Name: Influenza-A-Virus-Studien in einem Mausmodell der Infektion (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 44 s
Description: Erfahren Sie die Pathogenese und Immunantwort von Influenza-A-Viren im Mausmodell. Diese Methode ermöglicht die Bewertung von Impfstoffeffizienz und antiviralen Behandlungsstrategien für die Virologieforschung.

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Forschung auf Influenza-Virus im LM-S Labor wird teilweise von The New York Influenza Center of Excellence (GEMON), ein Mitglied des NIAID Centers of Excellence für Influenza-Forschung und Überwachung (CEIRS) finanziert. Wir danken für ihre Unterstützung bei der Korrektur des Manuskripts Wendy Bates.

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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Die Maus-Modell der IAV ist für in Vivo Studien der IAV Pathogenese, Immunogenität und Schutz Wirksamkeit verbreitet. Die geringe Größe von Mäusen macht sie leicht zu bearbeiten und speichern im Vergleich zu anderen Tiermodellen wie Frettchen oder Meerschweinchen. Darüber hinaus erlauben die Leichtigkeit in Bezug auf Tier Kosten, Gehäuse und Reproduktion ihre Verwendung in präklinischen Impfung-Tests in denen großen Anzahl von Tieren erforderlich sind. Vor allem, da Mäuse verwendet wurden mehrere Forschung Diszi...

