Name: Biochemische und strukturelle Charakterisierung von Kohlenhydrat Transport Substrat-Bindeprotein SP0092 (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 53 s
Description: Erfahren Sie die biochemische und strukturelle Charakterisierung des Kohlenhydrat-Substrat-Bindeproteins SP0092 aus Streptococcus pneumoniae. Diese Methode optimiert Kristallisationsbedingungen durch Stabilitätsanalysen und Oligomerisierungsstudien.

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Wir erkennen OPPF-UK für Hilfe beim Klonen, Gemma Harris für SEC-MALLS und die Wissenschaftler Beamlines I03 und I04 bei Diamond Light Source.

Hinweis: die kodierende Sequenz, für die das Signalpeptid gelöscht, wird im Anschluss an eine standard-Fusion-Protokoll pOPINF Vektor geklont; das native Protein wird als eine His-Tag-Fusion in Escherichia coli BL21 Rosetta Zellen ausgedrückt 28 , 29. die Variante mit der Bezeichnung Selenomethionin drückt sich nach Standardmethoden laut Hersteller 30. Die rekombinante SBP ist wie zuvor gereinigt beschrieben 31 , 32.
 1. biochemische Charakterisierung <ol><li>thermische Verschiebung Assay <ol><li>bereiten 48 Pufferlösungen mit einem pH-Wert von 4.0 bis zu 9,5 und NaCl-Konzentration von 0 bis 0,5 M und 40 µL in eine 96-Well-Platte zu verzichten, wie in beschrieben Tabelle 1 33.</li> <li>verleihen jedem gut 5 µL der SBP Lösung in 1-2 mg/mL Konzentration.</li>
		<li>Verleihen jedem gut 5 µL 20 x fluoreszierende Fleck für Proteine (siehe Tabelle der Materialien).</li>
		<li>Mischen die Lösungen durch pipettieren, Dichtplatte mit einer transparenten Klebefolie und spin für 2 min bei 112 X g bei Raumtemperatur.</li>
		<li>Führen Sie das Experiment auf einer Echtzeit-Maschine: Rampen-Temperatur von 3 ° C/min von 4 bis 99 ° C mit einem 10 s Haltezeit eingestellt, und lesen Sie der Fluoreszenz jeder 0,5 ° C mit Erregung bei 483 nm und Emission bei 568 nm.</li>
		<li>Analysieren die Fluoreszenz-Emission-Kurven für jeden Puffer Zustand, die Schmelztemperatur (T m) als das Minimum der Ableitung zu identifizieren. 
		Hinweis: Diese Prozedur gibt einen guten Überblick über die besten Pufferlösung zur Verbesserung der Proteinstabilität Unterstützung. Wählen Sie den pH-Bereich und die Salzkonzentration auf der Grundlage der Puffer Bedingung mit der höchsten T-m und Hinzufügen von 2,5 % (V/V) Glycerin und 0,5 mM tris(2-carboxyethyl) Phosphin (DÄMMUND) zu definieren, die Pufferlösung für die folgenden Schritte (SEC-Puffer).</li>
	</ol></li> <li>MALS und analytische SEC <ol><li>führen Sie eine zweispaltige Volumen Waschen der abgepackten Gel Filtration Spalte mit entgastem gefiltertes Wasser (verwenden Sie eine breite Palette Molekulargewicht 24 mL Spalte).</li>
		<li>Verbinden Sie die Spalte mit der Lichtstreuung-Detektor und die Spalte mit dem ermittelten SEC-Puffer von der thermischen Shift-Test equilibrate.</li>
		<li>Injizieren 100 µL der gereinigten SBP bei 5 mg/mL in das äquilibriert SEC Spalte und Flow eine Spalte Volumen der SEC-Puffer.</li>
		<li>Überprüfen Sie die Elution Chromatogramm für einzelne oder mehrere Gipfel und die Streuung Daten mit Hilfe der Analysesoftware, Erlangung der molaren Masse und der Polydispersität Index für alle Tierarten. 
		Hinweis: Für jeden Peak als Oligomere Art entspricht, es ist vorteilhaft für die Polydispersität prüfen Index berechnet als molare Masse auf Masse/molare Masse gewichtete Anzahl der Moleküle (Mw/Mn) gewichtet. Ein Polydispersität Wert nahe bei 1 zeigt einen Prozess Höhepunkt. 
		Hinweis: Sobald die Oligomerisierung Arten definiert werden, es empfiehlt sich, ihre Abhängigkeit von Proteinkonzentration, studieren wie höhere Konzentrationen größer Oligomer Bildung begünstigen könnte.</li>
		<li>Führen Sie mehrere analytische SEC läuft; 100 µL der gereinigten SBP bei steigenden Konzentrationen (0,1 - 10 mg/mL) in die äquilibriert Gel Filtration Spalte (verwenden Sie eine breite Palette Molekulargewicht 5 mL Spalte) zu injizieren und fließen eine Spalte Volumen von SEC-Puffer jedesmal.</li>
		<li>Der Elution Chromatogramm für einzelne oder mehrere Gipfel prüfen und analysieren die Intensitäten der Absorption bei 280 nm der Kurven, verschiedene Start Proteinkonzentrationen entspricht. Wenn die relative Intensität der verschiedenen Peaks konstant bleiben, ist keine inter Konvertierung zwischen den Oligomeren Arten vorhanden. Variation in der relativen Intensitäten bei verschiedenen Konzentrationen ist ein Indiz für den Wechsel zwischen den verschiedenen Oligomeren Spezies, die Konzentration des Proteins abhängig ist. 
		Hinweis: Dieser Schritt Charakterisierung ist von grundlegender Bedeutung zu definieren, welche Arten für Kristallisation besser geeignet sind. In der Tat unterschiedliche Prozess Arten sind anfälliger für kristallisieren, wenn sie in einem stetigen Oligomere Zustand in einer definierten Konzentration sind.</li>
	</ol></li></ol> 2. Protein-Vorbereitung und Kristallisation <ol><li>präparative SEC <ol><li>nach einer Spalte Volumen waschen mit entgastem gefiltertes Wasser, equilibrate mit SEC-Puffer die präparativen vorverpackte Gel Filtration Spalte (zahlreiche molekulare Gewicht 120 mL Spalte).</li>
		<li>Injizieren 1-5 mL gereinigtes SBP bei 5-50 mg/mL in der äquilibriert Gel Filtration Spalte und Strömung eine Spalte Volumen von SEC-Puffer.</li>
		<li>Der Spalte Durchflussverfahren in 1 mL Fraktionen sammeln.</li>
		<li>Bündeln die Fraktionen entsprechend zu einer einzigen Monodisperse Spitze; drehen Sie die Probe in 15 mL Zentrifugation Filter bei 1.500 g und die Konzentration zu quantifizieren, bis die gewünschte Konzentration erreicht ist (in der Regel 50-100 mg/mL für SP0092).</li>
	</ol></li> <li>Kristallisation <ol><li>bestimmen die optimale Konzentrationsbereich für die Kristallisation Experiment mit der Pre-Kristallisation zu testen, wie vom Hersteller beschrieben: <ol><li>Dispense 0,5 - 1,0 mL eines jeden der vier Kristallisation Test Lösungen in einem anderen Behälter einer 24-Well-Sitzung fallen Kristallisation Platte.</li>
			<li>Bereiten die Kristallisation Tropfen durch das Mischen von 1 µL Proteinlösung mit 1 µL Reservoir-Lösung, die Dichtplatte und Inkubation bei Raumtemperatur für nicht weniger als 1 h (zuverlässigere Ergebnisse nach der Inkubation über Nacht).</li>
			<li>Prüfen Sie die Drop-Qualität für jede Konzentration mit einem 10-fach Vergrößerung Mikroskop. 
			Hinweis: Testen Sie mindestens drei verschiedene Proteinkonzentration: (I) die meisten der verbleibenden klare Tropfen zeigen, dass das Protein zu verdünnen für Kristallisation; (II) die Anwesenheit des schweren Niederschlags in der Mehrzahl der Tropfen impliziert eine übermäßig hohe Konzentration; und (III) eine ausgewogene Auftreten von klaren Tropfen und Niederschlag (besser, wenn das Licht) ist ein guter Indikator, dass die getestete Konzentration günstig für die Kristallisation ist.</li>
		</ol></li> <li>Bereiten die 96-Well-Sitzung Drop Kristallisation Platten; 100 µL der verschiedenen kommerziellen Kristallisation Lösung in jedem Behälter gut 34 , 35 , zu verzichten 36 , 37.</li> <li>verzichten 100 nL Protein Probe bei der zuvor definierten Konzentration (Schritt 1.1.6) in alle Kristallisation Drop Brunnen mit einem Robotersystem Kristallisation.</li>
		<li>Verzichten 100 nL des verschiedenen Reservoirs Lösungen für die entsprechenden Kristallisation fallen Brunnen mit Protein verzichtet in Schritt 2.2.3 mischen. Die Kristallisation Dichtplatte, um Verdunstung zu vermeiden und ermöglichen die Gleichgewichtherstellung der Kristallisation Tropfen mit dem Reservoir.</li>
		<li>Überprüfen Sie die Tropfen in regelmäßigen Abständen (anfangs alle 1-2 Tage, später wöchentlich) mit einem 10 X (mindestens) Vergrößerung Mikroskop Kristallbildung und Wachstum bewerten. 
