliquot zuerst gespreizt wird (dh von 10 -8 bis 10 -5). Sie nicht den gleichen Spreader für unterschiedliche Medien verwenden. </li><li> Inkubiere Platten bei 35-37 ° C für bis zu 96 Stunden. Zählen Kolonien auf den Platten. Ignorieren Platten tragenden Kolonien, die zu zahlreich sind, zu zählen (TNTC) oder weniger als 25 berechnen CFU / ml nach der folgenden: <img alt="Gleichung 1" src="/files/ftp_upload/54493/54493eq1.jpg" /> Woher N die Anzahl der Zellen in der unverdünnten Rohr =, ausgedrückt in CFU / ml oder CFU / g C = die Gesamtzahl der Kolonien auf den Platten gezählt , die 25-300 Kolonien ertragen n 1 = die Anzahl der Platte (n) in dem gezählten Kolonien von der unteren df sind n 2 = die Anzahl der Platte (n) in dem gezählten Kolonien aus der nachfolgenden 10-fache Verdünnung sind df = die untere Verdünnungsfaktor (dh konzentrierter Verdünnung) </li></ol></li><li> Vergleichen CFU / ml unter den verschiedenen Medien. Verwenden Sie KBE / ml auf TSAS als 100%, berechnen die% Rückgewinnung von V. parahaemolyticus auf dem chromogenen und TCBS Agar gezüchtet. </li></ol> 5. Wettbewerb Assay <ol><li> Wählen Sie eine Teilmenge von Stämmen, die unterschiedliche Morphologien Kolonie auf dem chromogenen und TCBS Agar aufweisen. HINWEIS: Auf diese Weise wird es möglich sein , Kolonien von V. entstanden zu zählen nur parahaemolyticus, trotz der Anwesenheit von anderen Spezies in dem Inokulum. <ol><li> Wählen Sie eine V. parahaemolyticus - Stamm, der die erwarteten Türkis und Cyan - Kolonien auf TCBS und dem chromogenen Agar jeweils ergibt. </li><li> Wählen Sie eine nicht V. parahaemolyticus und eine nicht Vibrio Spezies , die auf jedem dieser Medien nicht wächst, oder andere Koloniefarbe aufweisen. HINWEIS: Zum Beispiel V. metschnikovii wächst sehr schwach on TCBS und wuchs nicht auf dem chromogenen Agar. Shigella sonnei wächst nicht auf TCBS sondern ergibt Magenta Kolonien auf dem chromogenen Agar. </li></ol></li><li> Nach der Auswahl der Stämme oben, bereiten über Nacht Brühekulturen unter Verwendung von isolierten Kolonien auf nicht-selektiven Medien gezüchtet. <ol><li> Machen Sie über Nacht Kulturen von V. parahaemolyticus und V. metschnikovii durch ein paar isolierte Kolonien von TSAS zu 5 ml TSBS übertragen. Inkubieren bei 35-37 ° C für 16-24 Std. </li><li> Machen Nacht - Kulturen von Shigella sonnei durch ein paar isolierte Kolonien von BHI - Agar zu 5 ml BHI - Brühe zu übertragen. Inkubieren bei 35-37 ° C für 16-24 Std. </li></ol></li><li> Für jeden Stamm, führen Sie eine Verdünnungsreihe ähnlich den Schritten 4.2.1 und 4.2.2. Platte geeignete Verdünnungen auf TSAS oder BHI zu CFU / ml der Übernachtkultur zu bestimmen, wird die Gleichung in Schritt 4.2.5 dargestellt werden. HINWEIS: In der Regel 100 &amp; mgr; l von 10 -5 bis 10 -7 VerdünnungRöhren funktioniert für die meisten Kulturen. Verwenden Sie die KBE / ml Werte, die genaue Menge an Zellen im nächsten Schritt verwendet berechnen zu unterstützen. Die berechneten CFU / ml-Werte werden nach der Inkubation erhalten wird, obwohl die folgenden Schritte am selben Tag wie Schritt 5.3 durchgeführt werden. </li><li> Mit Hilfe der über Nacht Kulturen und Verdünnungsröhrchen in den Schritten 5.2 und 5.3, mischen verschiedene Mengen eines V. parahaemolyticus - Stamm und ein nicht V. parahaemolyticus Arten. Beispielsweise 500 &amp; mgr; l der 10 -5 Verdünnungsröhrchen von V. Mischungs parahaemolyticus mit 500 ul der Übernachtkulturen von V. metschnikovii. HINWEIS: Diese Mischung hohe Mikroflora Hintergrund simuliert. Um einen niedrigen Mikroflora Hintergrund simulieren, mischen 500 ul jeder der 10 -5 Verdünnungsröhrchen aus beiden Spezies. </li><li> Verbreiten Sie 100 ul der Mischung jeweils auf den chromogenen, TCBS und TSAS Agarplatten. </li><li> Nach der Inkubation bei 35 bis 37 ° C bis zu 96 Stunden, zählen Kolonien von V. parahaemolyticus und die Nicht- V. parahaemolyticus Spezies auf der Grundlage ihrer Differenz in Wachstum und Morphologie der Kolonie auf dem chromogenen und TCBS Agar. HINWEIS: Wenn beispielsweise die nicht V. parahaemolyticus Arten wächst nicht auf dem chromogenen und TCBS Agar, alle Kolonien von V. sein parahaemolyticus. Wenn der nicht V. parahaemolyticus Art wächst auf beiden Medien, nur die türkisfarbene Kolonien auf TCBS und Cyan - Kolonien auf chromogenen Agar wird von V. sein parahaemolyticus. Die nicht V. parahaemolyticus Arten aufweisen kann oder nicht ähnliche Morphologie der Kolonie bis V. parahaemolyticus auf TSAS. <ol><li> Wenn der nicht V. parahaemolyticus Art wächst ähnlich wie V. parahaemolyticus in diesem nicht - selektiven Medium, teilen Sie die Koloniezahl durch zwei Zahlen für V zu erhalten parahaemolyticus nur. Vergleichen Sie die aktuelle Zählung der Kolonien mit dem erwarteten Zählwert abgeleitet aus Schritt 5.3. </li></ol></li></ol> 6. Effjekte von Oyster Homogenate <ol><li> Wiegen ≥50 g Austernfleisch von ≥12 Weichtiere einschließlich Fleisch und Schnaps. <ol><li> In gleichen Menge PBS in die Auster Fleisch und Schnaps. Mischen Sie die Mischung bei hoher Geschwindigkeit für 90 Sekunden. Dies stellt 2 -1 verdünnt Auster Homogenat. </li><li> Werden 100 g 2 -1 verdünnt Auster Homogenat zu 400 g PBS. Verwenden Sie eine Skala das Gewicht zu messen, nicht Volumen. Mischen Sie die Mischung bei hoher Geschwindigkeit 1 min. Autoclave die Auster Homogenat. Hinweis: das wird die Auster Homogenat für Spick verwendet werden. </li></ol></li><li> Wiederholen Sie den Recovery-Test (Schritt 4) in Gegenwart von Auster Homogenat. <ol><li> Nach dem 500 g Austern Homogenat abkühlt, werden 100 &amp; mgr; l V. Nacht - Kulturen parahaemolyticus in TSBS ihm gewachsen. Bestimmen Sie die tatsächliche Menge an V. parahaemolyticus Zellen in dem Inokulum durch die Standardzählverfahren berechnet 4.2 in Schritt beschrieben durch. </li></ol></li><li> Vertreteressen, um den Wettbewerb Test (Schritt 5) in Gegenwart von Auster Homogenat. <ol><li> Nachdem die 500 g kühlt Auster Homogenat, fügen Sie unten jeweils 100 ul der Übernachtkulturen von V. parahaemolyticus und nicht V. parahaemolyticus zu. Bestimmen Sie die tatsächliche Menge der Bakterien Zellen in dem Inokulum durch die Standardzählverfahren berechnet die Durchführung in Schritt 4.2 beschrieben </li></ol></li><li> Mischen Sie die Bakterienzellen mit Auster Homogenat gut unter Verwendung eines Homogenisators. HINWEIS: Nach dem Mischen der Auster Homogenat die absichtlich zugesetzt Zellen enthält Auster Homogenat genannt wird versetzt. </li><li> Machen Verdünnungen der spiked Auster Homogenat zu erhalten 10 -1 bis 10 -3 Verdünnungsröhrchen nach den beschriebenen Verfahren in Schritt 4.2.2. Striches 100 ul jeder Verdünnung auf dem chromogenen, TCBS und TSAS Agar. Inkubiere Platten bei 35-37 ° C für bis zu 96 Stunden. </li><li> Vergleichen Sie die aktuelle Zählung der Kolonien auf chromogenen und TCBS Agar mit dem Exteten Koloniezahl aus den Schritten 6.2.1 und 6.3.1 abgeleitet. HINWEIS: Wenn beispielsweise ein Rohr aus V. parahaemolyticus Übernachtkultur enthält 10 8 CFU / ml, ein Inokulum von 100 &amp; mgr; l bedeutet , dass 10 &amp; sup7 ; Zellen in den 500-g Austern Homogenat zugesetzt werden, wodurch man 5 x 10 4 Zellen / g. Nach Verdünnung und Plattierung sollte die Platte df = 10 -2 500 Kolonien erhalten; während dieser mit df = 10 -3 sollte 50 Kolonien ergeben. Dies sind die erwarteten Koloniezahlen. </li></ol>