IAVs sind behüllte Viren in der Orthomyxoviridae Familie3eingestuft. Sie enthalten acht einsträngige RNA-Moleküle mit negativer Polarität3. Beim Menschen verursachen IAVs saisonal Epidemien und gelegentliche Pandemien wichtige Konsequenz, wenn neuartige Viren in der menschlichen Bevölkerung4eingeführt werden. Darüber hinaus werden saisonale IAVs hoch und schnell von Mensch zu Mensch produziert eine erhöhte wirtschaftliche Verluste weltweit jedes Jahr2,5übertragen. IAV Symptome sind Husten, verstopfte Nase, Fieber, Unwohlsein, Kopfschmerzen, Magersucht und Muskelschmerzen, aber das Virus kann auch eine schwere Krankheit bei immungeschwächten Patienten6produzieren. In der Tat, rechnet die World Health Organisation (WHO) vor, dass saisonale Influenza-Viren 300.000-500.000 Todesfälle weltweit pro Jahr1 verursachen. Es gibt nur zwei Arten von Medikamenten, die derzeit von der Food and Drug Administration (FDA) für Influenza-Prophylaxe und Therapie beim Menschen zugelassen: Neuraminidasehemmer (NA) (z.B. Oseltamivir) und Blocker des Ionenkanals M2 (z.B. Amantadin); die Entstehung von resistenten Viren-Varianten ist jedoch eine zunehmende Besorgnis. Impfung, bleibt daher die beste medizinische Möglichkeit, Menschen gegen IAVs Infektionen zu schützen. Bisher wurden drei Arten von Influenza Impfstoffe zugelassen von der FDA für den menschlichen Gebrauch zur Verfügung: rekombinante virale Hämagglutinin (HA) Protein Impfstoffe, inaktivierten Influenza-Impfstoffe (IIV) und live-gedämpft Influenza-Impfstoffe (LAIV)5, 7. die drei Impfstoffe sind entworfen, um gegen das virale HA-Protein, das große Ziel von neutralisierenden Antikörpern gegen IAVs adaptive Immunantwort zu induzieren.
Eine validierte Mausmodell IAV Infektion in Vivo zu studieren
Tiermodelle wurden verwendet, um, unter anderem IAV Pathogenese8,9,10,11, virale Faktoren zu untersuchen, die zu Krankheit12 und/oder viralen Übertragung13 beitragen ,14, und testen Sie die Wirksamkeit der neuen Impfstoffe oder antivirale Medikamente9,10,15. Mäuse (Mus Musculus) sind die am häufigsten verwendeten Tiermodell für IAV Forschung aus mehreren Gründen: 1) das Immunsystem ist evolutionär ähnlich präsentieren, beim Menschen; (2) low-cost, einschließlich Tier Kauf, Gehäuse und Reproduktion; (3) kleine Größe zu bearbeiten und zu speichern; (4) minimal Host Variabilität, homogene Antworten und Ergebnisse zu erhalten; (5) eine große Kenntnis der Mäuse Biologie, einschließlich Genomsequenz; (6) viele verfügbare Molekularbiologie bzw. Immunologie Reagenzien; (7) zur Verfügung Knock-out Mäuse (KO), den Beitrag eines bestimmten Host-Proteins auf virale Infektion zu studieren; und 8) mehrere Maus-Stämmen, die ausgenutzt werden können, um die genetischen Grundlagen von Infektionen zu bewerten.
Es gibt verschiedene Mausstämme derzeit für IAV in Vivozu studieren. Alter, Immunstatus, Geschlecht, genetische Hintergrund und Maus Belastung sowie Routen der Infektion, Dosis und Virenstämme Einfluss auf den Ausgang der IAV-Infektion bei Mäusen. Die am häufigsten verwendeten Mausstämme IAV Forschung verwendeten sind C57BL/6, BALB/C und, in jüngerer DBA.2 Mäuse, da sie anfälliger für IAV Krankheit als die beiden ehemaligen Stämme16,17,18, sind 19 , 20. wichtiger ist, die Immunantwort auch können abweichen, je nach der Maus Belastung18,19,20. Daher ist es sehr wichtig, um alle verfügbaren Informationen über die Maus und die IAV Sorte wählen Sie die beste Option für das Experiment durchgeführt werden zu erholen.
Obwohl die Maus eine gute Tiermodell Infektionsrisiko für in Vivo Studien mit IAV ist, haben sie mehrere Einschränkungen, die in der experimentellen Gestaltung berücksichtigt werden müssen. Zum Beispiel ist eine große Einschränkung der Verwendung von Mäusen für in Vivo Studien, dass IAVs nicht unter Mäuse übertragen. So, für die Übertragung Studien, akzeptiert Tiermodelle (z.B.Frettchen oder Meerschweinchen) sind gebrauchte16,17,21. Darüber hinaus gibt es einige Unterschiede zwischen den Manifestationen der IAV bei Mäusen und Menschen. Im Gegensatz zum Menschen entwickeln Mäuse nicht Fieber bei IAV Infektion; im Gegensatz dazu präsentieren sie mit Hypothermie16,17. Bei Mäusen konzentriert sich IAV Replikation in den unteren Atemwegen (Lunge) anstatt der oberen Atemwege. So korreliert Virulenz der IAV in Mäusen nicht immer in Menschen gesehen. Insgesamt, weil die Vorteile der begrenzten Nachteile überwiegen, stellt Maus erste Tiermodell verwendet, um virale Pathogenese der Grippe, Immunogenität und Schutzwirkung im Impfstoff und antivirale Studien bewerten. Darüber hinaus wäre es nicht vertretbar, Studien mit IAV mit großen Tiermodellen ohne vorherigen Nachweis in einer kleinen Tiermodell der IAV-Infektion. In dieser Handschrift die, wir beschreiben, wie Mäuse intranasal infiziert (i.n.) mit IAV, wie der Schweregrad und Fortschritten der viralen Infektion und zur Durchführung der Experimente erforderlich, um die humorale Immunantwort und Schutz Wirksamkeit bewertet.