		Hinweis: Fällt ein automatisiertes imaging System für Protein Kristallisation verwendet werden, für die kann Visualisierung und Erfassung.</li>
	</ol></li></ol> 3. Kristall-Charakterisierung und Röntgen-Datensammlung <ol><li>Kristall Montage <ol><li>bereiten die Kryoprotektivum Lösung durch Zugabe von 25 % (V/V) Glycerin (Endkonzentration) zur Kristallisation Bedingung (also als Ersatz für 25 % des Wassers in der ersten Gemisch) 38.</li>
		<li>Füllen einen Schaum Dewar mit flüssigem Stickstoff und Gehäuse Musterteil ein Uni-Puck in der Dewar. Flüssigem Stickstoff Temperatur abkühlen lassen.</li>
		<li>Ausschneiden und entfernen die Abdichtung mit Klebeband von der Kristallisation Platte über die Tropfen, wo die Kristalle gebildet werden.</li>
		<li>Geben Sie einen Tropfen von 1 µL Kryoprotektivum Lösung auf eine Coverslide in der Nähe des Ziel-Drop positioniert.</li>
		<li>Übertragen die ausgewählten Kristall aus dem ursprünglichen Drop auf das Kryoprotektivum Lösung Tropfen mit einer Nylon-Cryo-Schleife auf eine Wirbelsäule Standardbasis montiert auf einem magnetischen Zauberstab 39 , 40.</li>
		<li>Den Kristall aus dem Kryoprotektivum Drop schnell zu übertragen, zu flüssigem Stickstoff, indem die Schleife in die erste leere Position von der Uni-Puck-Probenhalter.</li>
		<li>(Von der Abdichtung Band geschnittenen Schritt) zu wiederholen, bis alle gewünschten Kristalle sind geerntet und in der Uni-Puck-Probenhalter gespeichert.</li>
		<li>Ort der Uni-Puck basieren auf den Uni-Puck mit dem Puck Zauberstab und nehmen den Puck in das Strahlrohr (unter flüssigem Stickstoff Bedingungen). 
		Vorsicht: Extrem niedrige Temperatur!</li>
		<li>Verwenden die Cryo-Zange und den Puck Dewar laden Tool der Uni laden-Puck(s) in das Strahlrohr Probe Wechsler Roboter Dewar. Der Uni-Puck-Probenhalter löst sich vom verlassen der Schleife Probenhalter aufrecht in der Probe Roboter Basis Deckel Dewar und damit der flüssige Stickstoff ausgesetzt und der Probe Wechsler Roboter zugänglich.</li>
	</ol></li> <li>Kristall Charakterisierung Hinweis: die geernteten Kristalle können dann gesiebt, Beugung Qualität verwenden entweder eine Labor Röntgenquelle oder eine Röntgenquelle Synchrotronstrahlung (SR). Makromolekularen Kristallographie (MX) Beamlines bieten eine einstellbaren Energiequelle um anomale Beugung für Struktur-Lösung zu nutzen. Im folgenden Abschnitt eine Reihe von Arbeitsanweisungen in Übereinstimmung mit den experimentellen Fähigkeiten von Diamond Light Source MX Beamlines vorgeschlagen, aber diese Richtlinien können auch MX Beamlines an anderen Synchrotrone weltweit angepasst werden.
	<ol><li>Als ein erster Schritt ist es sinnvoll, entweder bestätigen oder anomalen Streusignal im Kristall zu identifizieren. Dies kann bequem erreicht werden, durch die Messung eine Fluoreszenz Röntgenspektrum aus Kristall. Zunächst sicherstellen, dass die Röntgenenergie das Strahlrohr ist hoch genug, um alle Elemente in der Regel erwartet für makromolekulare Kristalle begeistern eingestellt (14 keV oder höher).</li>
		<li>Verwenden die Strahlrohr-Steuerungs-Software, die Stichprobe der Probe Wechsler Roboter montiert werden; die Schleife wird automatisch zentriert in der Röntgenstrahl und Zentrierung der Kristall kann manuell über die Steuerungssoftware Strahlrohr bestätigt werden.</li>
		<li>Aufzeichnen ein Röntgenspektrum Fluoreszenz mit dem Strahlrohr-Steuerungs-Software: der Benutzer wählt eine Belichtungszeit und initiiert die Messung (Fluoreszenz/Fluoreszenz-Spektrum-Einstellung, &#8594; laufen, Abb. 2A). Die Steuerungssoftware Strahlrohr positioniert automatisch das Röntgen Fluoreszenz-Detektor im Ort und bestimmt die minimale Vorfall x-ray Flux um eine lesbare Signal auf der Fluoreszenz-Detektor zu erhalten. Das erworbene Spektrum wird dann analysiert in einer automatisierten Weise mit Emission Spitzen ausgestattet, um natürlich vorkommende biologische Elemente. Diese Routinen sind in das Strahlrohr Control Software grafische Benutzeroberfläche (GUI) - GDA (www.opengda.org) an unserer Firma und an Synchrotrons in ganz Europa 41 , 42.</li>
		<li>, Wenn geeignete Elemente identifiziert werden, die für eine anomale Beugung Experiment ausgenutzt werden kann, führen Sie einen x-ray Absorption Rand Energie Scan ermitteln die optimale Wellenlänge für anomale Beugung Datenerhebung aus dem Crystal: auf das Strahlrohr Steuerungs-Software, wählen Sie das Element und den Scan zu initiieren (Fluoreszenz/Fluoreszenz-Scan-Einstellung, &#8594; Atom Namen &#8594; laufen, Abb. 2 b). 
		Hinweis: Für ein einzelnes anomale Beugung-Experiment, dem Höhepunkt der Absorptionskante dient die anomale Streuung zu maximieren. Experimentelle Überlegungen zur Durchführung einer Multi-Wellenlänge anomale Beugung Experiments wurden bereits detaillierte 43.</li>
		<li>Zu bestimmen, die Kristall-Einheit Zellenparameter, die Symmetrie und die Beugungsgrenze, Messen drei x-ray Diffraction Muster in 45° Abständen mit der Oszillation-Methode (Data Collection/Screening &#8594; laufen aktuelle, Abbildung 2). Die Strahlrohr-Steuerungs-Software bietet dem Anwender mit einer Auswahl der Oszillation Winkel und Belichtungszeit und die Möglichkeit, die prozentuale Übertragung der Röntgenstrahl festzulegen. Ein standard-Quarz-Screening Oszillation Winkel von 0,5 °, eine Belichtungszeit von 0,5 s und 5 % Röntgentransmission Strahl empfohlen. Die gemessenen Beugung-Bilder werden automatisch analysiert, indem die EDNA-Pipeline und wieder eine Reihe von Strategien für die Sammlung von einem vollständigen Datensatz 22.</li>
	</ol></li> <li>X-ray Datensammlung Hinweis: der Benutzer kann auswählen, sammeln Daten im standard Oszillation oder inverse Strahl Modus, wodurch Friedel Kumpels schließen in Zeit und Strahlendosis und mit etwa der gleichen Absorptionsverhalten aufgezeichnet werden ermöglicht eine genauere Messung der anomalen Unterschiede. Letzteres ist nützlich, besonders wenn kleine anomale Unterschiede dürften und/oder die Proben Strahlung empfindlich sind bei der Durchführung einer anomalen Beugung-Experiment. Überlegungen über die besten Daten-Sammlung-Strategien verwenden wurden umfassend überarbeitete 22 , 23 , 44 , 45 , 46 , 47. <ol><li>mit dem Strahlrohr Steuerungssoftware importieren Daten Auflistung Parameter wie das Strategieprogramm, das zur Verfügung stellt: i. Startposition der ω-Drehachse Ii. Oszillation Breite der ω-Achse Drehung Winkel für jedes Bild Beugung Iii. Belichtungszeit für jedes Bild Beugung iv. Anzahl der Bilder für ein komplettes Dataset (indirekt Definition des gesamten ω-Achse Drehwinkels für die gesamte Datensammlung) v. Prozentsatz der Dämpfung der Röntgenstrahl auf Überbelichtung und Strahlung Schäden zu vermeiden Hinweis: an unserem Institut für ausgeführt wird die Datensammlung, die Software-Pipelines für die automatisierte Verarbeitung der gesammelten Daten etabliert sind: (i) die Beugung Daten sinken (indiziert, integrierte und skalierte) von der xia2-Pipeline, erzeugt die Reflexion Mtz-Dateien für den Benutzer als Input für Ausstieg und Struktur Lösung/Verfeinerung 48. (Ii) Wenn ein signifikantes anomales Signal erkannt wird während der Datenanalyse, eine erste schnelle automatisierte Struktur Lösung Pipeline (Fast_ep) mit SHELX Versuche, die die schweren Atom-Unterkonstruktion durch experimentelle Ausstieg, eine stufenweise Elektron Dichte Karte soweit möglich. Eine zweite umfassendere Struktur Lösung Pipeline verpflichtet sich automatisch versuchen zu lösen und die Structu bauenRe mit unabhängigen Software-Suiten 49 , 50 , 51 , 52; in Fällen, wo dies erfolgreich ist, wird der Benutzer mit einer anfänglichen Modell und Elektron Dichtekarte bereitgestellt werden. Dies bildet die Grundlage für den Benutzer Verfeinerung und bestätigen das Modell mit der kristallographischen Softwarepakete Wahl.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

