Name: Einem mikrofluidischen System mit Oberflächenstrukturierung zur Untersuchung Kavitationsblase (e) -Cell Interaktion und die Resultierende Bioeffects auf der Ebene einzelner Zellen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-10T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 14 s
Description: Lernen Sie die Untersuchung kavitationsinduzierter Bioeffekte auf einzelne Zellen in mikrofluidischen Systemen mit Oberflächenstrukturierung. Diese Methode ermöglicht präzise Kontrolle von Blasengenerierung und Zellplatzierung für therapeutische Anwendungen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir möchten uns für die Nutzung der Reinraumeinrichtung SMIF an der Duke University bedanken. Wir möchten uns auch bei Hao Qiang für seine Hilfe bei der Messung der Strahlgeschwindigkeit bedanken. Die Autoren danken Todd Rumbaugh von Hadland Imaging für die Bereitstellung der in dieser Studie verwendeten Shimadzu HPV-X-Kamera. Die Arbeit wurde teilweise vom NIH durch die Zuschüsse 5R03EB017886-02 und 4R37DK052985-20 finanziert.

1. Mikrofertigung HINWEIS: Alle Mikrofabrikationsverfahren werden in einem Reinraum durchgeführt. Eine Chrommaske wird vor dem Mikro entworfen, siehe Abbildung 2. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/55106/55106fig2.jpg" /> Abbildung 2: Schematische Darstellung des Kanaldesign in der Mikrofluidik - Chip und den Abmessungen der Arbeitseinheiten. a) Mask Design der ausgerichteten PDMS Mikrokanäle (grün) und die Muster auf dem Glassubstrat (blau und rot). b) vergrößertes Bild des Maskendesign in einem repräsentativen Abschnitt der Arbeitseinheit Arrays. c) Schematische Darstellung einer Arbeitseinheit ein Zellmuster (blau) und ein Paar von Goldpunkten (rot) zeigt. Alle Längenskalen sind auf der rechten unteren Ecke angezeigt. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55106/55106fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55106/55106fig2large.jpg" target="_blank">eine lar anzuzeigen</a>ger-Version dieser Figur. <ol><li> Gold - Punktmuster HINWEIS: Die Fläche jeder Gold Punkt innerhalb 25-30 &amp; mgr; m 2 sein , ausgebildet, so dass es groß genug ist , Laserenergie für die Blasenerzeugung zu absorbieren, aber klein genug , um einzelne Zellen daran anhaften zu vermeiden. Ein schematisches Diagramm für den Goldpunkt Herstellung wird in 3a gezeigt. <ol><li> Glasobjektträger Reinigung (in einer chemischen Haube) <ol><li> Spülen Sie die Objektträger aus Glas mit Aceton , gefolgt von Isopropylalkohol (IPA) und dann trocknen Sie es mit einem N 2 -Strom. </li><li> Einweichen der Schieber in Piranha - Lösung (H 2 SO 4: H 2 O 2 = 4: 1) für 10 min. </li><li> Nehmen Sie die Folie aus, spülen Sie es mit DI - Wasser, und es dann trocken mit einem N 2 -Strom. </li><li> Backen Sie den Glasobjektträger auf einer Heizplatte bei 120 ° C für 10 min. </li><li> Behandeln Sie die Folie in einem Plasmaverascher bei 100 W für 90 s. </li></ol></li><li> Spin-Beschichtung (Spin-Coating-Haube) <ol><li> Schalten Sie auf einer Heizplatte und warten Sie, bis die Temperatur bei 95 ° C stabil ist. </li><li> Folgen Sie dem Beschichtungsverfahren: 1000 Umdrehungen pro Minute für 5 s mit einer 500 rpm / s Rampe; dann 3000 Umdrehungen pro Minute für 30 s mit einer 1.000-rpm / s Rampe. </li><li> Befestigen Sie das gereinigte Glasobjektträger auf den Spin-Coater durch Anlegen eines Vakuums. </li><li> Decken Sie die Gleitfläche mit P-20 und das Beschichtungs Rezept starten. </li><li> Wiederholen Sie den Beschichtungsprozess für NFR-negativer Photoresist. </li><li> Backen Sie die Folie bei 95 ° C für 60 s und warten, bis es kühlt auf Raumtemperatur ab. </li></ol></li><li> Die Fotolithografie <ol><li> Montieren Sie die Chrommaske auf die Mask Aligner und stellen Sie sicher, dass das Muster Seite nach unten in Richtung der Folie. </li><li> Legen Sie die Photolithographie Rezept auf Festbelichtungsmodus mit 9 s von UV-Exposition und richten Sie schnell das Glassubstrat mit der Maske. </li><li> Nach der Durchführung der UV-Bestrahlung aus, backen die Folie bei 956; C für 1 min, und lassen Sie es auf Raumtemperatur abkühlen dann. </li></ol></li><li> Entwicklung <ol><li> Entwickeln des Musters auf der Folie in Entwicklerlösung für 60 s. </li><li> Entfernen Sie die Folie aus der Entwickler, spülen Sie es mit DI - Wasser, und trocknen Sie es mit einem N 2 -Strom. </li><li> Überprüfen Sie die Mustergeometrie unter dem Mikroskop, und messen und die Strukturgröße aufzuzeichnen. </li></ol></li><li> Goldabscheidung (E-beam Verdampfung) und Abheben <ol><li> Backen Sie die Folie bei 120 ° C für 5 Minuten, und lassen Sie es auf Raumtemperatur abkühlen. </li><li> Reinigen der Schieber mit Plasma in dem reaktiven Ionenätzen (RIE) Maschine für 90 s bei 500 Torr und 100 W. </li><li> Kaution 5 nm Ti und 15 nm Au auf den Objektträger unter Verwendung eines E-Beam - Verdampfer 17. </li><li> Genießen Sie die Schlitten über Nacht in einem Becherglas Photoresist-Entferner Lösungsmittel, das Gold, die auf der Oberseite des NFR widerstehen zu entfernen. </li><li> Rufen Sie die Folie bündig it mit Aceton , gefolgt von IPA, und trocknen Sie es mit einem N 2 -Strom. </li><li> Trocknen Sie die Folie auf einer heißen Platte bei 115 ° C, bevor es in das Sauerstoffplasmaverascher bei 100 W für 90 s gereinigt wird. </li></ol></li></ol></li><li> Molecular-Montage Musterung durch Abheben (MAPL) Anmerkung: Die Fläche jeder Fibronektin beschichteten Insel ist so eingestellt, daß innerhalb von 700-900 &amp; mgr; m 2 ausreichende HeLa - Zelle zu erleichtern , in einer quadratischen Region ausbreitet , während die Wahrscheinlichkeit von mehreren Zellen minimiert auf der Insel aggregieren. Ein schematisches Diagramm zur Herstellung von zellStrukturierungs Inseln ist in 3b gezeigt. <ol><li> Spin - Beschichtung <ol><li> Wiederholen Sie Schritt 1.1.2, aber verwenden S1813-positiven Photoresist und eine Temperatur von 115 ° C. </li></ol></li><li> Aligned photolithographischen <ol><li> Montieren Sie die Chrommaske auf die Mask Aligner und stellen Sie sicher, dass die Seite mit dem Muster nach unten zeigt in Richtung der Folie mit derGoldpunkte. </li><li> Legen Sie die Photolithographie Rezept auf Festbelichtungsmodus mit 9 s von UV-Exposition. </li><li> Richten Sie die obere Maske mit dem unteren Schieber mit Ausrichtungsmarkierungen, um den Rand der Maske befindet, als Raumbezug. </li><li> Überprüfen Sie den zentralen Teil der Maske und stellen Sie sicher, dass die Mustermerkmale korrekt ausgerichtet sind. </li><li> Füllen Sie die UV-Bestrahlung ohne Nacherwärmung. </li></ol></li><li> Entwicklung <ol><li> Wiederholen Sie Schritt 1.1.3 , aber mit 45 s der Entwicklung , bevor sie auf einer Heizplatte getrocknet und in N 2 Lagerung zu erhalten. </li></ol></li></ol></li><li> Chemische Behandlung <ol><li> Bereiten Sie die Passivierungslösung: 0,5 mg / mL PLL-g-PEG in 10 mM HEPES-Puffer. </li><li> Rufen Sie die Folie aus N 2 -Speicherung und reinigen RIE unter Verwendung der Parametereinstellung: 500 Torr Druck, 100 W Leistung und 90-s Dauer. </li><li> Pipette ein Tropfen Passivierungslösung auf ein Stück Paraffinfilm. &lt;/ Li&gt; <li> Sandwich der Lösung mit dem Film und der Folie, um sicherzustellen, dass die Seite mit dem Muster-Features nach unten in Richtung des Films; die Bildung von Blasen zu vermeiden. </li><li> Warten Sie 45 Minuten, bevor die Folie aus dem Film zu entfernen. </li><li> Weichen Sie die Folie nacheinander in Photoresist-Entferner, Photoresist-Entferner und DI-Wasser (1: 1) und DI-Wasser, und rühren es in einem Ultraschallbad für 90 s für jede einweichen. </li><li> Trocknen Sie die Folie auf einer Heizplatte, die Feuchtigkeit zu entfernen, bevor es in einem Exsikkator Dichtungs- und es in einem Kühlschrank lagern. </li></ol></li><li> Chip - Montage <ol><li> Wiederholen Sie die Schritte 1.1.1-1.1.4, aber mit SU8-2025-negativen Photoresist und der Parametereinstellung genannte Microchem Protokoll 18, eine so genannte Silikonform mit einer Photomaske herzustellen. </li><li> Fertigen Sie ein PDMS Mikrokanal (40 mm x 25 mm x 5 mm, L x B x H) und eine kleine PDMS Platte (800 &amp; mgr; m breite Rillenstruktur) unter Verwendung von Weich-Lithographie. </li><li> Lochen die microchannel für die Fluidzugangsöffnungen und reinigen Sie sie mit Klebeband und dann mit IPA. </li><li> Schirmen den gemusterten Bereich des Glassubstrats mit dem PDMS Bramme und gelten RIE (100 W, 500 mTorr, 60 s) zu entfernen PLL-g-PEG aus dem Peripheriebereich. </li><li> Behandeln Sie den Mikrokanal mit einer reduzierten Dosis von RIE (25 W, 500 mTorr, 25 s), und dann auf das strukturierte Glassubstrat ausrichten (mit dem kleinen PDMS Platte entfernt); bringen den Mikrokanal und die strukturierte Glassubstrat in einen konformen Kontakt unter einem Stereoskop. </li></ol></li></ol><img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/55106/55106fig3.jpg" /> Abbildung 3: Schematische Darstellung für Mikro und Chip - Montage. a) Muster der Goldpunkte auf dem Glassubstrat. b) Herstellung des Glassubstrats für die Zellmusterungs über MAPL. c) Montage des mikrofluidischen Kanal mit Plasma - Bindung. Sehen Sie sich die Materialliste für die Definitionen of die Abkürzungen. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55106/55106fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55106/55106fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <ol start="5"><li> Zellbindung HINWEIS: HeLa-Zellen werden routinemäßig in DMEM mit 10% FBS und 1% Antibiotikum / Antimitotikum Lösung in einer Zellkultur-Inkubator ergänzt gehalten. Ein schematisches Diagramm für die Chipmontage und Zellanheftung ist in 3c gezeigt. <ol><li> Prime der Chip mit PBS für 30 min bei 1 &amp; mgr; l / min und dann Fibronektin-Lösung (50 ug / ml in PBS, 1 &amp; mgr; l / min) für 45 min ziehen lassen. </li><li> Während des Wartens, Zentrifuge einzelnen Zellen und Rekonstitution der Zellsuspension in vorgewärmten (37 ° C) Kulturmedium bei 5x10 6 Zellen / ml trypsinize Zellkultur mit 0,25% Trypsin-EDTA, waschen Sie sie in einem Kulturmedium. </li><li> Ersetzen Sie die Fibronektin-Lösung mit PBS und spülen Sie den Chip bei 10 &amp; mgr; l / min für 5 min. </li><li> Injizierendie hergestellte Zellsuspension in den Chip, den Fluss zu stoppen, klemmen den Ausgang, und 30 min den Chip in einer Zellkultur-Inkubator halten. </li><li> Lassen Sie die Steckdose und spülen Sie den Chip mit Zellkulturmedium bei 10 &amp; mgr; l / min für 5 min. Reduzieren die Perfusion Strömungsgeschwindigkeit des Kulturmediums auf 0,75 &amp; mgr; l / min und Pflege der Zellkultur für 2 h in den Inkubator. </li></ol></li></ol> 2. Blasenbildung und Strömungsvisualisierung ANMERKUNG: Eine schematische Darstellung des Versuchsaufbaus zur tandem Blasenerzeugung , und die resultierende Strömungs Interaktion mit einer einzelnen Zelle in einem mikrofluidischen Kanal gezüchtet Nähe in 4a gezeigt. <ol><li> Die Erzeugung von Tandem - Blasen mit zwei Lasern und Zeitsteuerung <ol><li> Platzieren Sie den Mikrofluidik-Chip auf der Stufe eines inversen Mikroskops und richten Sie die Brennpunkte der beiden gepulsten Nd: YAG-Laser (λ = 532 nm, 5 ns Pulsdauer) auf einem Paar von gemusterten Goldpunkten getrennt by 40 um. </li><li> Verwenden einer digitalen Verzögerungsgenerator die zwei Laser mit einer Zeitverzögerung etwa 2,5 &amp; mgr; s zu triggern zwei Blasen an der Goldpunkte eingeleitet zu erzeugen. </li><li> Stellen Sie die Laserausgangsenergie (~ 10 &amp; mgr; J) innerhalb von 50 ± 2 um einen maximalen Durchmesser der Blasen zu erzeugen. </li><li> Synchronisieren eines High-Speed-Kamera (200-ns-Exposition und 2 Millionen Bilder pro Sekunde (fps)) zu den Lasern und erfassen die Dynamik der Blasenexpansion, Kollaps, den Blasen-Interaktion und Strahlbildung. </li></ol></li><li> Die Quantifizierung der Strahlgeschwindigkeit <ol><li> Aufzeichnen der Position der Düsenspitze (J 1) an dem proximalen Ende der ersten Blase (B 1) und dem distalen Ende der B 1, beginnend bei der Erzeugung der zweiten Blase (B 2) und endend mit dem Aufsetzen von J 1 zu dem distalen Ende von B 1; siehe die schematische in 5a. </li><li> passen Linienförmig den zeitlichen Verlauf der Position für Both der proximale (Düsenspitze) und den distalen Enden. Berechnen Sie die Steigung der Spitzenposition-Zeit-Kurve für das proximale Ende der Strahlgeschwindigkeit zu bestimmen. Der Schnittpunkt der beiden Linien zeigt den Strahl Aufsetzen Zeit. Weitere Details finden Sie in der Referenz 19 zu finden. </li></ol></li><li> Visualisierung der Tandem - Blase-induzierten Strömungsfeld <ol><li> Bereiten Sie 1 &amp; mgr; m aus Polystyrol (PS) Beadsuspension in DI-Wasser (2,6% w / v) und injizieren die Kügelchen in die Mikrofluidik-Chip. </li><li> Erzeugen tandem Blasen beschrieben, wie in Schritt 2.1.1-2.1.3. </li><li> Notieren Sie die Tandem-Blasendynamik unter Verwendung eines Hochgeschwindigkeits-Videokamera mit einer Bildfrequenz von 5 M fps mit einer 100-ns Belichtungszeit. </li><li> Laden Sie die aufgenommenen Bildsequenz in einem kommerziellen PIV-Software. </li><li> Dividieren jedes Bild in kleinere Abfragefenster von 16 x 16 Pixel (px) mit einem 75% überlappen. </li><li> Anwenden Multipass-Iterations- und regionale Filter, um die Fehler im Geschwindigkeitsfeld Berechnung zu reduzieren, undgeben die Ergebnisse in einer Geschwindigkeitsvektorkarte. </li></ol></li></ol><img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/55106/55106fig4.jpg" /> Abbildung 4: Schematische Darstellung des experimentellen Aufbaus und Bildaufzeichnung. a) Versuchsaufbau zur Tandem - Blase Generation. b) Zeitlicher Ablauf für verschiedene Arten von Abbildungsnahmen verwendet. FL: Fluoreszenzmikroskopie, BF: Hellfeld, IFT: Inter-Zeit. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55106/55106fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55106/55106fig4large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> 3. Single-Zell-Analyse und Bioeffects HINWEIS: Die Tandemblase neben den Zielzellen erzeugt wird, und die resultierenden Bioeffekte werden in einem Arbeitsabstand abhängigen Weise untersucht. Der zeitliche Ablauf für verschiedene Arten von Bildaufnahmen ist in Abbildung 4b dargestellt. <ol><li>Membranporenbildung und hochmolekularen Aufnahme HINWEIS: Die Aufnahme von extrazellulären Makromolekülen in die Zielzelle wird durch die fortschreitende Diffusion von Membran impermeant Propidiumiodid (PI) durch die Poration Stelle auf der Zellmembran aus. <ol><li> Nach dem Schritt 1.5, ersetzen Sie die regelmäßigen Kulturmedium (dh DMEM) mit PI - Lösung (100 &amp; mgr; g / ml in DMEM) läuft bei einer Perfusionsfördermenge von 0,5 &amp; mgr; l / min während des gesamten Experiments. </li><li> Programmieren der Mikroskopsteuerung Software, um automatisch die PI Fluoreszenzwürfel auf dem Drehturm auswählen und die Zeitsteuerung der CCD-Kamera mit dem PI-Fluoreszenzanregung synchronisieren, um Fluoreszenzbilder mit einer Belichtungszeit von 200 ms zu erfassen. </li><li> neben einer Zielzelle, Aufnahme sowohl Hellfeld- (BF) und Fluoreszenz (FL) Bilder vor dem Tandemblasenbehandlung nach der beiden Laserherde sind mit einem Paar von Goldpunkten ausgerichtet sind. </li><li> Verwenden Mikroskop Steuerungssoftware sofortbeginnen kurz nach einer Zeitraffer-Fluoreszenzbildaufzeichnung der Zielzelle 2.1 Schritt die Geschichte der PI-Aufnahme zu erfassen. </li></ol></li><li> Membranverformung <ol><li> Vorbereitung 1-um-Kügelchen (1% w / v, aktiviert mit wasserlöslichem Carbodiimid) und funktionalisieren sie mit Peptid-2000 (100 ug / ml in PBS). </li><li> Nach dem Schritt 1.5, brüten die anhaftenden Zellen mit den funktionalisierten Kügelchen bei einer Dichte von 1x10 9 Perlen / ml bei 37 ° C für 30 min. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 2,1 bis Tandemblasen neben der Zielzelle herzustellen und die Zellverformung mit einem Ultra-High-Speed-Kamera mit einer Bildfrequenz von 5 Millionen fps aufzeichnen. </li><li> Identifizieren einer Triade von drei Kügelchen , die während des Experimentes auf der Abbildungsebene verbleiben und zu kompilieren ihre Positionen als (x 1, y 1) (x 2, y 2) und (x 3, y 3) in der Experiment - Koordinaten. </li><li> Berechnen Sie die Fläche der Triade vor und after die Tandem-Blase Behandlung mit der Formel: <img alt="Gleichung 1" src="/files/ftp_upload/55106/55106eq1.jpg" /></li><li> Berechnen Sie die Fläche Stamm als: <img alt="Gleichung 2" src="/files/ftp_upload/55106/55106eq2.jpg" /></li><li> Auf der Basis der Koordinaten der drei Eckpunkte vor und nach der Tandem - Blase Behandlung, die Berechnung der örtlichen Hauptdehnung und Flächen Stamm folgenden etablierten Protokollen 20,21. </li></ol></li><li> Viability und Apoptose HINWEIS: FITC Annexin V markiert Zellen, einschließlich apoptotischen diejenigen, durch die Externalisierung von Phosphatidylserin (grüne Fluoreszenz). PI-Etiketten die Kerne von nekrotischen Zellen (rote Fluoreszenz). Hellfeldabbildung wird verwendet, die Zellmorphologie zu dokumentieren und mit der Identifizierung von Zelllebensfähigkeit und Apoptose zu unterstützen. <ol><li> Notieren Sie sich die Position jedes behandelte Zelle in der mikrofluidischen Kanal (durch die Adress - Etiketten in den Kanal erleichtert, siehe 2b </strOng&gt;), während sich wiederholende Schritt 3.1. </li><li> Inkubieren der behandelten Zellen in dem Zellkulturmedium für weitere 2 h, bevor der Chip mit FITC Annexin V Lösung 15 min Perfusion. Positive Zellen zeigen grüne Fluoreszenz. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 3.3.2 24 h nach der bubble Tandembehandlung die langfristigen Bioeffekte in den Zielzellen zu untersuchen. </li></ol></li><li> Calcium - Reaktion <ol><li> Mix 3 &amp; mgr; l Fura-2 AM Stammlösung (1 mg / ml in DMSO) mit 3 &amp; mgr; l 10% w / v Pluronic F-127 in 500 &amp; mgr; l der reduzierten Serummedium die endgültige Markierungslösung (6 &amp; mgr; M) hergestellt wurde. </li><li> Nach dem Schritt 1.5, ersetzen Sie die Zellkulturmedium mit der Markierungslösung und Inkubation bei Raumtemperatur im Dunkeln für 40 min (1 &amp; mgr; l / min Durchblutungsrate). </li><li> Füllen Sie den Kanal mit dem reduzierten Serummedium (0,75 &amp; mgr; l / min Durchblutungsrate), bevor die Zelle Experiment zu starten. </li><li> Starten Sie ratiometrisches Imaging (Wellenlänge: 340/380 nm, 50-ms-Exposition)der Zielzelle die kommerzielle PTI-System. </li><li> Nach 10 s von ratiometrisch Bildgebungs der Zelle bei Ruhepegel erzeugen tandem Blasen wie in Schritt 2.1; erste Platte mit einem Zwischenrahmenzeit (IFT) von 0,1 s für 1 min, dann erhöhen Sie die IFT auf 1 s für eine andere min, und eine weitere Erhöhung auf 5 s nach 2 min. </li><li> Verwenden Sie das PTI-Software, das Verhältnis R = F340 / F380 in der Region von Interesse (ROI) zu berechnen, die auf die intrazelluläre Calcium-Konzentration proportional ist. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Wang, D., Bodovitz, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+cell+analysis%3A+the+new+frontier+in+%27omics%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Single cell analysis: the new frontier in 'omics.</a> Trends Biotechnol. 28 (6), 281-290 (2010).</li>
<li>Weaver, W. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+high-throughput+single-cell+microtechnologies%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Advances in high-throughput single-cell microtechnologies.</a> Curr Opin Biotechnol. 25, 114-123 (2014).</li>
<li>Gossett, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrodynamic+stretching+of+single+cells+for+large+population+mechanical+phenotyping%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Hydrodynamic stretching of single cells for large population mechanical phenotyping.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 109 (20), 7630-7635 (2012).</li>
<li>Spiller, D. G., Wood, C. D., Rand, D. A., White, M. R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+single-cell+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Measurement of single-cell dynamics.</a> Nature. 465 (7299), 736-745 (2010).</li>