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Einige Medien wurden großzügigerweise von Hardy Diagnostics, Santa Maria, Kalifornien, zur Verfügung gestellt. Thorsen führte diese Studie während seines Studiums an der California Polytechnic State University durch. Derzeit ist er Mitarbeiter von Hardy Diagnostics.

Diese Studie konzentriert sich auf Kulturmedien Entwicklung und Evaluierung. Herkömmlicherweise TCBS ist die selektive und Medium zur Isolierung und Detektion V. Differential verwendet parahaemolyticus, V. cholerae und V. vulnificus 12. Es wurden jedoch Einschränkungen berichtet V. für dieses Medium, wie die Unfähigkeit , zu differenzieren cholerae aus anderen Vibrio - Spezies. Sucrose und pH-Indikator sind die Differenzierungsmittel von TCBS. Somit verurs...

Als Mitglied der Gattung Vibrio, V. parahaemolyticus ist ein Gram-negative, nicht-sporenbildende, gekrümmte, stabförmiges Bakterium. Es weist eine hohe Beweglichkeit in sowohl flüssigen als auch halbfesten Umgebungen. Die meisten V. parahaemolyticus Stämme sind nicht pathogen für den Menschen, aber die pathogenen Subtypen Epidemien und Pandemien verursacht, daher ist diese Spezies als 1,2 ein wichtiges Lebensmittel übertragene Erreger in vielen Ländern zu sein. Die Inzidenz von Vibrio - Infektion in den USA hat sich seit dem Jahr 2000 3 einen Aufwärtstrend gezeigt. Unter Vibrio spp., V. parahaemolyticus ist die am häufigsten Spezies berichtet Krankheiten in den USA 4,5 verursacht. Andere klinisch relevante Arten gehören V. alginolyticus, V. vulnificus, V. cholerae usw. Ein kleiner Prozentsatz der Erkrankungen wird gleichzeitig von mehreren Arten verursacht. V. parahaemolyticus ist eine natürliche inhabitant von Meerwasser und damit in Meeresgewässern in der ganzen Welt, einschließlich der Mündungen weit verbreitet. Die Art wurde im Jahr 1950 nach einem Ausbruch der Lebensmittelvergiftung in Japan entdeckt. In den USA wurde die Art erstmals in Meerwasser, Sedimenten und Muscheln in der Region 6,7 Puget Sound isoliert. Filtrierer und in der marinen Lebensräume, wie Muscheln Muscheln, kann V. Hafen parahaemolyticus als Teil ihrer natürlichen Flora 8. Als solche V. parahaemolyticus Infektionen bei Mensch sind oft auf den Verzehr von kontaminierten Meeresfrüchten zurückzuführen sind, insbesondere rohen oder ungekochten Schalentiere. Eine weniger häufige Route der Eintrag erfolgt, wenn offene Wunde dem Meerwasser ausgesetzt ist, was zu einer Infektion der Haut. Die meisten V. parahaemolyticus - Stämme verursachen keine Krankheit beim Menschen, noch bestimmte Subtypen Virulenzfaktoren wie thermo direkte Hämolysin (TDH) sind beherbergen pathogen. Die häufigsten Symptome von Lebensmittelvergiftungen V. parahaemolyticus - InfektionDurchfall und Bauchschmerzen, gefolgt von Übelkeit, Erbrechen und Fieber. Kopfschmerzen und Schüttelfrost sind auch berichtet. Die mediane Inkubationszeit beträgt 15 Stunden, kann jedoch bis zu 96 Stunden nach dem Verzehr einer ausreichenden Menge an pathogenen Stämmen 9 sein. Die Krankheit dauert von zwei bis drei Tagen. Die Gastroenteritis Symptome verursacht durch V. parahaemolyticus sind weitgehend selbstlimitierend und deshalb Spezialbehandlung ist nicht erforderlich. Leichte Fälle von Gastroenteritis wirksam durch orale Rehydratation behandelt werden. Weitere schwere Erkrankungen können 10 von Antibiotika wie Tetracyclin oder Ciprofloxacin behandelt werden. Die Sterblichkeit liegt bei etwa 2% für Gastroenteritis Fällen, kann aber als 29% für die so hoch sein, die Blut-Infektion oder Sepsis zu entwickeln. Jede Person , die Meeresfrüchte verzehrt oder hat offene Wunde dem Meerwasser ausgesetzt ist gefährdet von V. parahaemolyticus Infektion. Die schwere Form von Krankheiten, lebensbedrohlichen Sepsis, ist häufiger in einer Subpopulation mit zugrunde liegenden medizinischen coBedingungen ausgebracht 11, der Alkoholismus, Lebererkrankungen, Diabetes, Nierenkrankheit, Bösartigkeit und andere Bedingungen zu einer geschwächten Immunantwort führt. Bemerkenswert ist , ist diese Gruppe von Individuen , auch zu einem höheren Risiko für schwere Vertrags von V. verursachte Krankheiten vulnificus, die in natürlichen Lebensräume ähnlich wie V. gefunden werden kann parahaemolyticus. V. parahaemolyticus wird routinemäßig unter Verwendung von Thiosulfat-Citrat-Gallensalze-Saccharose (TCBS) Agar als selektiver und Differenzierungsmedium isoliert. Die Anreicherung in alkalischem Peptonwasser kann Isolation auf TCBS Agar vorangehen. Präsumptive Kolonien auf TCBS werden dann weiter in einer Reihe von biochemischen Tests getestet und / oder molekulare Assays, die die Anwesenheit von Spezies-spezifischen Gene Targeting. PCR-basierten Verfahren werden häufig verwendet , um die Identität von V. bestätigen parahaemolyticus durch das thermolabile Hämolysin - Gen verstärkt, tlh 12. Unabhängig von der chStimm - Bestätigungsverfahren ist es wichtig , ein wirksames Medium zu haben , V. , zu isolieren und zu differenzieren parahaemolyticus von anderen Meeres Vibrionen in den ersten Platz. TCBS hat routinemäßig innerhalb der Vibrio Gattung Spezies zu unterscheiden , entsprechend ihren Fähigkeiten Saccharose 12 zu gären eingesetzt. Positive Fermentationsreaktion wird durch eine Farbänderung des pH - Indikators Bromthymolblau begleitet. V. parahaemolyticus Kolonien sind ziemlich unverwechselbar auf TCBS, Ausstellen blau zu grün. Jedoch kann dieses Medium nicht leicht unterscheiden V. alginolyticus und V. cholerae. Sucrose-Fermentation von Proteusarten gelbe Kolonien ähnlich V. produzieren kann cholerae oder V. alginolyticus 13. Bei der ersten Isolation auf TCBS, V. parahaemolyticus kann auch als Aeromonas hydrophila, Plesiomonas shigelloides falsch identifiziert werden, und Pseudomonas spp 14. Stämme mit verzögerter Saccharose fermsentation kann mit anderen Saccharose nonfermenting Vibrio 13, verwechselt werden , die V. umfassen parahaemolyticus. TCBS wurde als nicht empfindlich gegen Escherichia coli, Pseudomonas putrefaciens unter anderem gefunden. Mehrere andere Arten ergeben grün zu grau Kolonien , die mit V. möglicherweise verwechselt werden parahaemolyticus oder V. vulnificus 15. Als Ergebnis ist es wünschenswert , alternative Kulturmedien zu Erfassung mit einer besseren Empfindlichkeit und Spezifität und V. Isolierung zu entwickeln , parahaemolyticus und andere eng verwandte Arten. Mehrere Medien Alternativen vor kurzem entwickelt wurden. Neben der Aufnahme von selektiven Agenzien, inkorporieren meisten chromogene Substrate Spezies zu unterscheiden, basierend auf ihrer unterschiedlichen enzymatischen Aktivitäten. Beispielsweise Indoxyl-β-glucosid und indoxyl-β-galactosid wurden als chromogene Substrate verwendet , zu unterscheiden V. parahaemolyticus Kolonien (die blaugrün erscheinen) von denen V. cholerae (lila) aufgrund ihrer unterschiedlichen Fähigkeiten β-Glucosidase und 16 β-Galactosidase zu produzieren. Verschiedene Formulierungen von chromogenen Agar von mehreren Gruppen entwickelt wurden bewertet und wurden zur Durchführung vergleichsweise gemeldet oder besser als TCBS 17,18,19. Ein Vorteil eines chromogenen Mediums besteht darin, dass die Färbung des umgebenden Mediums minimal ist, wodurch die Isolierung von bestimmten Kolonien zu erleichtern. In dieser Studie haben wir die Fähigkeit eines neu chromogenes Medium formuliert zu detektieren und zu isolieren , V. cholerae, V. parahaemolyticus und V. vulnificus; mit einem besonderen Fokus auf seine Fähigkeit , V. zu unterscheiden parahaemolyticus von anderen Spezies.