In diesem Papier wir beschreiben und eine integrierte Protokoll für biochemische und strukturelle Charakterisierung von Kohlenhydrat SBPs mit besonderem Schwerpunkt auf Proteine von S. Pneumoniaezu validieren. Dennoch kann dies als Standardverfahren für die Analyse von anderen SBPs von verschiedenen Organismen und auch andere unabhängige lösliche Proteine verwendet werden.
Der erste Teil des Protokolls konzentriert sich auf die biochemischen Informationen über Proteinstabilität und quartäre Struktur, die bei der Vorbereitung der Proteinproben für Kristallisation ausgenutzt werden können. Im Bereich thermische Verschiebung Assays beschreiben wir nur den pH-Wert und NaCl-Konzentration-Variationen zu den allgemeinen Charakter dieses Verfahrens zu erhalten. Trotz dieser, viele andere Pufferbedingungen können getestet werden in ähnlicher Weise, z. B. einschließlich chemische Verbindung, die als ein stabilisierendes Additiv verwendet: insbesondere die tatsächliche Ligand(s), die an einem bestimmten SBP binden sind besonders wirksam bei der Erhöhung der Tm von wenigen Grad Celsius31. In einigen Fällen können die denaturierenden Kurven schlecht definiert werden, durch low-Signal oder eine hohe Fluoreszenz-Hintergrund, hervorgerufen durch Proteinaggregation oder partielle Entfaltung. Um dies zu vermeiden, kann ein Protein: Farbstoff Titration durchgeführt werden, um die unklaren denaturierenden Kurven zu optimieren. Wenn keine Besserung erreicht wird, empfiehlt sich die screening-verschiedene Zusatzstoffe, die die Stabilität des Proteins zu verbessern, können und geeignete Bildschirme wurden zuvor beschriebenen54.
In der Regel die meisten SBPs sind Monomere in ihrer natürlichen Umgebung, aber wie hier gezeigt, dass Multimerization in den höheren Konzentrationen Kristallisation Experimente auftreten kann, so ist die Oligomerisierung Verhalten Charakterisierung von MALS und SEC zur Verfügung gestellt wesentlich für den günstigsten stabile Monodisperse Oligomerisierung stand für Kristallisation zu bewerten. Dennoch ist es schwer vorherzusagen, die Wirkung von verschiedenen Chemikalien in die Kristallisation Bedingung auf die Oligomerisierung Verhalten der Proteine enthalten. Wenn die SEC und MALS Prüfung umfangreiche Ansammlung von der Protein-Probe zeigt, empfehlen wir die folgenden zur Verringerung der Wahrscheinlichkeit dieses auftritt: verwenden Sie frische Eiweiß-Beispiel (nicht einfrieren aufgetaut) und erweitern die durchgeführte mit thermischen Stabilisierung-Analyse Shift-Assays, Tests möglich Zusatzstoffe und milde Reinigungsmittel als letztes Mittel, um Aggregation zu minimieren. In diesem Papier stellen wir grundlegende Richtlinien für die Kristallisation mit Hochdurchsatz-dünnbesetzte Matrix kommerzielle Kristallisation Screening auf um den allgemeinen Charakter dieses Protokolls zu erhalten. Jedoch erhalten hochauflösende Röntgenbeugung Proteinkristallen möglicherweise iterative Feinabstimmung um die Kristallisation Bedingungen bezüglich Fällungsmittel Konzentration, pH-Wert, Zusatz von chemischen Zusätzen, unterschiedliche Temperaturen, zu optimieren und andere Faktoren, die sich verändernde Gleichgewicht Dynamik zwischen den Kristall Tropfen und Stausee16,17.
Der zweite Teil des Protokolls beschreibt die Charakterisierung von Proteinkristallen um die optimale Strategie für x-ray Diffraction Datenerfassung mit einem besonderen Schwerpunkt auf den Erwerb der anomale Daten für traurige Ausstieg zu definieren. Auch wenn SBPs eine ähnliche allgemeine Architektur pflegen (und es viele hinterlegte 3D Strukturen potenziell nutzbare gibt als Ausgangspunkt Modelle), Ausstieg dieser Proteine durch die molekulare Ersetzungsmethode ist nicht immer einfach aufgrund der Variabilität von der Elemente der Sekundärstruktur und die innere Flexibilität dieser Proteine. Daher, wir schlagen die traurige Methode und betonen, dass diese Proteine bereits intrinsisch Metalle oder in der Tat unspezifische Bindung von Metallen aus der Kristallisation Pufferbedingungen gebunden haben kann die eine Palette von anomalen Interferenzgitters Elemente wie anbieten kann eine Standard-Schritt in unserer allgemeinen Protokolls.
Zusammenfassend, definiert dieses Protokoll einen standard geführte Workflow Verfahren ermöglicht die detaillierte Beschreibung der biochemischen und strukturellen Merkmale der SBPs, die ausgenutzt werden können, um die Struktur Entschlossenheit Erfolgsquote zu erhöhen, als auch zu beschleunigen die strukturelle Charakterisierung der SBPs im Allgemeinen.