<li>Lecault, V., White, A. K., Singhal, A., Hansen, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+single+cell+analysis%3A+from+promise+to+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Chem+Biol%22%5BJournal%5D)">Microfluidic single cell analysis: from promise to practice.</a> Curr Opin Chem Biol. 16 (3-4), 381-390 (2012).</li>
<li>Kennedy, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-intensity+focused+ultrasound+in+the+treatment+of+solid+tumours%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cancer%22%5BJournal%5D)">High-intensity focused ultrasound in the treatment of solid tumours.</a> Nat Rev Cancer. 5 (4), 321-327 (2005).</li>
<li>Zhu, S., Cocks, F. H., Preminger, G. M., Zhong, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+stress+waves+and+cavitation+in+stone+comminution+in+shock+wave+lithotripsy%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">The role of stress waves and cavitation in stone comminution in shock wave lithotripsy.</a> Ultrasound Med Biol. 28 (5), 661-671 (2002).</li>
<li>Fan, Z., Liu, H., Mayer, M., Deng, C. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporally+controlled+single+cell+sonoporation%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporally controlled single cell sonoporation.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (41), 16486-16491 (2012).</li>
<li>Itah, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrodynamic+cavitation+kills+prostate+cells+and+ablates+benign+prostatic+hyperplasia+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Biol+Med%22%5BJournal%5D)">Hydrodynamic cavitation kills prostate cells and ablates benign prostatic hyperplasia tissue.</a> Exp Biol Med. 238 (11), 1242-1250 (2013).</li>
<li>Kosar, A., Sesen, M., Oral, O., Itah, Z., Gozuacik, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bubbly+cavitating+flow+generation+and+investigation+of+its+erosional+nature+for+biomedical+applications%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Bubbly cavitating flow generation and investigation of its erosional nature for biomedical applications.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 58 (5), 1337-1346 (2011).</li>
<li>Li, Z. G., Liu, A. Q., Klaseboer, E., Zhang, J. B., Ohl, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+cell+membrane+poration+by+bubble-induced+microjets+in+a+microfluidic+chip%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Single cell membrane poration by bubble-induced microjets in a microfluidic chip.</a> Lab Chip. 13 (6), 1144-1150 (2013).</li>
<li>Li, F. F., Chan, C. U., Ohl, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Yield+Strength+of+Human+Erythrocyte+Membranes+to+Impulsive+Stretching%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Yield Strength of Human Erythrocyte Membranes to Impulsive Stretching.</a> Biophys J. 105 (4), 872-879 (2013).</li>
<li>Li, F., M, M., Ohl, C. .D. . <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shear+stress+induced+stretching+of+red+blood+cells+by+oscillating+bubbles+within+a+narrow+gap%5BTitle%5D)+AND+%22Bull+Am+Phys+Soc%22%5BJournal%5D)">Shear stress induced stretching of red blood cells by oscillating bubbles within a narrow gap.</a> Bull Am Phys Soc. 58, (2013).</li>
<li>Sankin, G. N., Yuan, F., Zhong, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulsating+tandem+microbubble+for+localized+and+directional+single-cell+membrane+poration%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+Lett%22%5BJournal%5D)">Pulsating tandem microbubble for localized and directional single-cell membrane poration.</a> Phys. Rev. Lett. 105 (7), 078101(2010).</li>
<li>Fan, Q., Hu, W., Ohta, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser-induced+microbubble+poration+of+localized+single+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Laser-induced microbubble poration of localized single cells.</a> Lab Chip. 14 (9), 1572-1578 (2014).</li>
<li>Chen, C. S., Mrksich, M., Huang, S., Whitesides, G. M., Ingber, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Geometric+control+of+cell+life+and+death%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Geometric control of cell life and death.</a> Science. 276 (5317), 1425-1428 (1997).</li>
<li>Yuan, F., Sankin, G., Zhong, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+of+tandem+bubble+interaction+in+a+microfluidic+channel%5BTitle%5D)+AND+%22J+Acoust+Soc+Am%22%5BJournal%5D)">Dynamics of tandem bubble interaction in a microfluidic channel.</a> J Acoust Soc Am. 130 (5), 3339-3346 (2011).</li>
<li>Microchem, SU-8 2000 Processing Guidelines. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.microchem.com/pdf/SU-82000DataSheet2000_5thru2015Ver4.pdf">http://www.microchem.com/pdf/SU-82000DataSheet2000_5thru2015Ver4.pdf</a> (2000).</li>
<li>Yang, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Analysis+of+Tandem+Bubble+Interaction+and+Jet+Formation+in+a+Microfluidic+Channel%22">Analysis of Tandem Bubble Interaction and Jet Formation in a Microfluidic Channel</a>. , Duke University. (2013).</li>
<li>Simon, S. I., Schmid-Schonbein, G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytoplasmic+strains+and+strain+rates+in+motile+polymorphonuclear+leukocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Cytoplasmic strains and strain rates in motile polymorphonuclear leukocytes.</a> Biophys J. 58 (2), 319-332 (1990).</li>
<li>Barbee, K. A., Macarak, E. J., Thibault, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strain+measurements+in+cultured+vascular+smooth+muscle+cells+subjected+to+mechanical+deformation%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Strain measurements in cultured vascular smooth muscle cells subjected to mechanical deformation.</a> Ann Biomed Eng. 22 (1), 14-22 (1994).</li>
<li>Yuan, F., Yang, C., Zhong, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+membrane+deformation+and+bioeffects+produced+by+tandem+bubble-induced+jetting+flow%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Cell membrane deformation and bioeffects produced by tandem bubble-induced jetting flow.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 112 (51), E7039-E7047 (2015).</li>
<li>Yin, H., Marshall, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidics+for+single+cell+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Microfluidics for single cell analysis.</a> Curr Opin Biotechnol. 23 (1), 110-119 (2012).</li>
<li>Tay, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-cell+NF-kappa+B+dynamics+reveal+digital+activation+and+analogue+information+processing%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Single-cell NF-kappa B dynamics reveal digital activation and analogue information processing.</a> Nature. 466 (7303), 267-271 (2010).</li>
<li>Rand, R. P., Burton, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+Properties+of+the+Red+Cell+Membrane%3A+I.+Membrane+Stiffness+and+Intracellular+Pressure%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Mechanical Properties of the Red Cell Membrane: I. Membrane Stiffness and Intracellular Pressure.</a> Biophys J. 4 (2), 115-135 (1964).</li>
<li>Lim, C. T., Dao, M., Suresh, S., Sow, C. H., Chew, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large+deformation+of+living+cells+using+laser+traps%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Mater%22%5BJournal%5D)">Large deformation of living cells using laser traps.</a> Acta Mater. 52 (7), 1837-1845 (2004).</li>
<li>Puig-de-Morales-Marinkovic, M., Turner, K. T., Butler, J. P., Fredberg, J. J., Suresh, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Viscoelasticity+of+the+human+red+blood+cell%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Viscoelasticity of the human red blood cell.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 293 (2), C597-C605 (2007).</li>
<li>Kudo, N., Okada, K., Yamamoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sonoporation+by+single-shot+pulsed+ultrasound+with+microbubbles+adjacent+to+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Sonoporation by single-shot pulsed ultrasound with microbubbles adjacent to cells.</a> Biophys J. 96 (12), 4866-4876 (2009).</li>
<li>van Wamel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vibrating+microbubbles+poking+individual+cells%3A+Drug+transfer+into+cells+via+sonoporation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Control+Release%22%5BJournal%5D)">Vibrating microbubbles poking individual cells: Drug transfer into cells via sonoporation.</a> J Control Release. 112 (2), 149-155 (2006).</li>
<li>Hu, Y., Wan, J. M., Yu, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membrane+perforation+and+recovery+dynamics+in+microbubble-mediated+sonoporation%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">Membrane perforation and recovery dynamics in microbubble-mediated sonoporation.</a> Ultrasound Med Biol. 39 (12), 2393-2405 (2013).</li>
<li>Dijkink, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+cavitation-cell+interaction%3A+trans-membrane+transport+and+viability+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Phys+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">Controlled cavitation-cell interaction: trans-membrane transport and viability studies.</a> Phys Med Biol. 53 (2), 375-390 (2008).</li>
<li>Rau, K. R., Quinto-Su, P. A., Hellman, A. N., Venugopalan, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulsed+laser+microbeam-induced+cell+lysis%3A+Time-resolved+imaging+and+analysis+of+hydrodynamic+effects%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Pulsed laser microbeam-induced cell lysis: Time-resolved imaging and analysis of hydrodynamic effects.</a> Biophys J. 91 (1), 317-329 (2006).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Einzelzellanalyse, in Kombination mit lebenden Zellen Bildgebung hat sich unser Verständnis der dynamischen und oft variable Prozessen in einzelnen Zellen stark verbessert, wie Phänotyp - Entwicklung und Immunantwort 23. Im Gegensatz zu der herkömmlichen Zellkultur in Schalen oder -flaschen, ermöglichen mikrofluidische Systeme präzise Steuerung der Mikroumgebung, bis auf die Ebene einzelner Zellen in Echtzeit. Folglich schreitet in Mikrofluidik-Technologien und Techniken weitgehend den Durchsatz und die Repro...