<table><tbody><tr><td>Madin-Darby Canine Kidney (MDCK) Epithelzellen</td><td>ATCC</td><td>CCL-34</td><td></td></tr><tr><td>Sechs bis acht Wochen alte weibliche C57BL/6 Mäuse</td><td>National Cancer Institute (NCI)</td><td>01XBE</td><td></td></tr><tr><td>Turckey Red blod cells</td><td>Biolink Inc</td><td></td><td>Store at 4 &deg; C</td></tr><tr><td>Dulbecco' s modifizierter Eagle" s medium (DMEM)</td><td>Corning Cellgro</td><td>15-013-CV</td><td>Bei 4 > lagern; C</td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum (FBS)</td><td>Seradigm</td><td>1500-050</td><td>Bei -20 &deg lagern; C</td></tr><tr><td>Penicillin/Streptomycin/L-Glutamin (PSG) 100x</td><td>Corning</td><td>30-009-CI</td><td>Bei -20 &deg; C</td></tr><tr><td>Penicillin/Streptomycin (PS) 100x</td><td>Corning</td><td>30-00-CI</td><td>Bei -20 &deg; C</td></tr><tr><td>Bovin Albumin solution (BA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7409</td><td>Bei 4 > lagern; C</td></tr><tr><td>Bovin Serum Albumin (BSA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9647</td><td>Lagern bei 4 &deg; C</td></tr><tr><td>Mit Tosylsulfonylphenylalanylchlormethylketon (TPCK) behandeltes Trypsin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8802</td><td>Bei -20 &deg lagern; C</td></tr><tr><td>Neutral Buffered Formalin 10%</td><td>EMD</td><td>65346-85</td><td>Bei RT</td></tr><tr><td>aufbewahren Triton X-100</td><td>J.T.Baker</td><td>X198-07</td><td>Bei RT</td></tr><tr><td>Monoklonaler Antikörper anti-NP Influenza A-Virus HB-65</td><td>ATTC</td><td>H16-L10-4R5</td><td>Bei -20 &deg lagern; C</td></tr><tr><td>Polyklonale Kaninchen-Anti-Maus-Immunglobuline/FITC</td><td>Dako</td><td>F0261</td><td>Bei 4 &deg lagern; C</td></tr><tr><td>ECL Anti-Maus-IgG, Meerrettich-Peroxidase-gebundener Ganzantikörper</td><td>GE Healthcare</td><td>LNA931V/AG</td><td>Bei 4 > C</td></tr><tr><td>TMB Substratsatz</td><td>BioLegend</td><td>421101</td><td>Lagern bei 4 > C</td></tr><tr><td>Vmax Kinetic Plate Reader</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dounce Tissue Grinders</td><td>Thomas Scientific</td><td>7722-7</td><td></td></tr><tr><td>Rezeptor zerstörendes Enzym, RDE (II)</td><td>Denka Seiken Co.</td><td>370013</td><td>Bei -20 & Grad lagern; C</td></tr><tr><td>Crystal Violet</td><td>Fisher Scienctific</td><td>C581-100</td><td>Store at RT</td></tr><tr><td>96-Well-Zellkulturplatte</td><td>Greiner Bio-one</td><td>655-180</td><td></td></tr><tr><td>Zellkulturschalen 100 mm</td><td>Greiner Bio-one</td><td>664-160</td><td></td></tr><tr><td>Nunc MicroWell 96-Well-Mikrotiterplatten</td><td>Thermo Fisher Scienctific</td><td>269620</td><td></td></tr><tr><td>Nunc 96-Well-Mikrotiterplatten</td> <td>aus Polystyrol mit konischem BodenThermo Fisher Scienctific</td><td>249570</td><td></td></tr><tr><td>Puralub Vet Salbe</td><td>Dechra</td><td>9N-76855</td><td></td></tr><tr><td>Fluoreszenzmikroskop</td><td>Olympus</td><td>Olympus IX81</td><td></td></tr></tbody></table>