Streptococcus Pneumoniae (Pneumokokken) ist ein Gram-positiven Bakterium mit Wohnsitz asymptomatisch in den oberen Luftwegen der menschlichen Atemwege mit der Fähigkeit, normalerweise sterilen Nischen verursacht Otitis, Lungenentzündung, Sepsis, Blutvergiftung, Migration und Meningitis1,2. Pneumokokken-Infektion ist übrigens die häufigste Ursache für ambulant erworbener Pneumonie, die zu einer klinischen und wirtschaftlichen Belastung weltweit3,4beiträgt. Antibiotika-resistente Stämme von S. Pneumoniae rund um den Globus ausgebreitet haben und obwohl eine sieben-Valent und ein 13-Valent Pneumokokken Protein konjugierte Impfstoff geholfen haben reduzieren die Rate von Antibiotikaresistenzen, Ersatz-Stämme aus Impfstoff sind entstanden und führten zu erhöhten Anforderungen für die Forschung in der Entwicklung von neuen Therapien gegen Pneumokokken-Erkrankungen5,6,7,8.
Die Pneumokokken hängt von Zucker aus den Host als CO2-Quelle9,10importiert; in der Tat wendet es 30 % seiner Import Maschinen für den Transport von 32 verschiedenen Kohlenhydrate11,12,13. Diese Importeure sind mindestens acht ABC-Transportern13. In ABC-Transporter spielen die extrazelluläre SBPs eine wesentliche Rolle bei der Bestimmung der Spezifität für die Liganden und fester Membran-Transporter für die Aufnahme in die Zelle zu präsentieren. SBPs repräsentieren gültige Ziele für die Gestaltung von neuen Impfstoffen und Antibiotika, weil sie Oberflächenproteine und ihre entscheidende Rolle bei der zellulären Prozesse sind.
Ziel Protein Charakterisierung und detaillierte Beschreibung der strukturellen Merkmale wie Liganden Taschen und domänenübergreifendes Flexibilität bieten ein nützliches Werkzeug für Struktur-based Drug Design14,15. Röntgen-Kristallographie ist die Methode der Wahl für die strukturelle Charakterisierung von Proteinen in der Nähe von atomarer Auflösung, aber die Kristallisation ist unberechenbar, zeitaufwendig und nicht immer erfolgreich. Systematische Methoden haben die Erfolgsquote verbessert und wichtige Faktoren sind die Sample-Qualität und Stabilität. Die Erfolgsquote bei der Kristallisation wird durch das Protein chemische Eigenschaften und Probe Vorbereitung Methode beeinflusst. Die Wirkung dieser werden bewertet und durch biochemische Charakterisierung16,17informiert.
Eine weitere Komplikation für Struktur-basiertes Design ist das Problem der kristallographischen Phase, die angegangen werden müssen. Sobald mehr Protein-Strukturen vorliegen haben, können viele Strukturen durch die molekulare Ersetzungsmethode erfordern eine homologe Struktur18behoben werden. Wie SBPs eine flexible Domänenstruktur präsentieren, könnte molekulare Ersatz auch anspruchsvolle19. Ist ein strukturelles Modell, das ähnlich genug, um das Zielprotein ist nicht verfügbar, kann eine Reihe von Techniken verwendet werden, um die experimentelle Phasenabgleich20zu erhalten. Unter diesen Einzel-Wellenlänge anomale Dispersion (SAD) Methode hat als die wichtigste Technik entstanden und wurde ausgiebig genutzt, um die Phase Problem21zu lösen. Die Verwendung der traurig-Methode hat weiter mit Verbesserungen bei der Hardware und Software sowie Daten-Sammlung-Strategien ermöglichen die Erkennung und Nutzung von schwachen anomale Signale zur schrittweisen22,23, 24. Darüber hinaus Fortschritte in der direkten Methoden für die Lösung von Strukturen der Makromoleküle, die in der Vergangenheit Beugung Daten zu atomarer Auflösung benötigt, jetzt genutzt werden kann, durch die Kombination von z. B. stereochemische wissen, wie im Programm implementiert ARCIMOLDO25. Eine nützliche Überprüfung der Methoden zur Lösung des Problems der Phase in der Kristallographie wird von Taylor26gegeben.
Hier präsentieren wir eine rationalisierte Protokoll zur Charakterisierung von Kohlenhydrat Transport SBP, SP0092 von S. Pneumoniae, biochemische und strukturelle Techniken (Abbildung 1) zu integrieren. Dieses schrittweise Protokoll bietet ein nützliches Beispiel Test Case von Strategien, die Erfolgsquote der strukturelle Studien über SBPs im Allgemeinen zu verbessern, die in allen Königreichen des Lebens zu finden sind. Insbesondere das Protokoll unterstreicht die Bedeutung der Charakterisierung der stabilsten Oligomeren Zustand des Proteins in Lösung in eine schnelle und effektive Methode, und erlaubt die Identifikation der besten Arten, für Kristallisation Experimente zu folgen. Zwar gibt es über 500 SBP-Strukturen in der Protein Data Bank27berichtet, kann molekulare Ersatz aufgrund der inhärenten flexible Natur der beiden Domänen α/β, verbunden durch ein Scharnier Region19schwierig sein. So beschreibt der zweite Teil des Protokolls mit der traurigen Methode für Ausstieg aus gebundenen Metall-Ionen, die häufig in SBPs sowie die Einbeziehung von Selenomethionin und Verwendung von Selen (Se) ist in traurige Ausstieg.