<table><tbody><tr><td>Reagenz/Equipment</td>Agar Fisher Scientific DF0140-15-4 kann Autoklav für jedes BHI-Pulver <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>verwenden</td></tr><tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>DF0418-17-7</td><td>kann</td></tr><tr><td>Mixer</td><td></td><td></td> anderer Marken <td>verwenden, um Austernfleisch zu mischen</td></tr><tr><td></td><td></td> CampyGen-Gas <td></td><td></td></tr><tr><td> Generator</td><td>Hardy Diagnostics</td><td>CN035A</td><td>zur Bereitstellung einer mikroaerophilen Atmosphäre; kann</td></tr><tr><td>Schokoladen-Agar-Platten</td> anderer Marken verwenden <td>Hardy Diagnostics</td><td>E14</td><td>kann andere Marken verwenden</td></tr><tr><td>Gängige PCR-Reagenzien (dNTPs, MgCl2, Taq Polymerase)</td><td>Beliebige</td><td></td><td>oder PCR-Kügelchen verwenden (Fisher Sci 46-001-014)</td></tr><tr><td>Kulturröhrchen</td><td>Fisher Scientific</td><td>S50712</td><td>kann andere Marken verwenden</td></tr><tr><td>Eppendorf Röhrchen</td><td>Fisher Scientific</td><td>S348903</td><td>kann andere Marken verwenden</td></tr><tr><td>Gel doc</td><td>Any</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HardyChrom Vibrio Agar Platten</td><td>Hardy Diagnostics</td><td>G319</td> Diese <td>Studie bewertet dieses Medium</td></tr><tr><td>Inkubator</td><td>Beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Impfschleifen</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-363-606</td><td>In dieser Studie wurde eine Größe von 10 Mikrolitern verwendet</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP358-212</td> kann Austern <td>anderer Marken verwenden</td></tr><tr><td></td><td>Alle</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Fisher Scientific</td><td>R23701</td> kann Petrischale <td>anderer Marken verwenden</td></tr><tr><td></td><td>Fisher</td><td>Scientific FB0875713</td> kann <td></td></tr><tr><td>Pipetten und Spitzen</td> anderer Marken verwenden <td>Alle</td><td></td><td>sterilisierte Spitzen</td></tr><tr><td>Primer für tlh</td><td>IDT DNA-Waage</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Alle</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spreader</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-100-11</td><td>Perlen können anstelle verwendet werden</td></tr><tr><td>Stomacher Mixer</td><td>Stomacher</td><td>400</td><td>Die Proben wurden 30 Sekunden lang bei 200 U/min homogenisiert. Es können auch andere Homogenisatoren verwendet werden.</td></tr><tr><td>Sterile Filterbeutel für</td><td>Mixer Fisher Scientific</td><td>01-812-5</td><td></td></tr><tr><td>TCBS Pulver</td><td>Hardy Diagnostics</td><td>265020</td><td>Diese Studie bewertet dieses Medium</td></tr><tr><td>Thermocycler</td><td>Jedes</td><td></td><td></td></tr><tr><td>TSB-Pulver</td><td>Fisher Scientific</td><td>DF0370-07-5</td><td>kann andere Marken</td></tr><tr><td>verwenden UV-Betrachtungsschrank</td><td>Beliebig</td><td></td><td>Emittieren langwelliges UV-Licht</td></tr><tr><td>Wasserbad</td><td>Beliebig</td><td></td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Name</strong</td><td>>Quellen</td><td>Katalognummer<</td><td>>Kommentare</td></tr><tr><td><>Bakterienarten und -stämme</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aeromonas hydrophila</td><td>ATCC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Candida albicans</td><td>ATCC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Campylobacter jejuni</td><td>ATCC</td><td></td><td></td></tr><<tr><td>em>Escherichia coli</td><td>ATCC</td><td></td><td></td></tr><<tr><td>em>Proteus mirabilis</td><td>ATCC</td><td></td><td></td></tr><<tr><td>em>Pseudomonas aeruginosa</td><td>ATCC</td><td></td><td></td><</tr><tr><td>em>Staphylococcus aureus</td><td>ATCC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Salmonellen Choleraesuis</td><td>ATCC</td><td></td><td></td></tr><<tr><td>em>Shigella boydii</td><td>ATCC</td><td></td><td></td></tr><<tr><td>em>Shigella flexneri</em</td><td>>ATCC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Shigella sonnei</em</td><td>>ATCC</td><td></td><td></td></tr><<tr><td>em>Vibrio alginolyticus</td><td>ATCC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>V. cholerae (Serotypen umfassen O139, O1, non O1, El Tor Biovars)</td><td>FDA, ATCC</td><td></td><td></td></tr><<tr><td>em>V. damsela</td><td>FDA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>V. fisheri</td><td>Environment</td><td></td><td></td></tr><tr><td>V. fluvialis</td><td>CDC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>V. furnissii </td><td>CDC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>V. hollisae</td><td>FDA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>V. metschnikovii</td><td>ATCC</td><td></td><td></td></tr><<tr><td>em>V. mimicus</td><td>FDA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>V. parahaemolyticus (Serotypen umfassen O3:K6, O1:K56, O4:K8, O5:K15, O8, etc.)</td><td>ATCC, FDA, CDC, Environment</td><td></td><td></td></tr><tr><td>V. proteolyticus</td><td>FDA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>V. vulnificus</td><td>FDA</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

entwicklung eines sensitiven und spezifischen chromogenen agar medium zum nachweis von<em&gt; vibrio parahaemolyticus</em&gt; und andere<em&gt; vibrio</em&gt; arten