Es gibt eine wachsende Erkenntnis , dass zellulärer Heterogenität, aus dem stochastischen Expression von Genen ergeben, Proteinen und Stoffwechselprodukten , innerhalb einer großen Zellpopulation vorhanden ist, und dient als ein grundlegendes Prinzip in der Biologie zur Zell Anpassung und Evolution 1 zu ermöglichen. Daher ist es oft ungenau und unzuverlässig populationsbasierten Massenmessungen verwenden, um die Funktion der einzelnen Zellen und deren Wechselwirkungen zu verstehen. Die Entwicklung neuer Technologien für die Analyse Einzelzelle ist daher von großem Interesse in der biologischen und pharmakologischen Forschung und kann verwendet werden, beispielsweise, um besser auf die Schlüsselsignalwege und Prozesse in Stammzellen Biologie und Krebstherapie verstehen 2-4. In den letzten Jahren hat die Entstehung von Mikrofluidik - Plattformen stark Einzelzellanalyse erleichtert, wobei die Positionierung, Behandlung und Beobachtung der Reaktion von einzelnen Zellen haben 5 mit neuartigen Analysestrategien durchgeführt. Cavitation spielt eine wichtige Rolle in einem breiten Spektrum von biomedizinischen Anwendungen, einschließlich der Behandlung von Krebserkrankungen durch hochintensiven fokussierten Ultraschall (HIFU) 6, die nicht-invasive Fragmentierung von Nierensteinen durch Stoßwellen - Lithotripsie (SWL) 7, Drogen- oder Genübertragung durch Sonoporation 8 und die vor kurzem berichtet Zerstörung von Zellen oder Geweben durch hydrodynamische Kavitation bubble 9,10. Trotzdem haben die dynamischen Prozesse der Kavitationsblase (e) Wechselwirkungen mit biologischen Gewebe und Zellen nicht gut verstanden worden. Dies ist wegen der Zufälligkeit in Kavitation Initiierung und Blasendynamik durch Ultraschall erzeugt, Stoßwellen und lokalen Hydraulikdruck; Des Weiteren gibt es einen Mangel Techniken ermöglicht, die von Natur aus komplex und schnelle Reaktionen von biologischen Zellen zu lösen, vor allem auf der Ebene einzelner Zellen. Aufgrund dieser Herausforderungen ist es nicht verwunderlich, dass nur sehr wenige Studien haben Bienen berichtet Blase-Zell-Wechselwirkungen unter gut kontrollierten experimentellen Bedingungen zu untersuchen. Zum Beispiel Membran Fungs einzelner Zellen in Suspension 11 eingefangen und die impulsive große Verformung von menschlichen roten Blutkörperchen 12 wurden unter Verwendung von lasererzeugten einzelnen Blasen in mikrofluidischen Kanälen gezeigt. Die letztere Technik kann jedoch produzieren nur sehr geringe Deformation in eukaryotischen Zellen aufgrund des Vorhandenseins des Kerns 13. Außerdem ist es schwierig, stromabwärts Bioeffekte zu überwachen, wenn die Zellen in Suspension zu behandeln. In anderen Studien Ultraschallanregung eines zellgebundenen Mikrobläschen (oder Ultraschall - Kontrastmittel) zur Herstellung von Membran Porenbildung und / oder die intrazelluläre Calciumreaktionen in einzelnen anhaftenden Zellen wurde 8 berichtet. Membranfungs einzelner anhaftender Zellen können auch mit lasererzeugten Tandem - Blasen in einer dünnen Flüssigkeitsschicht , die lichtabsorbierende Trypanblaulösung 14 hergestellt werden, oderdurch eine oszillierende Gasblase durch Mikrolaserpulsen bestrahlt wird durch ein optisch absorbierenden Substrat in Mikrokammern 15 erzeugt. Im Vergleich hat das optisch absorbierende Substrat einen Vorteil gegenüber dem Laser absorbierendes Trypan-Blau-Lösung, da diese auf Zellen toxisch ist. Noch wichtiger ist, sind Laser erzeugten Blasen kontrollierbarer in Bezug auf die Blasengröße und Lage als akustisch angeregten Blasen. Dennoch in allen diesen früheren Studien, die Zellform, Orientierung und Haftbedingungen wurden nicht kontrolliert wird , die im wesentlichen die Zellantwort und Bioeffekte durch mechanische Spannungen 16 erzeugt beeinflussen. Um diese Nachteile in früheren Studien zu überwinden, haben wir vor kurzem ein experimentelles System zur Blasenerzeugung, Zellmusterungs, bubble-bubble-Zell-Wechselwirkungen, und Echtzeit-Bioassays von Zellantwort in einem mikrofluidischen Chip aufgebaut unter Verwendung einer einzigartigen Kombination von Mikrofabrikations techn entwickelteniques. Drei Hauptmerkmale , die unsere experimentellen System von anderen in dem Feld zu unterscheiden sind: 1) das Strukturieren von Mikrometergrße Goldpunkte auf dem Glassubstrat lokalisierte Laserabsorptions für Blasenerzeugungs 17 zu ermöglichen; 2) das Strukturieren von Mikrometergrße Inseln extrazellulären Matrix (ECM) für die Zelladhäsion auf dem gleichen Substrat zu steuern, sowohl die Lage und Geometrie der einzelnen Zellen; und 3) die Kompression der Abmessung der Blase-bubble-Zell-Interaktionsdomäne von 3D auf einer quasi-2D-Raum in der Ebene zu erleichtern Visualisierung von bubble-bubble-Wechselwirkungen Strömungsfelder Jetting Zelldeformation und Bioeffekte alle erfasst in eine rationalisierte Bildgebungssequenz (Abbildung 1d). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/55106/55106fig1.jpg" /> Abbildung 1: Die Mikrofluidik - Chip und schematische Darstellungen von verschiedenen Assays. a) Gebaute Mikrofluidik - Chip mit Kanälen mit blauer Tinte gefüllt<html> für die Visualisierung. b) Ein Bereich innerhalb des mikrofluidischen Chips mit gemusterten Zellen und Goldpunkten (der Abstand zwischen den beiden Goldpunkte in der Nähe von 40 &amp; mgr; m). Viele Paare von Arbeitseinheiten können in einem Kanal angeordnet werden. c) Close-up Bild einer einzigen Arbeitseinheit , bestehend aus einem Paar von Goldpunkten und einer HeLa - Zelle zur Zelle Strukturierungsbereich geklebt. d) Schematische Darstellung des Gerätebetriebs. Eine einzelne Zelle hält sich an und breitet sich auf dem &quot;H&quot; -förmigen Insel mit Fibronektin beschichtet. Ein Paar von Kavitationsblasen (tandem bubble) mit gegenphasigen Schwingung werden durch Beleuchten gepulste Laserstrahlen auf den Goldpunkten (siehe Abbildung 4a), was zur Erzeugung eines schnellen und lokalisierte Strahl bewegt sich in Richtung der Zielzelle in der Nähe erzeugt wird . Die Zelle kann mit einem Calciumantwort für makromolekulare Aufnahme und / oder stimulierten verformt, porated werden, abhängig von der Arbeitsabstand (S d) der Zelle zu dem Tandemblase.f = &quot;http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55106/55106fig1large.jpg&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. Diese Plattform kann ferner mit Fluoreszenzassays und funktionalisierten Kügelchen an die Zelloberfläche für Kavitation induzierten Bioeffekte befestigt kombiniert werden. Insbesondere eröffnet diese Plattform, um den Weg für eine zuverlässige und quantifizierbare Assays auf Einzelzellebene. Bis jetzt haben wir das Gerät für die Analyse von Tandem blaseninduzierten Zellmembran Verformung, Zellporenbildung und die intrazelluläre Aufnahme, Lebensfähigkeit, Apoptose und intrazellulären Calcium-Reaktion verwendet. In dem folgenden Protokoll beschreiben wir den Prozess der Chipherstellung und das Verfahren für die Analyse der verschiedenen Bioeffekte oben erwähnt. Außerdem sind die Operationen des Chips beschrieben.