<table><tbody><tr><td>SelenoMethionin Medium Complete</td><td>Molecular Dimensions</td><td>MD12-500</td><td>Basierend auf einem synthetischen M9-Minimalmedium, das mit Glukose, Vitaminen und Aminosäuren mit Ausnahme von L-Methionin ergänzt ist. Andere gleichwertige Produkte sind von anderen Unternehmen im Handel erhältlich.</td></tr><tr><td>MicroAmp Optical 96-Well-Platte</td><td>für angewandte Biosysteme</td><td>4306737</td><td>Die Applied Biosystems MicroAmp Optische 96-Well-Reaktionsplatte mit Barcode ist optimiert, um eine unübertroffene Temperaturgenauigkeit und Gleichmäßigkeit für eine schnelle, effiziente PCR-Amplifikation zu bieten. Diese Platte, die aus einem einzigen starren Stück Polypropylen im 96-Well-Format besteht, ist kompatibel mit Applied Biosystems&reg; 96-Well-Real-Time-PCR-Systeme und Thermocycler.</td></tr><tr><td>SYPRO Orange</td><td>Molecular Probes</td><td>S6651</td><td>SYPRO Orange Protein Gel Stain ist ein empfindlicher, gebrauchsfertiger Fluoreszenzfarbstoff für Proteine in 1D-Gelen. Ziemlich universeller und gut etablierter Proteinfarbstoff für hydrophobe Regionen.</td></tr><tr><td>MicroAmp Optical Adhesive Film</td><td>Applied Biosystems</td><td>4311971</td><td>Die Applied Biosystems MicroAmp Optical Adhesive Film reduziert die Wahrscheinlichkeit einer Well-to-Well-Kontamination und der Verdunstung der Probe, wenn sie auf eine Mikroplatte aufgetragen wird. Es ist ideal für die optische Messung, da es einen geringen Hintergrund liefert.</td></tr><tr><td>7500 Schnelles Real-Time-PCR-System</td><td>Applied Biosystems</td><td>4362143</td><td>Das Applied Biosystems 7500 Fast Real-Time PCR-System ermöglicht standardmäßige Hochgeschwindigkeits-Temperaturzyklen im 96-Well-Format, wodurch die Laufzeit für quantitative Real-Time-PCR-Anwendungen erheblich reduziert und Ergebnisse in etwa 30 Minuten geliefert werden. Das Upgrade Kit ist verfügbar, um ein Standard-7500 Real-Time PCR-System über eine Außendienstinstallation auf die Fast Configuration aufzurüsten. Es können auch andere RT-PCR-Geräte verwendet werden. Der Datenexport ist für die alte Datenanalysesoftware nicht einfach.</td></tr><tr><td>Superdex 200 Increase 10/300 GL Säule</td><td>GE Healthcare</td><td>28990944</td><td>Superdex 200 Increase 10/300 GL ist eine vielseitige, vorgepackte Säule für die Größenausschlusschromatographie in der präparativen Aufreinigung im kleinen Maßstab (mg) sowie für die Charakterisierung und Analyse von Proteinen mit Molekulargewichten zwischen 10 000 und 600 000, wie z. B. Antikörpern. Optimale Trennung, ideal für hochauflösende biophysikalische Techniken.</td></tr><tr><td>DAWN HELEOS II</td><td>Wyatt</td><td></td><td>DAWN HELEOS II ist der führende Mehrwinkel-Detektor für statische Lichtstreuung (MALS) zur absoluten Charakterisierung der Molmasse und Größe von Makromolekülen und Nanopartikeln in Lösung. Der DAWN bietet die höchste Empfindlichkeit, den breitesten Bereich an Molekulargewicht, -größe und -konzentration sowie die größte Auswahl an Konfigurationen und optionalen Modulen für erweiterte Fähigkeiten. Andere MALS-Erkennungssysteme anderer Unternehmen als Wyatt wurden nicht getestet, so dass kein zusätzliches Feedback gegeben werden kann.</td></tr><tr><td>Superdex 200, 5/150 GL</td>, <td>GE Healthcare</td><td>28906561</td><td>Superdex 200 sind vorgepackte Größenausschluss-Chromatographiesäulen für hochauflösende, präparative und analytische Trennungen von Biomolekülen in kleinem Maßstab. Superdex 200 verfügt über einen Trennbereich für Moleküle mit Molekulargewichten zwischen 10 000 und 600 000. Die Spitzentrennung ist nicht so optimal wie bei der "Increase"-Version, aber dieses Modell ist ideal für den standardmäßigen täglichen Einsatz.</td></tr><tr><td>HiLoad 16/600 Superdex 200 pg</td><td>GE Healthcare</td><td>28989335</td><td>HiLoad 16/600 Superdex 200 Prep Grade sind vorgepackte XK-Säulen, die für die hochauflösende präparative Gelfiltrationschromatographie entwickelt wurden.</td></tr><tr><td>24 Well "große" sitzende Tropfenkristallisationsplatte</td><td>MiTeGen</td><td>XQ-P-24S-A</td><td>Die 24 Well "große" Kristallisationsplatte wird hauptsächlich für das Proteinkristallscreening durch sitzende Tropfendampfdiffusionstechniken und zur Optimierung der Kristallisationsbedingungen verwendet. Es verfügt über ein recht großes Reservoir und einen Probenbehälter, die eine manuelle Handhabung und das Wachstum großer Proteinkristalle begünstigen. Darüber hinaus lassen sich die flachen Flächen leicht mit transparentem Klebeband oder Abdeckgläsern abdichten.</td></tr><tr><td>PCT-Vorkristallisationstest</td><td>Hampton</td><td>HR2-140</td><td>Der PCT-Vorkristallisationstest wird verwendet, um die geeignete Proteinkonzentration für das Kristallisationsscreening zu bestimmen.</td></tr><tr><td>96 Well CrystalQuick</td><td>Greiner bio-one</td><td>6098xx</td><td>Square-Well-Platten verfügen über drei Kristallisationswells pro Reservoir, so dass 288 Proben pro Platte getestet werden können. Werden in der Regel nur für das erste Screening verwendet, da ihre quadratische Kante das Angeln mit Kristallen erschwert.</td></tr><tr><td>Uni-Puck</td><td>Molecular Dimensions</td><td>MD7-601</td><td>Der Universal V1-Puck (Uni-Puck) ist ein Aufbewahrungs- und Versandbehälter für Probennadeln für die Verwendung mit den meisten automatisierten Probenhalterungssystemen weltweit - umfasst unter anderem die Systeme ACTOR, SAM und CATS (Diamond, Soleil, SPring-8, Photon Factory, CLSI und in den USA)</td></tr><tr><td>Standard Foam Dewar</td><td>Molecular Dimensions</td><td>MD7-35</td><td>5,7" Durchmesser und 2,8" Tiefe. 800 ml Fassungsvermögen.</td></tr><tr><td>Montierte CryoLoop - 20 Mikron</td><td>Hampton</td><td>HR4-955</td><td>Montierte CryoLoops mit Nylon mit 20 Mikron Durchmesser. Diese Nylonschlaufen sind mit hohlen MicroTubes aus Edelstahl verklebt. die zum Montieren, Einfrieren und Sichern des Kristalls während kryokristallographischer Verfahren und der Röntgendatenerfassung verwendet werden. Es gibt verschiedene Größen, die in der Länge angepasst werden können. Sie sind recht vielseitige Werkzeuge.</td></tr><tr><td>CryoWand</td><td>Molecular Dimensions</td><td>MD7-411</td><td></td></tr><tr><td>Puck-Dewar-Ladewerkzeug</td><td>Molecular Dimensions</td><td>MD7-607</td><td>Dieses Werkzeug wird verwendet, um Uni-Pucks zu trennen und sie in den Roboter-Dewar zu laden. Es besteht aus zwei Teilen: einem Teflonrohrteil und einem Metallstabteil.</td></tr></tbody></table>