influenza-a-virus-studien in einem mausmodell der infektion

Influenza A Virus Studies in a Mouse Model of Infection

Influenza-Viren verursachen mehr als 500.000 Todesfälle weltweit1 und eine jährliche Gebühr von 12 Milliarden US-Dollar in den Vereinigten Staaten allein in Anbetracht direkte medizinische und Krankenhausaufenthalt Kosten und Arbeit Absentismus2zugeordnet sind. Tiermodelle sind entscheidend für Influenza A Virus (IAV) Studien zur Bewertung virale Pathogenese, Wirt-Pathogen Interaktionen, Immunreaktionen und nähert sich die Wirksamkeit der laufenden bzw. neuartige Impfstoff sowie antivirale Medikamente. Mäuse sind vorteilhaft kleine Tiermodell, weil ihr Immunsystem evolutionär ähnelt, findet man bei Menschen, es gibt Sie von kommerziellen Anbietern als genetisch identische Themen, gibt es mehrere Stämme, die ausgenutzt werden können, um zu bewerten die genetische Grundlage von Infektionen, und sie sind relativ preiswert und leicht zu manipulieren. Um die IAV-Infektion beim Menschen über die Atemwege zu rekapitulieren, werden Mäuse zuerst vor der intranasale Inokulation mit infektiösen IAVs unter richtigen Biosafety Containment betäubt. Nach Infektion wird die Pathogenese der IAVs bestimmt, indem Sie täglich die Morbidität (Körper-Gewicht-Verlust) und Sterblichkeit (überleben). Darüber hinaus kann virale Pathogenese auch ausgewertet werden, durch die Replikation des Virus in die obere (Nasenschleimhaut) oder der unteren Atemwege (Lunge), von infizierten Mäusen Bewertung. Humorale Reaktionen bei der IAV-Infektion durch nicht-invasive Blutungen und sekundäre Antikörpernachweis schnell auswertbar Assays abzielen, das Vorhandensein von insgesamt oder neutralisierenden Antikörpern. Hier beschreiben wir die gängige Methoden, Mäuse intranasal zu infizieren (i.n) mit IAV und Pathogenese, humorale Immunantwort und Schutz Wirksamkeit zu bewerten.

Charakterisierung der viralen Pathogenese bei Mäusen
Die Pathogenese der IAV bezieht sich auf die Morbidität und Mortalität durch die Infektion verursacht. Diese beiden Parameter können leicht bei Mäusen ausgewertet werden: IAV Morbidität Körper Gewichtsverlust bei infizierten Mäusen zugeordnet ist und der Prozentsatz des Überlebens zeigen die Sterblichkeitsrate (Abbildung 1). Das Körpergewicht und das...

Influenza A-Viren (IAVs) sind wichtige Humanpathogene Atemwege. Die Pathogenität von IAVs verstehen und neuartigen Impfstoff präklinischen Erprobung durchführen, sind Tiermodelle imitiert menschliche Physiologie erforderlich. Hier beschreiben wir Techniken zur Bewertung IAV Pathogenese, humorale Reaktionen und Wirksamkeit des Impfstoffes mit einem Maus-Modell der Infektion.

Influenza-A-Virus-Studien in einem Mausmodell der Infektion

Influenza viruses cause over 500,000 deaths worldwide1 and are associated with an annual cost of 12 - 14 billion USD in the United States alone ...