<table><tbody><tr><td>Reagenz/Materialien</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>75 mm x 38 mm Einfache Objektträger</td><td>Corning</td><td>2947-75X38</td><td></td></tr><tr><td>Aceton</td><td>Sigma Aldrich, Co.</td><td>320110</td><td>ACS-Reagenz, &ge; 99,5%</td></tr><tr><td>Isopropylalkohol</td><td>Sigma Aldrich, Co.</td><td>W292907</td><td>&ge; 99,7%, FCC, FG</td></tr><tr><td>Schwefelsäure</td><td>Sigma Aldrich, Co.</td><td>320501</td><td>ACS-Reagenz, 95,0-98,0 %</td></tr> <tr><td>Wasserstoffperoxid</td><td>Sigma Aldrich, Co.</td><td>216763</td><td>30 Gew.-% in H2</td></tr><tr><td>O Primer P-20</td><td>Microchem</td><td>MCC Primer 80/20</td><td></td></tr><tr><td>NFR Fotolack</td><td>JSR</td><td>NFR016D2</td><td></td></tr><tr><td>Photomask</td><td>Photoplotstore</td><td>N/A</td><td>4x4 Direct Write Mask</td></tr><tr><td>MF-319 Entwickler</td><td>Shipley (Rohm and Haas)</td><td>Microposit MF-319</td><td></td></tr><tr><td>1165 Photoresist Remover</td><td>Dow Chemical, Co. </td><td>DEM-10018073</td><td>1-Methyl-2-pyrrolidinon basierter</td></tr><tr><td>S1813 Fotolack</td><td>Shipley (Rohm and Haas)</td><td>S1813</td><td></td></tr><tr><td>PLL-g-PEG SuSoS</td><td></td><td>PLL(20)-g[3.5]- PEG(2)</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>15630080</td><td></td></tr><tr><td>Paraffinfilm</td><td>HACH</td><td>251764</td><td></td></tr><tr><td>SU-2025 Fotolack</td><td>Microchem</td><td>SU-2025</td><td></td></tr><tr><td>PDMS</td><td>Dow Corning</td><td>184 SIL ELAST KIT 0,5 kg</td><td></td></tr><tr><td>Microbore Schlauch</td><td>Saint-Gobain PPL Corp.</td><td>S-54-HL</td><td></td></tr><tr><td>Metallstifte</td><td>New England Small Tube</td><td>NE-1300-01</td><td>Cut Tube (gerade), 0.025" Außendurchmesser x 0,017" Innendurchmesser x 0,50" Lange</td></tr><tr><td>HeLa-Zellen</td><td>Duke Cell Culture Facility</td><td>(307-CCL-2) HeLa, S.148</td><td></td></tr><tr><td>DPBS (1x) Puffer</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>14190144 DMEM-Kulturmedium</td><td></td></tr><tr><td></td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>11995065</td><td></td></tr><tr><td>Fibronektin Rinderprotein, Plasma</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>33010018</td><td></td></tr><tr><td>0,25% Trypsin-EDTA (1x)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>25200056</td><td></td></tr><tr><td>Propidiumiodid</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>P21493</td><td></td></tr><tr><td>Carboxylat-Mikrosphären 1.00&nbsp; &mu; m</td><td>Polysciences, Inc</td><td>08226-15</td><td></td></tr><tr><td>Carboxylat-Mikrosphären 2.00&nbsp; &mu; m</td><td>Polysciences, Inc</td><td>18327-10</td><td></td></tr><tr><td>EDC (1-ethyl-3-(3-dimethylaminopropyl)carbodiimidhydrochlorid)ThermoFisher</td> <td>Scientific</td><td>22980</td><td></td></tr><tr><td>Sulfo-NHS</td><td>Sulfo-NHS (N-Hydroxysulfosuccinimid)</td><td>24510</td><td></td></tr><tr><td>Peptite-2000</td><td>Advanced BioMatrix</td><td>5020-5MG</td><td></td></tr><tr><td>FITC Annexin V</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>A13199</td><td></td></tr><tr><td>Fura-2, AM</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>F1221</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma Aldrich, Co.</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>F-127</td><td>Invitrogen</td><td>P6866</td><td>0,2 &Mikro; m filtriert (10%ige Lösung in Wasser)</td></tr><tr><td>Reduzierte Serummedien&nbsp;</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>11058021</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td><>Company</td><td>Katalognummer</td><td>Kommentare</td></tr><tr><td><>Ausrüstung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plasma-Aschemaschine</td><td>Emitech</td><td>K-1050X</td><td>O2 / Ar-Plasma-Veraschung von Fotolack und andere organische Materialien</td></tr><tr><td>Mask Aligner</td><td>SÜSS MicroTec</td><td>Karl Süss MA6/BA6</td><td></td></tr><tr><td>E-Beam-Verdampfer</td><td>CHA Industries CHA</td><td>Industries Solution E-Beam</td><td></td></tr><tr><td>RIE</td><td>Trion Technology&nbsp;</td><td>Trion Technology Phantom II</td> <td>(Oxid / Nitrid / Polymer)</td></tr><tr><td>Ätzen Stereoskop</td><td>AmScope</td><td>American Scope SM-4TZ-FRL</td><td>Stereomikroskop</td></tr><tr><td>Spritzenpumpe</td><td>Chemyx Inc</td><td>NanoJet</td><td></td></tr><tr><td>Zellkultur-Inkubator</td><td>NuAire</td><td>AutoFlow NU-8500 Water Jacket CO2 Inkubator</td><td></td></tr><tr><td>Biologische Sicherheitswerkbänke</td><td>NuAire</td><td>NU-425-400</td><td></td></tr><tr><td>Wasserbad</td><td>VWR</td><td>1122s Zentrifuge</td><td></td></tr><tr><td></td><td>IEC</td><td>Centra CL2</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>Zeiss</td><td>Axio Observer Z1</td><td></td></tr><tr><td>Nd:YAG Laser &nbsp; (Laser 1)</td><td>New Wave</td><td>Research Tempest</td><td></td></tr><tr><td>Nd:YAG Laser&nbsp; (Laser 2)</td><td>New Wave Research</td><td>Orion</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Delay Generator Berkeley Nucleonics&nbsp;</td><td>BNC 565-8c</td><td></td></tr><tr><td>Blitzlampe</td><td>Dyna-Lite</td><td>ML1000 fasergekoppelte Blitzröhre</td><td></td></tr><tr><td>Hochgeschwindigkeitskamera</td><td>DRS Hadland</td><td>&nbsp; Imacon 200</td><td></td></tr><tr><td>Hochgeschwindigkeitskamera</td><td>Shimadzu</td><td>HPV-X</td><td></td></tr><tr><td>Hochgeschwindigkeitskamera</td><td>Vision Research</td><td>Phantom V7.3</td><td></td></tr><tr><td>PIV-Software</td><td>LaVision</td><td>DaVis 7.2</td><td></td></tr><tr><td>Kamera</td><td>Zeiss</td><td>AxioCam MRc 5</td><td></td></tr><tr><td>Software</td><td>Zeiss</td><td>AxioVision</td><td></td></tr><tr><td>PTI System</td><td>Horiba</td><td>S/N: 1705 RAM-X</td><td></td></tr><tr><td>EasyRatio Software</td><td>Horiba</td><td>Easy Ratio Pro 2</td><td>Version 2.3.125.86</td></tr><tr><td>63x Objektiv</td><td>Zeiss</td><td>LD Plan Neofluar</td><td></td></tr></tbody></table>