Development of a More Sensitive and Specific Chromogenic Agar Medium for the Detection of Vibrio parahaemolyticus and Other Vibrio Species

Lebensmittelbedingte Infektionen in der durch Vibrio - Spezies verursacht USA haben einen Aufwärtstrend gezeigt. In der Gattung Vibrio, V. parahaemolyticus verantwortlich für die meisten Vibrio -assoziierten Infektionen. So präzise Differenzierung zwischen Vibrio spp. und Detektion von V. parahaemolyticus ist von entscheidender Bedeutung für die Sicherheit unserer Nahrungsmittelversorgung zu gewährleisten. Obwohl molekulare Techniken immer häufiger sind, kultur je Methoden sind immer noch routinemäßig durchgeführt, und sie sind unter bestimmten Umständen von Standardmethoden in Betracht gezogen. Daher wurde eine neue chromogene Agarmedium mit dem Ziel untersucht , eine bessere Methode zur Isolierung und der Differenzierung von klinisch relevanten Vibrio spp bereitzustellen. Das Protokoll verglichen , um die Sensitivität, Spezifität und Nachweisgrenze für die Detektion von V. parahaemolyticus zwischen dem neuen chromogenes Medium und einem herkömmlichen Medium. Verschiedene V. parahaemolyticus - Stämme (n = 22) rediverse Serotypen und die Quelle der Herkunft präsentiert wurden verwendet. Sie waren zuvor von der Food and Drug Administration (FDA) und Centers for Disease Control and Prevention (CDC) identifiziert und weiter in unserem Labor von TLH -PCR verifiziert. In mindestens vier getrennten Versuchen wurden diese Stämme auf dem chromogenen Agar und Thiosulfat-Citrat-Gallensalze-Saccharose (TCBS) Agar beimpft, die die empfohlene Medium zum Kultivieren dieser Spezies ist, gefolgt von einer Inkubation bei 35-37 ° C für 24 -96 h. Drei V. parahaemolyticus - Stämme (13,6%) wuchs nicht optimal auf TCBS, dennoch zeigte grüne Kolonien , wenn es Wachstum war. Zwei Stämme (9,1%) brachte nicht die erwarteten Cyan Kolonien auf dem chromogenen Agar. Nicht V. parahaemolyticus - Stämme (n = 32) wurden auch die Spezifität des chromogenen Agar zu bestimmen getestet. Unter diesen Stämmen wuchsen, 31 nicht oder anderen Morphologien Kolonie ausgestellt. Die mittlere Rückgewinnung von V. parahaemolyticus auf der chromogenic Agar war ~ 96,4%, bezogen auf CASO-Agar mit 2% NaCl ergänzt. Im Ergebnis ist die neue chromogene Agar ein effektives Medium V. nachzuweisen parahaemolyticus und es von anderen Vibrionen zu unterscheiden.

In dieser Studie wurden 54 Mikrobenstämme zusammengebaut, das in der V. 22 - Stämme enthalten parahaemolyticus Spezies Vibrio 19 andere Arten und 13 nicht Vibrio - Spezies (Tabelle 1). Die meisten V. parahaemolyticus Stämme wurden entweder von der FDA, CDC oder anderen staatlichen Gesundheitsbehörden erhalten. Sie stellen diverse Serotypen und Isolation Quellen. Diese Stämme wurden zuvor von den Aufsichtsbehörden identifiziert...

Der Nachweis und die Isolierung klinisch relevanter Vibrio-Spezies erfordern selektive und differentielle Kulturmedien. In dieser Studie wurde die Fähigkeit eines neuen chromogenen Mediums zum Nachweis und zur Identifizierung von V. parahaemolyticus und anderen verwandten Spezies untersucht. Es wurde festgestellt, dass das neue Medium eine bessere Sensitivität und Spezifität aufweist als das herkömmliche Medium.

Entwicklung eines sensitiven und spezifischen chromogenen Agar Medium zum Nachweis von<em&gt; Vibrio parahaemolyticus</em&gt; Und andere<em&gt; Vibrio</em&gt; Arten