Das übergeordnete Ziel dieses experimentellen Verfahrens besteht darin, die Pathogenese, humoralen Reaktionen und Schutzwirkung zu bewerten, die durch Influenza-A-Wildtypviren oder Influenza-Impfstoffe in einem Mausmodell der Infektion ausgelöst werden. Diese Methode kann helfen, Fragen zur Biologie der Influenza-A-Viren zu beantworten, wie beispielsweise die virale Pathogenese, immunologische Reaktionen sowie die Wirksamkeit von Influenza-Impfstoffen und Antiviralpräparaten. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass die Maus ein dem des Menschen ähnliches Immunsystem besitzt und zahlreiche verfügbare Stämme existieren, die genutzt werden können, um die genetische Grundlage von Influenza-A-Virusinfektionen zu untersuchen.Da diese Methode Einblicke in die Wirksamkeit neuer Influenza-Impfstoffe ermöglichen kann, ist sie ebenfalls auf ältere Systeme anwendbar, beispielsweise zur Bewertung potenzieller antiviraler Therapien, einschließlich neutralisierender Antikörper oder Medikamente. Nachdem sechs bis acht Wochen alte C57B6-Mäuse unter keimfreien Bedingungen aufgezogen und markiert sowie Influenza-A-Virus- (IAV-) Verdünnungen unter aseptischen Bedingungen hergestellt wurden, wiegen Sie die Mäuse mithilfe einer Waage und notieren das Gewicht.Einmal wenn eine Maus anästhesiert ist und die Tiefe der Anästhesie gemäß dem Textprotokoll überprüft wurde, positionieren Sie die Maus in dorsaler Rückenlage. Führen Sie eine Pipettenspitze, die 30 Mikroliter des Virusinokulums enthält, in das Nasenloch ein und geben Sie die Lösung langsam, aber kontinuierlich ab. Um Morbidität und Mortalität zu bewerten, infizieren Sie drei bis vier Gruppen weiblicher Mäuse mit 10 vollen Dosen des PR8-Wildtyps, wie im Textprotokoll beschrieben.Überwachen und wiegen Sie die Mäuse in den nächsten 14 Tagen jeweils zu etwa dem gleichen Zeitpunkt, um Gewichtsschwankungen aufgrund der Nahrungsaufnahme zu minimieren. Nachdem die Tiere, die die Virusinfektion überlebt haben, euthanasiert wurden, berechnen Sie die virale 50 %ige tödliche Mausdosis oder MLD50 gemäß dem Textprotokoll. Infizieren Sie weibliche Mäuse im Alter von sechs bis acht Wochen mit Virendosen von 10 bis 10 hoch vier fluoreszierenden infektiösen Einheiten oder FFU des PR8-Wildtyps.An den Tagen zwei und vier die Mauslungen und die nasale Mukosa zur Auswertung entnehmen. Nach der Tötung des Tieres ein Tier in Rückenlage bringen und das Fell über dem Thorax mit 70 % Ethanol desinfizieren. Mit einer Schere die Haut vom Bauchgrund bis zum Brustbein aufschneiden.Danach mit einer Schere Einschnitte von einem Zentimeter Länge von der Basis des Schnittes zu den seitlichen Teilen der Maus führen. Die Haut vom gesamten oberen Teil der Maus bis zur Basis des Abdomens, wo der erste Schnitt gemacht wurde, entfernen. Anschließend mit der Schere den Kopf abtrennen und in eine trockene, sterile Petrischale legen.Verwenden Sie eine Schere, um die Verbindungen zwischen dem Oberkiefer und dem Unterkiefer zu durchtrennen, und entsorgen Sie den Unterkiefer. Anschließend machen Sie mit der Schere an beiden Enden der Jochbögen jeweils einen Schnitt und entfernen diese. Benutzen Sie anatomische Pinzetten, um die Augen zu entfernen.Als Nächstes halten Sie mit der anatomischen Pinzette den Schädel und schneiden mit einem Skalpell entlang der sagittalen Naht in den Schädel ein. Heben Sie die beiden Schädelflächen zusammen mit dem Gehirn an, um die Nasenschleimhaut zu sehen. Schneiden Sie mit dem Skalpell den Teil des Schädels mit dem Gehirn ab und entsorgen Sie ihn.Legen Sie den Rest des Schädels mit der Nasenschleimhaut in ein steriles Röhrchen. Lagern Sie das Röhrchen auf Eis, wenn die Proben am selben Tag verarbeitet werden, oder frieren Sie es schnell auf Trockeneis ein, wenn die Proben zu einem späteren Zeitpunkt verarbeitet werden. Um eine Kontamination der Proben zu vermeiden, verwenden Sie Chlordioxid-Desinfektionsmittel, um die Sektionswerkzeuge zwischen jeder entnommenen Gewebeprobe und zwischen jeder Tiersektion zu reinigen und zu desinfizieren.Danach, um die Lungen zu entnehmen, legen Sie das Tier in Rückenlage und schneiden Sie mit einer Schere die Pleura auf. Beginnend an der Basis des Brustkorbs, schneiden Sie mit der Schere die Rippen beidseits des Brustbeins jeweils um einen Zentimeter entlang bis zum oberen Teil der Rippen auf. Führen Sie mit der Schere im oberen Teil des Brustkorbs einen Querschnitt zwischen den beiden Einschnitten durch und entfernen Sie die Brustplatte.Halten Sie die Lungen mit der Pinzette, führen Sie einen Schnitt am Ende der Luftröhre direkt vor den Lungen durch und geben Sie die Lungen in ein steriles Röhrchen. Geben Sie die Lungen oder die Nasenschleimhaut in einen sterilen Dounce-Homogenisator und fügen Sie ein Milliliter kaltes