einem mikrofluidischen system mit oberflächenstrukturierung zur untersuchung kavitationsblase (e) -cell interaktion und die resultierende bioeffects auf der ebene einzelner zellen

A Microfluidic System with Surface Patterning for Investigating Cavitation Bubble(s)&#8211;Cell Interaction and the Resultant Bioeffects at the Single-cell Level

In diesem Manuskript beschreiben wir zunächst das Herstellungsprotokoll eines mikrofluidischen Chips, mit Goldpunkten und Fibronektin-beschichteten Bereichen auf dem gleichen Glassubstrat, das mit gut definierten Positionen und Formen strukturiert, um die Erzeugung von Tandem-Blasen und einzelnen Zellen steuert genau in der Nähe. Wir zeigen dann die Erzeugung von Tandem-Blasen, die durch die Verwendung von zwei gepulste Laser ein Paar von Goldpunkten mit ein paar Mikrosekunden Zeitverzögerung zu beleuchten. Wir visualisieren die Blase-Blase Interaktion und die Strahlformung von Hochgeschwindigkeitsaufnahmen und zu charakterisieren, die sich ergebende Strömungsfeld mit Particle Image Velocimetry (PIV). Schließlich präsentieren wir einige Anwendungen dieser Technik für Einzelzellanalyse, einschließlich der Zellmembran Fungs mit Makroaufnahme, lokalisierte Verformung Membran durch die Verschiebungen der angeschlossenen Integrin-bindenden Perlen bestimmt, und die intrazelluläre Calcium-Reaktion von ratiometrisches Imaging. Unsere Ergebnisse zeigen, dass eine schnelle und direktionale Strahlstrom produced durch die Tandem-bubble-Interaktion, die eine stark lokalisierte Scherbeanspruchung auf der Oberfläche einer Zelle in der Nähe gewachsen auferlegen kann. Darüber hinaus können verschiedene Bioeffekte durch Änderung der Stärke des Strahlflusses von der Zelle durch Einstellung der Arbeitsabstand zu den Tandemblasen induziert werden.

Die mikrofluidischen Plattform in dieser Arbeit beschrieben wurden, können verwendet werden, den Blasen Wechselwirkungen zu untersuchen und eine Vielzahl von Kavitation induzierten Bioeffekte auf Einzelzellebene zu analysieren. Hier stellen wir verschiedene Beispiele einer Vielzahl von experimentellen Untersuchungen und Bioassays zu demonstrieren, die in unseren experimentellen System durchgeführt werden kann. Wir werden zuerst mit der Strahlbildung, die Visualisierung der resultierenden...

Ein mikrofluidischer Chip wurde hergestellt, um Paare von Goldpunkten für die Tandem-Blasenerzeugung und Fibronektin-beschichtete Inseln für die Einzelzellstrukturierung in der Nähe herzustellen. Das resultierende Strömungsfeld wurde durch Particle Image Velocimetry charakterisiert und zur Untersuchung verschiedener Bioeffekte eingesetzt, einschließlich der Zellmembranporation, der Membranverformung und der intrazellulären Calciumreaktion.

Einem mikrofluidischen System mit Oberflächenstrukturierung zur Untersuchung Kavitationsblase (e) -Cell Interaktion und die Resultierende Bioeffects auf der Ebene einzelner Zellen

In this manuscript, we first describe the fabrication protocol of a microfluidic chip, with gold dots and fibronectin-coated regions on the same glass ...