Foodborne infections in the US caused by Vibrio species have shown an upward trend. In the genus Vibrio, V. parahaemolyticus is responsible for the ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Empfindlichkeit und Spezifität eines neuen chromogenen Mediums hinsichtlich seiner Fähigkeit zum Nachweis und zur Isolierung von Vibrio parahaemolyticus im Vergleich zu herkömmlichen Medien zu bewerten. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Lebensmittel- und Umweltmikrobiologie zu beantworten, beispielsweise: Wie hoch ist die Prävalenz von Vibrio-Arten in Lebensmitteln und Erntenumgebungen? Der Hauptvorteil unseres Verfahrens liegt darin, dass viele bakterielle Isolate verwendet werden können, auch in Gegenwart einer Lebensmittelmatrix.Bevor die Bakterien kultiviert werden, alle Agarmedien im Autoklaven sterilisieren. Anschließend das Agar in einem Wasserbad auf 45 bis 50 Grad Celsius abkühlen lassen. Wenn das Agar bereit ist, leere Petrischalen in Stapeln zu je fünf bis sechs Schalen anordnen.Dann, beginnend von der Unterseite des Stapels, das geschmolzene Agar in jede Petrischale gießen, bis diese etwa zur Hälfte gefüllt ist, und danach die Deckel wieder aufsetzen. Das Agar bei Raumtemperatur mindestens 12 Stunden lang erstarren lassen. Um die Kulturen der Mikrobenstämme anzusetzen, sobald das Agar bereit ist, mit einer sterilen Inokulationsnadel die Kulturen auf die entsprechenden nicht-selektiven Agarplatten übertragen und die Bakterien in einem Muster stricheln, das die Beobachtung isolierter Kolonien ermöglicht.Nachdem alle Kolonien ausgestrichen wurden, inkubieren Sie die Kulturen bis zu 48 Stunden lang verkehrt herum bei 35 bis 37 Grad Celsius, mit Ausnahme von Campylobacter-Arten, die in einem geschlossenen Behälter mit einem Gasbeutel zur Erzeugung einer mikroaerophilen Umgebung inkubiert werden sollten. Beobachten Sie am Ende der Inkubation die Kolonienmorphologie. Reinkulturen sollten Kolonien hervorbringen, die eine ähnliche Kolonienmorphologie aufweisen.Um die Kolonien von Interesse auf selektiven und differenzierenden Medien zu vergrößern, überführen Sie einige isolierte Kolonien in fünf Milliliter der geeigneten Brühe und inkubieren die Kulturen erneut 16 bis 24 Stunden bei 35 bis 37 Grad Celsius. Am nächsten Tag streichen Sie eine Schleife der Übernachtkulturen auf mindestens eine Thiosulfat-Citrat-Galle-Saccharose- (TCBS-)Agarplatte und mindestens eine chromogene Agarplatte und inkubieren bis zu 96 Stunden bei 35 bis 37 Grad Celsius. Am Ende der Inkubation untersuchen Sie sowohl die Kulturdichte auf der Platte als auch die Größe der isolierten Kolonien, um das Gesamtwachstum der Stämme zu beurteilen. Notieren Sie die Farbe der Kolonien unter Umgebungslicht oder UV-Licht, je nach Erfordernis, und vermerken Sie alle weiteren wichtigen Merkmale der Kolonien.Um einen Reaktivierungs-Assay durchzuführen, impfen Sie junge Kulturen von Vibrio parahaemolyticus in fünf Milliliter Trypcase-Soja-Brühe, ergänzt mit zwei Prozent Natriumchlorid, oder TSBS, an und inkubieren Sie die Röhrchen bei 35 bis 37 Grad Celsius für 16 bis 24 Stunden. Am nächsten Tag wirbeln Sie die Übernachtkulturen kräftig und bereiten Verdünnungen von ein mal 10 hoch minus eins bis ein mal 10 hoch minus sieben der Bakterien in PBS vor. Verwenden Sie die Verdünnungen von ein mal 10 hoch minus vier bis ein mal 10 hoch minus sieben, um jeweils 100 Mikroliter jeder Verdünnung gleichmäßig auf einzelne chromogene, TCBS- und Trypcase-Soja-Agar-Platten, die mit zwei Prozent Natriumchlorid-Agar, oder TSAS, angereichert sind, aufzuplatzieren.Inkubieren Sie alle Platten bei 35 bis 37 Grad Celsius für bis zu 96 Stunden. Zählen Sie anschließend die Kolonien, wobei Platten mit zu zahlreichen Kolonien für eine Zählung oder mit weniger als 25 Kolonien ignoriert werden. Für einen Konkurrenzassay wählen Sie einen V. parahaemolyticus-Stamm aus, der die erwarteten türkisfarbenen Kolonien auf TCBS und cyanfarbene Kolonien auf chromogenem Agar bildet, sowie einen Nicht-V.Parahaemolytius-Arten, die auf keinem der beiden Medien wachsen oder eine abweichende Koloniefarbe aufweisen. Überführen Sie einige isolierte Kolonien von V. parahaemolyticus und V. metschnikovii von einem TSAS-Agar in fünf Milliliter TSBS und inkubieren Sie 16 bis 24 Stunden bei 35 bis 37 Grad Celsius. Überführen Sie einige isolierte Kolonien von Shigella sonnei von Brain-Heart-Infusion- (BHI-)Agar in fünf Milliliter BHI-Brühe und inkubieren Sie 16 bis 24 Stunden bei 35 bis 37 Grad Celsius.Am nächsten Tag eine serielle Verdünnung für jeden Stamm durchführen und die Verdünnungen auf nicht-selektiven Agarplatten ausplattieren, um die koloniebildenden Einheiten pro Milliliter der