biochemische und strukturelle charakterisierung von kohlenhydrat transport substrat-bindeprotein sp0092

Biochemical and Structural Characterization of the Carbohydrate Transport Substrate-binding-protein SP0092

Entwicklung von neuen Antibiotika und Impfstoffe für Streptococcus Pneumoniae (Pneumokokken) sind notwendig, um den raschen Anstieg der multiplen Resistenzen zu stoppen. Kohlenhydrat-Substrat-bindende Proteine (SBPs) stellen praktikable Ziele für die Entwicklung von Protein-basierten Impfstoffen und neue Antibiotika wegen ihrer extrazellulären Lokalisierung und die Zentralität des Kohlenhydrat-Import für Pneumokokken Stoffwechsel, bzw.. Hier beschriebene ist ein rationalisierter integrierte Protokoll, eine umfassende Charakterisierung der SP0092, die aus der Pneumokokken und andere Bakterien auf andere Kohlenhydrat SBPs erweiterbar durchzuführen. Dieses Verfahren kann helfen, die Struktur-basierte Design-Inhibitoren für diese Klasse von Proteinen. Präsentiert im ersten Teil dieser Handschrift sind Protokolle für die biochemische Analyse durch thermische Verschiebung Assay, Multi Winkel Lichtstreuung (MALS) und Größe Ausgrenzung Chromatography (SEC), die die Stabilität optimieren und Homogenität der Probe gerichtet Kristallisation Studien und so erhöhen die Wahrscheinlichkeit des Erfolgs. Der zweite Teil dieses Verfahrens beschreibt die Charakterisierung der SBP Kristalle mit einer abstimmbaren Wellenlänge anomale Beugung Synchrotron Strahlrohr und Datenprotokolle Sammlung für Messdaten, die verwendet werden können, das kristallisierte Protein lösen Struktur.