Das übergeordnete Ziel dieses experimentellen Verfahrens besteht darin, kavitationsinduzierte Bioeffekte in mikrofluidischer Einschränkung mithilfe einer Oberflächenstrukturierung zu untersuchen, um die Erzeugung von tandemartigen Blasen sowie Lage und Form der einzelnen Zielzellen präzise zu steuern. Dieses mikrofluidische System ermöglicht Experimente mit transitorischen Kavitationsblasen und Zellen, die für therapeutische Anwendungen sowie für die Erzeugung und Anwendung von Schall relevant sind. Der entscheidende Vorteil dieser Technik liegt in der verbesserten Präzision durch die Oberflächenstrukturierung.Es ermöglicht uns, die Bioeffekte einzelner Zellen zu untersuchen, und weist eine hohe Durchflussbelastung auf, die auf zuverlässigen Wechselwirkungen zwischen Blasen beruht. Eine visuelle Darstellung der Verfahren ist entscheidend, da die Oberflächenmusterung und die Zellpräparation in den Chip-Schritten komplex sind und verschiedene Techniken und Tipps erfordern. Führen Sie alle Mikrofertigungsverfahren in einem Reinraum durch, während Sie eine Reinraumkluft tragen.Gestalten Sie die Fläche jedes Goldpunkts zwischen 25 und 30 Quadratmikrometern, sodass sie groß genug ist, um Laserenergie zur Blasenbildung zu absorbieren, aber klein genug, um zu verhindern, dass einzelne Zellen daran haften. Reinigen Sie den Objektträger in einer chemischen Abzugshaube gemäß dem schriftlichen Protokoll und fahren Sie danach in der Abzugshaube für die Schleuderbeschichtung fort. Programmieren Sie den Schleuderbeschichter so, dass er innerhalb von zwei Sekunden auf 1000 U/min beschleunigt und diese Geschwindigkeit fünf Sekunden lang beibehält, dann innerhalb von drei Sekunden auf 3000 U/min ansteigt und diese Geschwindigkeit 30 Sekunden lang beibehält.Danach befestigen Sie den Objektträger mit Hilfe des Vakuums am Spin-Codierer. Anschließend bedecken Sie den Objektträger mit P20 und starten den Spin- Zyklus. Danach tragen Sie den negativen Fotolack NFR mit dem gleichen Zyklus auf.Backen Sie den Objektträger nun 60 Sekunden lang auf einer Heizplatte bei 95 Grad Celsius. Nach dem Abkühlen auf Raumtemperatur führen Sie die Photolithographie durch. Befestigen Sie die Chrommaske am Maskenaligner, und stellen Sie sicher, dass die Musteroberfläche nach unten zum Objektträger hin zeigt.Danach das Fotolithographie-Rezept auf harten Belichtungsmodus mit neun Sekunden UV-Belichtung einstellen und das Glas-Substrat mit der Maske ausrichten. Nach der UV-Belichtung den Objektträger bei 95 Grad Celsius eine Minute lang backen und anschließend wie zuvor abkühlen lassen. Um das Muster auf dem Objektträger zu entwickeln, diesen 60 Sekunden lang in Entwicklerlösung geben, danach den Objektträger mit destilliertem Wasser spülen und mit Stickstoffgas trocknen.Nach der Bestätigung des Musters durch mikroskopische Inspektion den Objektträger fünf Minuten lang bei 120 Grad Celsius backen und auf Raumtemperatur abkühlen lassen. Danach den Objektträger im Reaktionsionenätzer 90 Sekunden lang bei 500 Torr und 100 Watt mit Plasma reinigen. Befestigen Sie die Probe mithilfe eines E-Strahl-Verdampfers mit Klebeband am Probenträger.Programmieren Sie das Gerät, eine 5 Nanometer dicke Schicht aus Titan abzuscheiden, gefolgt von einer 15 Nanometer dicken Schicht aus Gold. Sobald diese Position abgeschlossen ist, lüften Sie das Gerät. Danach belassen Sie den Objektträger über Nacht in einem Becherglas mit Lösungsmittel zur Entfernung von Photoresist, um das auf dem NFR-Resist liegende Gold zu entfernen.Am nächsten Tag spülen Sie den Objektträger mit Aceton, anschließend mit IPA und trocknen ihn dann mit Stickstoff. Spülen Sie den Objektträger mit entionisiertem Wasser und trocknen Sie ihn erneut mit Stickstoff. Erhitzen Sie nun den Objektträger bei 115 Grad Celsius für fünf Minuten.Reinigen Sie dann den Objektträger mit dem Goldpunkt-Muster mithilfe eines Sauerstoff-Plasma-Ätzers bei 100 Watt für 90 Sekunden. Legen Sie die Fläche jedes mit Fibronectin beschichteten Inselbereichs auf 700 bis 900 Quadratmikrometer fest, um eine ausreichende Ausbreitung von HeLa-Zellen in einem quadratischen Bereich zu ermöglichen und gleichzeitig das Risiko zu verringern, dass sich mehrere Zellen auf der Insel ansammeln. Die Herstellung erfolgt ähnlich wie bei dem Goldmuster.Spinnen Sie die Probe wie zuvor mit dem positiven Fotolack S18 und backen Sie den Lack bei 115 Grad Celsius ein. Führen Sie anschließend die Fotolithographie durch, wobei die Markierungen auf der Maske mit denen auf dem Substrat ausgerichtet werden. Überprüfen Sie das Muster im zentralen Bereich, um den korrekten Winkel zu bestätigen, und passen Sie den Abstand zwischen den Golddots und dem H-Muster an.Führen Sie die UV-Belichtung für neun Sekunden ohne Nachbacken durch. Der nächste Unterschied besteht darin, dass der Entwicklungsschritt nur 45 Sekunden dauert. Stellen Sie für das reaktive Ionenätzen die Parameter auf 500 tor, 100 Watt und 90 Sekunden ein.Danach einen Tropfen der PLLG-PEG-Passivierungslösung auf ein Stück Parafilm geben und die Lösung auf die strukturierte Seite des Objektträgers aufbringen. Dabei vermeiden, dass Luftblasen eingeschlossen werden. Nach 45 Minuten den Objektträger vom Parafilm entfernen.Spülen Sie den Objektträger mit entsalztem Wasser ab und trocknen Sie ihn anschließend mit Stickstoff. Danach tauchen Sie den Objektträger nacheinander in Photoresist-Entferner 1165 und dann in 50 Prozent 1165 in entsalztem Wasser ein.Danach nur DI-Wasser. Bei jedem Bad die Lösung 90 Sekunden im Ultraschallbad schwenken. Anschließend das Objektträger auf einer Heizplatte trocknen, in einem Exsikkator versiegeln und bei 4 Grad Celsius lagern.Bauen Sie die Objektträger wie im Textprotokoll beschrieben zu einem Mikrokanal-Chip zusammen. Achten Sie sorgfältig darauf, den strukturierten Bereich des Glas-Substrats mit dem kleinen PDMS-Stück abzudecken, bevor Sie eine reaktive Ionenätzung verwenden, um das PLLG-Peg aus dem peripheren Bereich zu entfernen. Entnehmen Sie das strukturierte Glas aus der RIE-Anlage und entfernen Sie das kleine PDMS-Stück.Nach der Behandlung des Mikrokanal-PDMS mit einer reduzierten Dosis Sauerstoffplasma richten Sie dieses unter einem Stereomikroskop auf das strukturierte Glas-Substrat aus. Bringen Sie das Mikrokanal-PDMS und das strukturierte Glas-Substrat in engen Kontakt. Verwenden Sie nun den Chip.Zunächst spülen Sie den Chip 30 Minuten lang mit PBS bei einer Flussrate von einem Mikroliter pro Minute vor. Anschließend geben Sie die Fibronectin-Lösung 45 Minuten lang bei derselben Flussrate in den Chip. Währenddessen bereiten Sie die Zellen mit einer Konzentration von fünf Millionen Zellen pro Milliliter vor.Ein gesunder Zustand und eine hohe Konfluenz sind für dieses Verfahren entscheidend. Ersetzen Sie später die durch den Chip fließende Lösung durch PBS und erhöhen Sie die Flussrate auf zehn Mikroliter pro Minute. Lassen Sie den PBS fünf Minuten lang fließen.Als Nächstes injizieren Sie die vorbereiteten Zellen mit einer Spritze in den Chip. Wenn ein Tropfen aus dem Schlauch ausgetreten ist, stoppen Sie die Injektion und verschließen Sie den Auslass. Anschließend stellen Sie den Chip für 30 Minuten in einen Inkubator.Lösen Sie anschließend den Auslass und spülen Sie den Chip fünf Minuten lang mit Zellkulturmedium bei zehn Mikrolitern pro Minute aus. Nach fünf Minuten verringern Sie die Durchflussrate auf 0,75 Mikroliter pro Minute und bringen Chip und Pumpe für zwei Stunden in einen Inkubator. Nach zwei Stunden führen Sie die Erzeugung von Tandemblasen durch, wobei Sie den Chip unter einem invertierten Mikroskop beobachten, mit zwei gepulsten NDI-Lasern, deren Zeitsteuerung auf das Gold-Punktmuster ausgerichtet ist, und einer Hochgeschwindigkeitskamera, die bereitsteht, die Ergebnisse aufzuzeichnen.Für 50-Mikron-Blasen stellen Sie die Verzögerung zwischen den beiden Lasern auf 2,5 Mikrosekunden ein und setzen deren Leistung auf zehn Mikrojoule. Synchronisieren Sie anschließend die Aufnahme der Hochgeschwindigkeitskamera mit den Lasern und nehmen Sie mit zwei Millionen Bildern pro Sekunde bei Belichtungszeiten von 200 Nanosekunden auf. Auf diese Weise werden die Dynamik der Blasenausdehnung, das Zusammenwirken von Blasen beim Kollaps sowie die Strahlbildung erfasst.Es wurden Blasen-Blasen-Wechselwirkungen und eine Vielzahl kavitationsinduzierter biologischer Effekte auf einzelnen Zellen mithilfe der beschriebenen Technik untersucht, wie beispielsweise die transienten Wechselwirkungen von tandemartig angeordneten Blasen mit der Ausbildung von Strömungsstrahlen, die Visualisierung des resultierenden Strömungsfeldes sowie die Berechnung der Strahlgeschwindigkeit. Die gerichtete Strömung um die tandemartig angeordnete Blase beträgt etwa zehn Meter pro Sekunde, ist etwa zehn Mikrometer breit und vermag daher einen impulsiven und lokal begrenzten Scherstress sowie einen Stressgradienten auf benachbarte Zielzellen auszuüben. Auch die durch tandemartig angeordnete Blasen hervorgerufene Deformation der Zellmembran wurde untersucht.Membranverformung und -erholung werden durch die Verschiebung funktionalisierter Kügelchen, die am vorderen Rand der Zellmembran angebracht sind, hervorgehoben. Aus den Koordinaten eines Triaden benachbarter Kügelchen wurde die lokale Flächendehnung berechnet. Dieses Schema zeigt die maximale Flächenänderung an verschiedenen Stellen der Zelloberfläche.Die Vorderkante wird hauptsächlich gestreckt, während die Hinterkante oder die seitlichen Seiten der Zelle komprimiert werden, was auf Heterogenität und Zellverformung hinweist, die durch die von einem Tandemblase erzeugte Strömung verursacht wird. Die zeitliche Variation der Flächendehnung an der Zellvorderkante besteht aus mehreren schnellen Oszillationen, gefolgt von einer starken und anhaltenden Dehnung von etwa 100 Mikrosekunden Dauer und anschließender allmählicher Erholung auf einer Zeitskala von mehreren Millisekunden. Nach dem Ansehen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man eine kontrollierbare Wechselwirkung zwischen Blasen erzeugt, um die biologischen Wirkungen auf einzelne Zellen mit kontrollierter Form und Position durch Oberflächenmusterung zu untersuchen.Nach Durchführung dieses Verfahrens können weitere Maßnahmen wie die Analyse der Zytoskelettverdünnung und die konjugale Bildgebung durchgeführt werden, um die Umlagerung des Zytoskeletts bei der tandemartigen Blasenbehandlung zu untersuchen. Nach ihrer Entwicklung wird diese Technik den Forschern auf dem Gebiet der subperkutanen Ultraschallanwendung den Weg ebnen, die durch Kavitation hervorgerufenen biologischen Effekte auf einzelner Zellebene zu erforschen. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, darauf zu achten, eine gute Zellkonfluenz und Zellkonditionierung für den Erfolg der Zellmusterung beizubehalten.Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit Reinraumchemikalien und Lasern äußerst gefährlich sein kann, und ergreifen Sie stets Vorsichtsmaßnahmen wie das Tragen von Handschuhen und Laserschutzbrille, während dieses Verfahrens.