Übernachtkulturen zu bestimmen. Anschließend die Übernachtkulturen und Verdünnungsgefäße verwenden, um verschiedene Volumina eines V. parahaemolyticus-Stamms und einer nicht-V. parahaemolyticus-Art zu mischen, und 100 Mikroliter der Bakterienmischung auf einzelne chromogene, TCBS- und TSAS-Agarplatten auftragen.Nach bis zu 96 Stunden bei 35 bis 37 Grad Celsius zählen Sie die Kolonien anhand ihrer Wachstums- und morphologischen Unterschiede auf den chromogenen und TCBS-Platten. Um die Auswirkungen von Austernhomogenaten auf das bakterielle Wachstum auf selektiven und differenzierenden Medien zu beurteilen, wiegen Sie zunächst mindestens 50 Gramm Austernfleisch aus mindestens 12 Mollusken-Schalentieren, einschließlich des Fleisches und der Flüssigkeit. Geben Sie dann eine gleiche Masse PBS zu dem Austergewebe hinzu und vermischen Sie die Mischung für 90 Sekunden bei hoher Geschwindigkeit.Fügen Sie anschließend 100 Gramm des verdünnten Austernhomogenats zu 400 Gramm PBS hinzu und vermischen Sie die Mischung eine Minute lang bei hoher Geschwindigkeit. Danach autoklavieren Sie das Homogenat. Nach dem Abkühlen geben Sie jeweils 100 Mikroliter der über Nacht kultivierten V. parahaemolyticus und der nicht-V.-Stämme hinzu.Geben Sie die Parahaemolyticus-Kultur zur Austern-Suspension und mischen Sie die Bakterienzellen mit dem Austernhomogenat unter Verwendung eines Homogenisators. Stellen Sie Verdünnungen des belasteten Austernhomogenats im Verhältnis 1 × 10⁻¹ bis 1 × 10⁻³ in PBS her, wie gezeigt, und geben Sie jeweils 100 Mikroliter jeder Verdünnung auf einzelne chromogene, TCBS- und TSAS-Platten. Nach 96 Stunden bei 35 bis 37 Grad Celsius vergleichen Sie die tatsächlichen Koloniezahlen auf den chromogenen Agar- und TCBS-Platten mit den erwarteten Koloniezahlen, die aus der Standard-Plattenzählung der Übernachtkulturen abgeleitet wurden.Um das Wachstum und die Kolonie-Morphologie der in dieser Studie verwendeten Stämme zu bestimmen, wurden die Bakterien auf selektiven und differenzierenden Medien kultiviert. TCBS ist das konventionelle Medium zur Isolierung einiger Vibrio-Arten, einschließlich türkisfarbener V.Parahaemolyticus und gelber V.Cholerae. Die Verwendung von chromogenem Medium zur Selektion klinisch relevanter Vibrio-Arten aus Lebensmittel- und Umweltproben führt zur Bildung von cyanfarbenen V.Parahaemolyticus und magentafarbenen V.Cholerae.Kolonien von V. Parahaemolyticus, die auf chromogenen Agarplatten in Gegenwart von Austernhomogenat gezüchtet wurden, treten in ähnlichen Zahlen auf wie auf nicht-selektiven Medien, was darauf hindeutet, dass die Nachweisgrenze des chromogenen Mediums der von nicht-selektiven Medien entspricht, selbst in Gegenwart einer Lebensmittelmatrix. Auch das Wachstum und die Wiederfindung von V. Parahaemolyticus werden durch das Vorhandensein einer nicht-V. parahaemolyticus-Art nicht beeinträchtigt, eine wesentliche Eigenschaft für differenzierende und selektive Medien, da Umweltproben zahlreiche Vibrio-Arten in hohen Konzentrationen enthalten, insbesondere nach einem Anreicherungsverfahren.Außerdem zeigt der Vergleich von TCBS- und chromogenen Agars mittels PCR für thermolabile Hämolyse eine höhere Sensitivität und Spezifität für das chromogene Agar, was auf eine insgesamt bessere Leistungsfähigkeit dieses differenzierenden und selektiven Mediums zur Detektion und Identifizierung von V. parahaemolyticus hinweist. Wenn man einmal Erfahrung mit dem Verfahren gesammelt hat, kann der gesamte Ablauf – einschließlich der Test- und Inkubationszeiten für etwa 50 Stämme – bei korrekter Durchführung innerhalb von 30 Tagen abgeschlossen werden. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, stets daran zu denken, alle Kulturen sorgfältig zu kennzeichnen und durchgehend aseptische Techniken anzuwenden.Nach Durchführung dieses Verfahrens können weitere Methoden wie die Kolonie-PCR angewendet werden, um zusätzliche Fragen zu beantworten, beispielsweise: Trägt dieser spezifische Isolat ein Virulenzgen? Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik Forschern im Bereich Lebensmittelsicherheit und öffentliche Gesundheit den Weg, um die Detektion von Vibrio-Arten in Schalentieren und im brackigen Milieu zu untersuchen. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man eine Standardplattenzählung durchführt und wie man die Empfindlichkeit, Spezifität und Nachweisgrenze eines Nährbodens bewertet.Vergessen Sie nicht, dass das Arbeiten mit Krankheitserregern und heißem Medium äußerst gefährlich sein kann, und Vorsichtsmaßnahmen wie das Tragen von Schutzkleidung, das Abdecken offener Wunden sowie die Trennung von biohazardösem Abfall stets beachtet werden sollten, während dieser Prozedur.