Dieses integrierte Protokoll nachgewiesen wurde, um mit vier erfolgreich zu sein (zwei veröffentlicht und zwei unveröffentlichte Strukturen) von sechs Kohlenhydrat Protein Verbindlichkeit von Pneumokokken32,53bisher analysiert. In diesem Abschnitt präsentieren wir Ihnen die biochemische und strukturelle Charakterisierung von SP0092 als ein repräsentatives Ergebnis, strukturelle Studien der SBPs im Allgemeinen zu führen.
Nachdem die SBP-SP0092 zum Ausdruck gebracht und gereinigt wie zuvor32definiert wurde, wurde gereinigte Protein für Puffer-Stabilität über eine thermische Verschiebung Assay analysiert: SP0092 weist eine verstärkte Tm bei pH 6,5 und in Gegenwart von NaCl im Bereich 0 - 0,2 M Konzentrationsbereich (Abb. 3A). Vor diesem Hintergrund wurde die Pufferlösung für die nachfolgenden Schritte definiert als: 0,02 M MES pH 6,5, 0,2 M NaCl, 2,5 % (V/V) Glycerin, 0,5 mM DÄMMUND. Die absolute molare Masse der verschiedenen Oligomerisierung Zustände des SP0092 wurde gemessen, indem MALS gekoppelt an SEC ein Molekulargewicht von 187.2, 140,8 und 97,0 49,4 kDa Messung entspricht tetrameres, Trimere dimeres und Monomeren Arten bzw. () Abb. 3 b). Die SEC-Profil bei verschiedenen Protein Verdünnungen ergab, dass die Oligomerisierung durch erhöhte Proteinkonzentration ausgelöst wird, was darauf hindeutet, dass die größeren Oligomere stabiler bei höheren Konzentrationen als in der Regel gewöhnt sind Kristallisation. In der Tat, gereinigten größeren Oligomere Sorte gerichtet zur Kristallisation Studien erfolgreich produzierten Proteinkristallen zwar das Monomer Arten nicht.
Die optimierte Kristalle aus dem einheimischen gewonnen und Se-Methionin beschriftet Formen der SP0092 zeichneten sich durch Röntgenbeugung. Messung der Röntgen-Fluoreszenz von diesen Kristallen enthüllt in beiden Fällen Emissionen Gipfel für Zn wird an das Protein gebunden, während Se nur für die Se-Methionin Kristalle wie erwartet erkannt wurde. Später wurden x-ray Absorption Scans an den Se und Zn Kanten durchgeführt die vorausgesetzt direkten experimentelle Daten die einfallende Röntgen-Wellenlänge zu den jeweiligen x-ray Absorption Rändern des Zn oder Se Tune in den Kristallen, die anomale Signal zu maximieren, aus den daraus resultierenden Daten (Abbildung 4A–B) erhältlich.
Nach drei Beugungsmuster bei niedrigen Transmission zu messen, wurde ein komplettes Set für anomales Daten erhalten mit Hilfe der Daten-Sammlung-Strategie vorgeschlagen von EDNA (Abbildung 4). Das anomale anliegende Signal löst die automatisierte Phasenabgleich Pipeline an das Strahlrohr an die Unterkonstruktion zu bestimmen und anhand der experimentellen Anfangsphase abgeleitet, produziert erste Karten und Modelle, die dann verfeinert und validiert werden kann (Abbildung 4 ).
Zusammenfassend lässt sich sagen werden potenzielle Fallstricke der Technik in erster Linie auf Kristall-Verfügbarkeit und Qualität zentriert. Optimierung der Pufferbedingungen Proteinstabilität zu verbessern sowie Identifizierung von den am besten geeigneten Oligomere Zustand des Proteins zu verwenden, wenn mehr als ein Oligomer in Lösung identifiziert wird, kann das Risiko eines Ausfalls bei der Kristallisation reduzieren. Bühne. Nutzung den Einsatz von gebundenen Metall-Ionen in einem frühen Stadium erkannt Struktur Lösung beschleunigen und vermeiden unnötige Produktion von Selenomethionin Protein beschriftet, wenn molekulare Ersatzmethoden Versagen.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56294/56294fig1.jpg"> 
Abbildung 1: Diagramm des Workflows für biochemische und strukturelle Charakterisierung von Kohlenhydraten SBPs. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56294/56294fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56294/56294fig2.jpg"> 
Abbildung 2: Kristall Charakterisierung in GDA. (A) Screenshot der Registerkarte Röntgen-Fluoreszenz Kontrolle der GDA Strahlrohr Steuerungssoftware. (B) Screenshot der Registerkarte der x-ray für Energie Rand-Scannen in GDA. (C) Screenshot von der Registerkarte Daten Sammlung Kristall Screening in GDA. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56294/56294fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56294/56294fig3.jpg"> 
Abbildung 3. Biochemische Charakterisierung der SP009239-491. (A) 3D-Oberfläche Graphen Plotten die Schmelztemperatur der SP009239-491 als eine Funktion des pH-Wertes und NaCl-Konzentration der Pufferlösung. (B) SEC und MALS Ergebnisse für SP009239-491. Absorption bei 280 nm ist in blau dargestellt. Die Molmassen der verschiedenen Oligomerisierung Staaten werden in rot angezeigt. Zentrale (B) wurde von32geändert. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56294/56294fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56294/56294fig4.jpg"> 
Abbildung 4. Strukturelle Charakterisierung von SP009239-491. (A) und (B) x-ray Absorption Energie am Rande Zn und Se für SP0092-39-491 -Kristalle zu scannen. Die gemessenen Fluoreszenz von Zn und Se mit Kristallen erscheint in blau und Cyan, die berechneten f' und f "anomale Streuung Brüche sind in grün und rot, jeweils. (C) Beispiele für x-ray Diffraction Muster von SP009239-491 Kristalle gesammelt. (D) Cartoon Darstellung der SP009239-491 Dimer Struktur. Ein Protomer ist weiß eingefärbt und den anderen Magenta (Rückstände 39-366) und violett (Rückstände 367-491), und die anomale Streuung Atome werden als blau und Cyan Kugeln für Zn und Se, bzw. angezeigt. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56294/56294fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td>0.1 M Zitronensäure pH 4.0</td>
			<td>0.1 M Zitronensäure pH 4,5</td>
			<td>0,1 M Phosphat pH 5,0</td>
			<td>0,1 M Citrat pH 5,5</td>
			<td>0,1 M Bis-Tris pH 6</td>
			<td>0,1 M ADA pH 6,5</td>
			<td>0,1 M MOPS pH 7</td>
			<td>0,1 M HEPES pH 7,5</td>
			<td>0,1 M Imidazol pH 8.0</td>
			<td>0,1 M Tris pH 8,5</td>
			<td>0,1 M CHES pH 9</td>
			<td>0,1 M CHES pH 9.5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0 M</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
</tr></tbody></table>			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
		
		<tr>
			<td>NaCl 0.1 M</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0,2 M</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0.5 M</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
			<td>40 ΜL</td>
		</tr>
	

Tabelle 1. Komposition für thermische Verschiebung Assay-Puffer.

Eine optimierte Protokoll für die Durchführung einer umfangreichen biochemischen und strukturelle Charakterisierung von ein Kohlenhydrat-Substrat-Bindeprotein von Streptococcus Pneumoniae wird vorgestellt.

Biochemische und strukturelle Charakterisierung von Kohlenhydrat Transport Substrat-Bindeprotein SP0092