a-microfluidic-system-with-surface-patterning-for-investigating

Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Wir beschreiben ein Protokoll für die Herstellung von mikrofluidischen Bauteilen, die Zelle zu erfassen und Kultur ermöglichen können. In diesem Ansatz gemusterten Mikrostrukturen wie Rillen in mikrofluidischen Kanälen werden verwendet, um Scherarmut Regionen, in denen Zellen andocken können erstellen.

Einer mikrofluidischen Vorrichtung mit Groove Patterns für ein Studium Cellular Behavior

Mikrofluidik-Geräte lassen sich komplexe natürliche Prozesse in Echtzeit und auf der entsprechenden physikalischen Maßstäben zu visualisieren. Wir haben ein einfaches Mikrofluidiksystem, dass wichtige Funktionen des natürlichen porösen Medien nachahmt für das Studium Wachstum und Transport von Bakterien im Untergrund entwickelt.

Fenster an einem Microworld: Einfache mikrofluidische Systeme für Studium Mikrobielle Transport in porösen Medien

Quelle: Kurz, D. L., et al. Mikrofluidische Plattform zur Untersuchung von Bioverstopfungen in porösen Medien. J. Vis. Exp. (2022)Das Video demonstriert den Einsatz eines mikrofluidischen Geräts zur Untersuchung der Biofilmbildung. Eine bakterielle Suspension wird in den Mikrokanal eingeführt, gefolgt von einer Inkubation, um die Entwicklung von Biofilmen zu ermöglichen. Anschließend wird der Fluss wieder aufgenommen, und Drucküberwachung zusammen mit Bildgebung wird eingesetzt, um...

Ein mikrofluidisches Gerät für Echtzeitbildgebung und Druckverfolgung während der Biofilmbildung

In diesem Protokoll wird die Herstellung, der Aufbau und die grundlegende Bedienung eines mikrofluidischen Pikoliter-Bioreaktors (PLBR) für die Einzelzellanalyse von prokaryotischen Mikroorganismen vorgestellt. Industriell relevante Mikroorganismen wurden als Proof of Principle analysiert, was Einblicke in die Wachstumsrate, Morphologie und phänotypische Heterogenität über bestimmte Zeiträume ermöglicht, was mit herkömmlichen Methoden kaum möglich ist.

Mikrofluidischer Picoliter-Bioreaktor für die mikrobielle Einzelzellanalyse: Herstellung, Systemaufbau und Betrieb

Wir zeigen eine Mikrofluidik-basierten Assay, um die Zeitskala für Zellen für den Transit durch eine Sequenz von Mikrometermaßstab Verengungen zu messen.

Ein Mikrofluidiktechnik to Cell Verformbarkeit Sonde

Wir präsentieren ein Protokoll zur Durchführung einer subtraktiven Musterung von lebenden Zellmonoschichten auf einer Oberfläche. Dies wird durch eine lokale und selektive Lyse adhärenter Zellen mit einer mikrofluidischen Sonde (MFP) erreicht. Das aus lokalen Regionen gewonnene Zelllysat kann für die nachgelagerte Analyse verwendet werden, was molekulare Profiling-Studien ermöglicht.

Schnelle Subtraktive Patterning von Live Cell-Schichten mit einer Mikrofluidik-Probe

Das vorgestellte experimentelle Protokoll kann verwendet werden, um Echtzeitmessungen der Kavitationsaktivität in einem Zellkulturgerät durchzuführen, mit dem Ziel, die Untersuchung der Bedingungen zu ermöglichen, die für eine erfolgreiche Wirkstoffabgabe und / oder andere Bioeffekte erforderlich sind.

Untersuchung der Kavitationstherapie

Es wird eine schnelle und zuverlässige Technik vorgeschlagen, um die Formschwingungen einer einzelnen, gefangenen akustischen Blase zu kontrollieren, die auf der Koaleszenztechnik zwischen zwei Blasen basiert. Die stationären, symmetriegesteuerten Blasenformoszillationen ermöglichen die Analyse der Fluidströmung, die in der Nähe der Blasengrenzfläche erzeugt wird.

Induktion von Mikroströmungen durch nichtsphärische Blasenschwingungen in einem akustischen Levitationssystem

Ein Protokoll für die Kultur und Manipulation von embryonalem Gewebe der Maus auf einem mikrofluidischen Chip wird bereitgestellt. Durch die Anwendung von Impulsen von Signalwegmodulatoren kann dieses System verwendet werden, um Signalschwingungen für die funktionelle Untersuchung der Maussomitogenese extern zu steuern.

Ein mikrofluidischer Ansatz zur funktionellen Untersuchung von Signalschwingungen, die die Somitogenese steuern

Wir stellen eine Technologie vor, die kapillaritätsunterstützte Montage in einer mikrofluidischen Plattform verwendet, um in einer Flüssigkeit suspendierte Objekte in Mikrogröße, wie Bakterien und Kolloide, in vorgeschriebene Arrays auf einem Polydimethylsiloxansubstrat zu strukturieren.

Strukturierung von Mikroorganismen und Mikropartikeln durch sequentielle kapillaritätsunterstützte Montage

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine mikrofluidische Plattform zur Untersuchung der Biofilmentwicklung in quasi-2D-porösen Medien durch die Kombination von hochauflösender Mikroskopie-Bildgebung mit gleichzeitigen Druckdifferenzmessungen. Die Plattform quantifiziert den Einfluss von Porengröße und Flüssigkeitsdurchflussraten in porösen Medien auf die Bioverstopfung.

Eine mikrofluidische Plattform zur Untersuchung von Bioverstopfung in porösen Medien

Lernen Sie die Untersuchung kavitationsinduzierter Bioeffekte auf einzelne Zellen in mikrofluidischen Systemen mit Oberflächenstrukturierung. Diese Methode ermöglicht präzise Kontrolle von Blasengenerierung und Zellplatzierung für therapeutische Anwendungen.

Einem mikrofluidischen System mit Oberflächenstrukturierung zur Untersuchung Kavitationsblase (e) -Cell Interaktion und die Resultierende Bioeffects auf der Ebene einzelner Zellen (Video) | JoVE Journal

Einem mikrofluidischen System mit Oberflächenstrukturierung zur Untersuchung Kavitationsblase (e) -Cell Interaktion und die Resultierende Bioeffects auf der Ebene einzelner Zellen

Weitere Videos entdecken