development-more-sensitive-specific-chromogenic-agar-medium-for

Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Wir haben vor kurzem einen neuartigen Ansatz zur Erzeugung von fluorogenen DNAzym Sonden, die angewendet zur Einrichtung eine einfache, "Mix-and-read" Fluoreszenz-Assay für die bakterielle Nachweis kann berichtet werden. Diese speziellen DNA-Sonden katalysieren die Spaltung eines Chromophors-modifizierten DNA-RNA-chimären Substrat in Gegenwart von rohem extrazellulären Mischung (CEM) von einem bestimmten Bakteriums fort, wodurch Nachweis von Bakterien in Fluoreszenz-Erzeugungseinheit erzeugt...

Nachweis von Bakterien mit fluorogenen DNAzyme

Quelle: Heering, J., et al. Induktion der zellulären Differenzierung und Einzelzellbildgebung von Vibrio parahaemolyticus , Schwimmer- und Schwarmzellen. J. Vis. Exp. (2017)Dieses Video zeigt die Induktion der Schwarmzelldifferenzierung in Vibrio parahaemolyticus unter Verwendung eines speziell präparierten Agarmediums. Durch die Manipulation von Umwelteinflüssen wie Eisenabbau, Kalziumergänzung und Oberflächenkontakt werden die Bakterien dazu angeregt, von ihrer Schwimmerform in längliche...