Development of new antimicrobials and vaccines for Streptococcus pneumoniae (pneumococcus) are necessary to halt the rapid rise in multiple resistant ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist die biochemische und strukturelle Charakterisierung eines Kohlenhydratsubstrat-bindenden Proteins aus Streptococcus pneumoniae. Diese Methode kann dazu beitragen, Schlüsseldaten zu liefern, um didaktische Studien des substratbindenden Proteins zu unterstützen, wie z. B. die Identifizierung der Pufferstabilitätsprofile, der Oligomerisierungszustände und der atomaren Strukturen. Der Vorteil dieses Verfahrens besteht darin, dass es Daten liefert, die die Erfolgsrate der Kristallisation und Strukturlösung für substratbindende Proteine auf robuste und einfache Weise erhöhen können.Bereiten Sie zunächst 48 Pufferlösungen mit einem pH-Bereich von 4,0 bis 9,5 und Natriumchloridkonzentrationen von null bis 0,5 molar vor. Geben Sie 40 Mikroliter jeder Lösung in eine 96-Well-Platte. Erhalten Sie eine gereinigte Lösung des gewählten Substratbindungsproteins.Geben Sie fünf Mikroliter der SBP-Lösung in jede Vertiefung für eine Konzentration von ein bis zwei Milligramm pro Milliliter. Geben Sie dann fünf Mikroliter eines 20-fach konzentrierten Fluoreszenzflecks in jede Vertiefung. Mischen Sie die Lösungen, indem Sie auf und ab pipettieren.Versiegeln Sie die Platte mit transparenter Klebefolie. Die Platte wird bei 112 μg bei Raumtemperatur zwei Minuten lang zentrifugiert. Konfigurieren Sie ein Echtzeit-PCR-System so, dass es mit einer Geschwindigkeit von drei Grad pro Minute von vier auf 99 Grad Celsius mit einer Haltezeit von 10 Sekunden ansteigt.Stellen Sie das System so ein, dass alle halben Grad Fluoreszenzmessungen durchgeführt werden. Stellen Sie die Einstellung des Fluoreszenzfilters ein. und ordnen Sie die Proben zu.Führen Sie das Experiment durch, und ermitteln Sie die Pufferbedingung mit der höchsten Schmelztemperatur. Bereiten Sie als Nächstes einen Puffer mit dem gewählten pH-Wert und der Natriumchloridkonzentration vor, die 2,5 Vol.-% Glycerin und eine TCEP-Konzentration von 0,5 Millimolar enthält. Charakterisieren Sie das gereinigte SBP mit analytischer Größenausschlusschromatographie mit Mehrwinkel-Lichtstreuung.Identifizieren Sie die stabilsten Spezies, die für die Kristallisation geeignet sind, und verwenden Sie vorbereitende SEC, um reine Fraktionen dieser Spezies zu erhalten. Führen Sie Vorkristallisationstests durch, um die optimale Proteinkonzentration für die Kristallisation zu bestimmen. Verwenden Sie ein Kristallisationsrobotersystem, um die gewünschten kommerziellen Kristallisationslösungen in die Lösungsreservoire einer optischen 96-Well-Fallplatte zu dosieren.Verwenden Sie dann das System, um 100 Nanoliter der Proteinlösung in jede Vertiefung des Kristallisationstropfens zu dosieren. Übertragen Sie 100 Nanoliter jeder Kristallisationslösung aus den Reservoir-Wells in die entsprechenden Well-Drops. Versiegeln Sie die Platte mit optischer Klebefolie.Verwenden Sie ein Mikroskop oder ein automatisiertes Bildgebungssystem, um die Kristallbildung und das Kristallwachstum zwei Wochen lang alle ein bis zwei Tage und danach einmal pro Woche zu bewerten. Wenn sich ausreichend große und gut geformte Kristalle gebildet haben, bereiten Sie eine Charge der Kristallisationslösung mit zusätzlichen 25 Vol.-% Glycerin vor, um als Kryoprotektivum zu dienen. Füllen Sie als Nächstes einen Schaum-Dewar mit flüssigem Stickstoff.Tauchen Sie ein Unipuck-Probengehäuse in den flüssigen Stickstoff und lassen Sie das Gehäuse abkühlen. Schneiden Sie dann die Folie über einem Tropfen aus, der einen interessanten Kristall enthält. 0,5 Mikroliter des Kryoprotektivums auf einem Objektträger in der Nähe des Tropfens oder in der leeren Tropfkammer des gleichen Zustands ablegen, falls verfügbar.Befestigen Sie an einem Magnetstab eine Kryoschleife, die auf einem SPINE-Standardsockel montiert ist. Verwenden Sie die Kryoschleife, um den interessierenden Kristall auf den Tropfen Kryoprotektor zu übertragen. Verwenden Sie dann den Kryoloop, um den Kristall aus dem Kryoprotektivum in die erste leere Position des untergetauchten Unipuck-Probengehäuses zu übertragen.Wiederhole diesen Vorgang, um weitere Kristalle zu ernten. Sobald alle interessierenden Kristalle in das Probengehäuse geladen wurden, verwenden Sie den Puckstab, um die Unipuck-Grundplatte auf das Gehäuse zu setzen. Transportieren Sie das Unipuck in flüssigem Stickstoff zur Beamline.Verwenden Sie eine Kryo-Zange und ein Puck-Dewar-Ladewerkzeug, um den Unipuck in den Strahllinien-Probenwechsler zu laden und das Probengehäuse zu lösen. Wählen Sie dann die Probe in der Beamline-Software aus, um die Probe zu laden und automatisch im Röntgenstrahl zu zentrieren. Erfassen Sie ein Röntgenfluoreszenzspektrum und identifizieren Sie alle Elemente, die in einem anomalen Beugungsexperiment verwendet werden können.Bestimmen Sie die optimale Wellenlänge für die Erfassung anomaler Beugungsdaten, indem Sie einen Röntgenabsorptions-Kantenenergiescan durchführen. Erfassen Sie dann drei Röntgenbeugungsmuster in 45-Grad-Intervallen im Standard-Oszillationsmodus, um die Parameter der Kristalleinheitszelle, die Symmetrie und die Beugungsgrenze automatisch zu bestimmen. Importieren Sie die empfohlenen Datenerfassungsparameter in die Beamline-Software und führen Sie je nach Bedarf ein Experiment mit einer oder mehreren Wellenlängen anomaler Beugung durch.Die Stabilität des substratbindenden Proteins SP0092 in verschiedenen Salzpuffern wurde untersucht, um die optimale Pufferlösung zu identifizieren. Die höchsten Schmelztemperaturen wurden für Puffer mit einem pH-Wert von 6,5 und Natriumchlorid-Konzentrationen von null bis 0,2 molar gefunden. Für das Verfahren wurde ein Puffer mit einem pH-Wert von 6,5 und einer Natriumchloridkonzentration von 0,2 molar ausgewählt.Die verschiedenen Oligomerisierungszustände von SP0092 wurden identifiziert und mit SEC-MALS getrennt. Eine Analyse des SEC-Profils bei verschiedenen Proteinkonzentrationen zeigte, dass eine erhöhte Proteinkonzentration die Oligomerisierung auslöst, was darauf hindeutet, dass größere Oligomere bei hohen Konzentrationen stabiler sind. In Übereinstimmung damit produzierten die großen Oligomere in Kristallisationsversuchen Kristalle, während dies bei den Monomeren nicht der Fall war.Die Röntgenfluoreszenz sowohl von nativen als auch von Selenomethionin-markierten SP0092-Kristallen zeigte an, dass Zink in beiden Formen an das Protein gebunden war. Das anomale Signal wurde maximiert, indem die einfallende Röntgenwellenlänge auf die Röntgenabsorptionskanten von Zink oder Selen abgestimmt wurde. Anschließend wurde ein vollständiger anomaler Datensatz erhalten, und die automatisierte Analyse, die durch das Vorhandensein eines anomalen Signals ausgelöst wurde, erzeugte erste Karten der Proteinstrukturen.Die in diese ersten Karten eingebauten Modelle wurden dann verfeinert und validiert, um die endgültigen Modelle zu erstellen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie eine umfassende strukturelle Charakterisierung eines substratbindenden Proteins oder eines potenziellen Proteinziels durchführen können. Die Implikationen dieser Technik erstrecken sich auf die Entwicklung neuer Therapeutika für Myrocokken-Erkrankungen, da sie grundlegende Erkenntnisse für das strukturbasierte Design von Inhibitoren für diese Klasse von Proteinen liefern.Diese Methoden können auch auf substratbindende Proteine aus anderen Organismen angewendet werden, und sie können möglicherweise für jeden Proteintyp verwendet werden.

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