Infektionsmedium hinzu. Homogenisieren Sie die Probe, indem Sie den Stößel etwa eine Minute lang bei Raumtemperatur auf und ab bewegen, bis die Lungen vollständig aufgelöst sind.Geben Sie die homogenisierte Probe in ein steriles Röhrchen. Zentrifugieren Sie die Proben 5 bis 10 Minuten bei Raumtemperatur mit 300 x G. Sammeln Sie den Überstand in einem neuen sterilen Röhrchen und entsorgen Sie den Pellet.Den Überstand bei vier Grad Celsius lagern, wenn am selben Tag eine virale Titration durchgeführt wird. Am Tag vor der Titration 96-Well-Platten mit MDCK-Epithelzellen in Zellkulturmedium besiedeln, sodass sie etwa 80 bis 90 % Konfluenz erreichen. Die Zellen über Nacht in einem Inkubator bei 37 Grad Celsius mit 5 % Kohlendioxid inkubieren.Um Verdünnungen des homogenisierten Lungen- oder Nasenschleimhautprobenmaterials im Verhältnis von 1 zu 10 vorzubereiten, geben Sie 90 Mikroliter Infektionsmedium in jedes der Löcher einer 96-Loch-Platte. Geben Sie 10 Mikroliter des Überstandes einer der homogenisierten Proben in die Löcher A1, A2 und A3, um die virale Titerbestimmung jeder Probe in dreifacher Ausführung durchzuführen. Danach geben Sie 10 Mikroliter eines weiteren Überstandes der homogenisierten Proben in die Löcher A4, A5 und A6. Nach dem Zugabe des Probenüberstandes in die Reihe A verwenden Sie eine Mehrkanalpipette, um durch mehrmaliges Auf- und Abpipettieren zu mischen.Übertragen Sie 10 Mikroliter von Reihe A nach Reihe B und mischen Sie gründlich. Wechseln Sie die Spitzen zwischen den Verdünnungen und wiederholen Sie die Übertragung von Reihe B nach Reihe C, und fahren Sie in ähnlicher Weise fort, bis Sie die letzte Reihe H erreichen. Entfernen Sie mithilfe eines Vakuum-Aspirations-Multikanal-Adapters das Zellkulturmedium aus den MDCK-Zellen in den 96-Loch-Platten und waschen Sie die Zellen zweimal mit jeweils 100 Mikrolitern 1x PBS pro Loch. Beginnend mit den höheren Verdünnungen und fortschreitend zu den niedrigeren Verdünnungen übertragen Sie je 50 Mikroliter der seriell verdünnten Überstände der homogenisierten Proben pro Loch auf die 96-Loch-Platte mit MDCK-Zellen, wobei Sie die höheren Verdünnungen von Reihe H bis Reihe A der Zellen übertragen.Stellen Sie die 96-Well-Platte eine Stunde lang bei Raumtemperatur auf eine schüttelnde Plattform, um die virale Absorption zu ermöglichen. Anschließend entfernen Sie mit einem Vakuum-Aspirator-Multikanal-Adapter das Inokulum und geben je 100 µL Nachinfektionsmedium pro Well hinzu. Inkubieren Sie die infizierten Zellen acht Stunden lang in einem Inkubator bei 33 °C oder 37 °C mit 5 % Kohlendioxid.Fahren Sie mit der Fixierung, Färbung, Bildgebung und der Berechnung des viralen Titer wie im Textprotokoll beschrieben fort. In diesem Experiment wurden Mäuse mit unterschiedlichen Dosen des PR8-Wildtyps infiziert. Das Körpergewicht und die Überlebensrate von jeweils fünf Mäusen pro Gruppe wurden über einen Zeitraum von 14 Tagen nach der Infektion gemessen.Mäuse, die mit höheren FFU des PR8-Wildtyps immunisiert wurden, verloren schneller und stärker an Gewicht und starben alle infolgedessen. Die MLD50 des PR8-Wildtyps in diesem Experiment, berechnet nach der Reed-und-Muench-Methode, betrug 1,5 × 10² FFU. Um die gegen eine IV-Infektion induzierten humoralen Reaktionen zu analysieren, wurden die Mäuse 14 Tage nach der Immunisierung blutentnommen, um das Vorhandensein von Antikörpern gegen gesamte virale Proteine sowie das Vorhandensein neutralisierender Antikörper, die auf das virale HA-Protein abzielen, mittels Hämaggliutinationshemmungs- (HAI) und Virus-Mikroneutralisations-(VN-)Test zu untersuchen.Wie hier zu sehen ist, zeigen die Ergebnisse des Assays, dass die Seren von Mäusen, die mit einer höheren Dosis des lebend-attenuierten Influenza-Virus PR8 oder LAIV immunisiert wurden, höhere Antikörpertiter gegen die gesamten PR8-Proteine aufwiesen als die Seren von Mäusen, die mit einer niedrigeren Dosis immunisiert wurden. Mit den HAI- und VN-Assays ließen sich Seren von Mäusen mit der größten Menge an PR8-LAIV durch einen höheren Titer neutralisierender Antikörper nachweisen, während das Serum einer mit der niedrigeren Dosis immunisierten Maus den niedrigsten Titer neutralisierender Antikörper gegen PR8 aufwies. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Mäuse mit Influenza-A-Viren infiziert, wie man deren Pathogenese, humoralen und immunologischen Reaktionen sowie die virale Replikation im oberen und unteren Respirationstrakt bewertet.Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik Forschern auf dem Gebiet des Influenza-A-Virus den Weg, um Pathogenität, Immunogenität und Schutzwirksamkeit von lebenden Antikörpervakzinen unter Verwendung eines Mausinfektionsmodells zu untersuchen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