Induktion der Differenzierung von Vibrio parahaemolyticus in Schwarmzellen

Quelle: Heering, J., et al., Induktion der zellulären Differenzierung und Einzelzellbildgebung von Vibrio parahaemolyticus Schwimmer- und Schwarmerzellen. J. Vis. Exp. (2017).Dieses Video zeigt die Präparation von Schwarmzellen aus einer Vibrio parahaemolyticus-Kolonie für die Fluoreszenzbildgebung. Die Bakterien sind gentechnisch so verändert, dass sie ein Fluorophor-markiertes Protein exprimieren, das unipolar in Schwimmerzellen und bipolar in länglichen Schwarmzellen lokalisiert ist, was...

Vorbereitung von Vibrio parahaemolyticus Swarmer-Zellen für die Bildgebung

Quelle: Yeung, M., et al. Entwicklung eines empfindlicheren und spezifischeren chromogenen Agarmediums für den Nachweis von Vibrio parahaemolyticus und anderen Vibrio-Spezies . J. Vis. Exp. (2016)Dieses Video zeigt eine kulturbasierte Methode zur Identifizierung von Vibrio-Spezies , wobei chromogener Agar als genauere Alternative zu den häufig verwendeten Thiosulfat-Citrat-Gallensalzen-Saccharose oder TCBS-Agar hervorgehoben wird. Chromogener Agar bietet eine überlegene Differenzierung von...

Ein neues chromogenes Medium für den schnellen Nachweis von Vibrio-Spezies

Quelle: Brumfield, K. D., et al., Labortechniken zur Erhaltung und Unterscheidung von Biotypen von klinischen und Umweltisolaten von Vibrio cholerae . J. Vis. Exp. (2017).Dieses Video demonstriert den Voges-Proskauer-(VP)-Test, um zwischen drei Biotypen von Vibrio cholerae zu unterscheiden: klassisch, Wildtyp-El Tor und El Tor-Variante. Jede Kultur wird in ein glukosehaltiges Medium geimpft, inkubiert und mit α-Naphthol und Kaliumhydroxid behandelt, um das Vorhandensein von Acetoin nachzuweisen.

Voges-Proskauer-Test zur Unterscheidung der Biotypen von Vibrio cholerae

Ein Protokoll, das die integrierte Konzentration, Anreicherung und den kolorimetrischen Endpunktnachweis von lebensmittelbedingten Krankheitserregern in großen Mengen landwirtschaftlichen Wassers beinhaltet, wird hier vorgestellt.  Das Wasser wird durch modifizierte Moore-Tupfer (MMS) gefiltert, die mit selektiven oder nicht-selektiven Medien angereichert sind, und der Nachweis erfolgt mit papierbasierten Analysegeräten (μPAD), die in bakterienindizierte kolorimetrische Substrate eingebettet...

Farbmetrische Papierbasierte Erkennung von<em&gt; Escherichia coli</em&gt;,<em&gt; Salmonellen</em&gt; Spp. Und<em&gt; Listeria monocytogenes</em&gt; Von großen Mengen von Landwirtschaftliche Wasser

Dieses Manuskript beschreibt die richtigen Vibrio Cholerae-Instandhaltungstechniken zusätzlich zu einer Reihe von biochemischen Assays, die gemeinsam für eine schnelle und zuverlässige Differenzierung zwischen klinischen und ökologischen V verwendet werden. Cholerae-Biotypen im Laborbereich.

Labortechniken zur Aufrechterhaltung und Differenzierung von Biotypen von<em&gt; Vibrio cholerae</em&gt; Klinische und umweltliche Isolate

Dieses Protokoll ermöglicht die Einzelzellmikroskopie der unterschiedlich unterschiedlichen Vibrio parahaemolyticus Schwimmer und Swarmer Zellen. Das Verfahren erzeugt eine Population von Swarmer-Zellen, die für die Einzelzellanalyse leicht verfügbar sind, und umfasst die Herstellung von Zellkulturen, die Induktion von Swarmer-Differenzierung, Probenvorbereitung und Bildanalyse.

Induktion der zellulären Differenzierung und Einzelzell - Bildgebung von<em&gt; Vibrio parahaemolyticus</em&gt; Schwimmer und Swarmer Cells

Ein Protokoll für die Entwicklung der eine elektrochemische DNA-Biosensor bestehend aus eine Polymilchsäure Säure stabilisiert, gold-Nanopartikeln modifiziert, Siebdruck kohlenstoffelektrode Vibrio Parahaemolyticus erkennen wird vorgestellt.

Entwicklung der eine elektrochemische DNA-Biosensor, einem Foodborne Krankheitserreger zu erkennen

Hier stellen wir das Prinzip, den Aufbau und die Anleitung des intelligenten Hochdurchsatz-Antimikrobiell-Sensitivitätstest-/Phagen-Screening-Systems vor. Die Anwendung wird am Beispiel von Salmonellen , die aus Geflügel in Shandong, China, isoliert wurden, veranschaulicht. Der Lar-Index wird berechnet und seine Bedeutung für die Bewertung antimikrobieller Resistenzen wird umfassend diskutiert.

Anwendung des intelligenten Hochdurchsatz-Antimikrobiell-Sensitivitätstest-/Phagen-Screening-Systems und des Lar-Index der antimikrobiellen Resistenz

Lernen Sie die Entwicklung eines chromogenen Agar-Mediums zur Detektion von Vibrio parahaemolyticus und anderen Vibrio-Arten. Diese Methode bietet verbesserte Sensitivität und Spezifität für Lebensmittelsicherheit und Umweltmikrobiologie.

Entwicklung eines sensitiven und spezifischen chromogenen Agar Medium zum Nachweis von Vibrio parahaemolyticus Und andere Vibrio Arten (Video) | JoVE Journal

Entwicklung eines sensitiven und spezifischen chromogenen Agar Medium zum Nachweis von

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