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Mit Bioluminescent Imaging, um Synergie von Untersuchen Streptococcus pneumoniae Und Influenza A Virus in Infant Mäuse

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Ein Mausmodell zur Untersuchung des pathogenen Übergangs von Streptococcus pneumoniae nach viraler Koinfektion

Source: Wang, M., et al, Evaluation of T Follicular Helper Cells and Germinal Center Response During Influenza A Virus Infection in Mice. J. Vis. Exp. (2020).This video demonstrates intranasal infection of a mouse with a pathogenic influenza virus to establish a respiratory tract infection. The procedure outlines the administration of the virus into the nasal cavity. The virus enters host cells, replicates, and activates the immune system.

Intranasal Infection of a Mouse with a Pathogenic Influenza Virus

Dieses Video demonstriert eine Methode zur Verfolgung von Virusinfektionen in Mausmodellen mit einem rekombinanten Luciferase- und Fluoreszenzprotein-exprimierenden bi-Reporter-Influenza-A-Virus. Diese Methode ermöglicht sowohl in vivo- als auch ex vivo-Studien, die es den Forschern ermöglichen, Einblicke in die virale Dynamik und die Auswirkungen von Interventionen zu gewinnen.

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Systemische und lokalisierte Zebrafisch-Infektionsmodelle für humane Influenza-A-Viren werden demonstriert. Unter Verwendung eines systemischen Infektionsmodells kann der Zebrafisch zum Screening von antiviralen Medikamenten verwendet werden. Unter Verwendung eines lokalisierten Infektionsmodells kann der Zebrafisch zur Charakterisierung der Immunzellreaktionen des Wirts verwendet werden.

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