Name: Standardisierte Methode für Hochdurchsatz-Sterilisation von Arabidopsis Samen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 13 s
Description: Erfahren Sie eine standardisierte Methode zur Hochdurchsatz-Sterilisation von Arabidopsis-Samen mit Bleichlösung oder Chlorgas. Diese Technik optimiert Keimraten und verhindert mikrobielle Kontamination für genomische Studien.

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Wir möchte Gauri Datta Danke für ihre Hilfe bei der Vorbereitung experimentelle Materialien. Wir sind auch dankbar, Bettina Wittler und James Mann für die kritische Überprüfung des Manuskripts. Diese Arbeit wurde durch die NSF Stipendien DBI-1049341 und MCB-1143813 unterstützt.

1. Vorbereitung von 1 x Medium Murashige und Skoog (MS) <ol><li>hinzufügen 4.31 g MS basale Salzgemisch, 10 g Saccharose und 0,5 g 2-(N-Morpholino) Ethanesulfonic Säure (MES), ein Becher mit 0,8 L destilliertes Wasser und unter Rühren auflösen. Prüfen Sie und einstellen Sie der pH-Wert bis 5,7 mit 1 M Kalilauge (KOH). Hinzufügen von destilliertem Wasser zu 1 L.</li>
	<li>Teilen der Medien in zwei 1-Liter-Flaschen, 500 mL. Jede Flasche 5 g Agar-Agar hinzufügen. Halten Sie den Deckel lose.</li>
	<li>Autoklaven für 20 min bei 121 ° C, 15 Psi mit magnetischen Stir Bar in der Flasche.</li>
	<li>Nach dem Autoklavieren, stellen Sie die Flaschen auf einem Teller Rühren bei niedriger Drehzahl und ermöglichen das MS Medium auf 45-50 ° C abkühlen lassen (bis die Flasche mit bloßen Händen gehalten werden kann).</li>
	<li>Ausgehend von diesem Schritt, alle Schritte unter sterilen Bedingungen in einem Laminar-Flow-Haube. Hinzufügen von 500 µL Gamborg ' s Vitamin Lösung zu jeder Flasche und rühren Sie das MS-Medium, um die Vitamin-Lösung gleichmäßig zu verteilen.</li>
	<li>Platten, etwa die Hälfte der Tiefe der Platte decken genügend Medien gießen.</li>
	<li>Erlauben die Platten abkühlen bei Raumtemperatur ca. 1 h nach dem Agar zu erstarren lassen. 
	Hinweis: Wenn die Platten nicht sofort verwendet werden, wickeln Sie sie in Kunststoff und bei 4 ° C (Kühlschranktemperatur) zu speichern. Überdachte Platten, Boxen oder Rohre mit erstarrtem Agar können für mehrere Wochen bei 4 ° C in einem luftdichten Behälter gespeichert werden.</li>
</ol> 2. Sterilisation von Arabidopsis Samen mit Bleichmittel <ol><li>bereiten die MS Platten gemäß § 1 des Protokolls. Autoklaven 100 mL destilliertem Wasser zur gleichen Zeit wie der MS-Media. Verwenden Sie diese später als Spülwasser und zu helfen, die Samen zu unterbrechen um Beschichtung unterstützen. 
	Hinweis: Falls gewünscht, kann 0,8 % Agar Mischung (w/V) (z.B. Phytagar) auch autoklaviert in diesem Schritt werden. Die Agar-Mischung für destilliertes Wasser ersetzt werden kann, während der Beschichtung (Schritt 2.5.3.). Die zusätzliche Viskosität der Agar-Mischung macht es einfacher, Raum Samen auf der Platte oder Anlage in Zeilen ggf..</li>
	<li>Bereiten Sie 50 % (V/V) Bleichen Lösung zum Sterilisieren der Samen verwendet werden. Um Bleichmittel zu verdünnen, fügen Sie 100 mL von Bleichmittel zu 100 mL destilliertem Wasser hinzu. Das Bleichmittel-Lösung 50 µL Tween 20 Spülmittel hinzufügen. 
	Hinweis: Vorbereitete Bleichmittel-Lösung kann gelagert werden bis zu einem Monat, solange es nur unter sterilen Bedingungen geöffnet wird.</li>
	<li>Aliquoten 100 Samen zu einem Microcentrifuge Schlauch 1,5 mL.</li>
	<li>Sterilisieren Sie die Samen mit einer 50 %-Chloridlösung.
	<ol><li>In einem Laminar-Flow-Haube, 500 µL 50 % Bleichmittel-Lösung hinzufügen den Microcentrifuge Schlauch, die Samen enthält. Tippen Sie auf der Unterseite des Rohres, die Samen in das Bleichmittel-Lösung auszusetzen. 
		Hinweis: Alternativ ein Rotator oder Plattform Shaker verwendet werden die Samen suspendiert halten.</li>
	</ol></li> <li>Spülen Sie das Bleichmittel-Lösung aus der Tube.
	<ol><li>Nach 10 min, entfernen Sie das Bleichmittel-Lösung aus den Microcentrifuge Schlauch mit Hilfe einer Pipette oder eine Absauganlage mit einer Pipettenspitze am Ende ausgestattet.</li>
		<li>Hinzufügen 500 µL sterilem destilliertem Wasser am Rohr. Verschließen Sie das Röhrchen und kehren Sie um zu mischen. Lassen Sie Samen auf den Boden des Röhrchens abrechnen. Entfernen Sie Samen auf den Boden des Röhrchens niedergelassen haben, sorgfältig das Bleichmittel-Lösung durch pipettieren. Wiederholen Sie diesen Vorgang Spülprozess 6mal.</li>
		<li>Fügen Sie 1 mL autoklaviert destilliertem Wasser am Rohr, die Samen auszusetzen.</li>
	</ol></li> <li>Platte die sterilisierten Samen auf MS Platten.
	<ol><li>In einem Laminar-Flow-Haube, beschriften Sie die Unterseite der Platte mit dem Namen und dem aktuellen Datum MS.</li>
		<li>Gießen Sie die Samen aus den Microcentrifuge Schlauch auf die MS-Platte. Verbreiten Sie die Samen um die MS-Platte mit einer sterilen, Einweg-Impfkeimen Schleife oder einer sterilen Pipettenspitze. 
		Hinweis: Wenn Samen sind in Reihen gesät werden, eine Pipette mit 200 µL Spitze lässt sich individuell Samen in die gewünschten Positionen zu platzieren. Um den Fluss der Samen zu verbessern, kann zum Jahresende die Pipettenspitze von 3-5 mm mit einer Schere abgeschnitten werden. Eine unangebrachte Samen oder Cluster von Samen können dann neu positioniert werden oder getrennt, mit einer sterilen Einweg-Impfkeimen Schleife.</li>
		<li>Legen Sie die MS-Platte auf der Rückseite des die Laminar-Flow-Haube mit dem Deckel halb geschlossen. Das überschüssige Wasser von der MS-Platte verdunsten lassen.</li>
		<li>Setzen Sie den Deckel auf der MS-Platte. Siegel die MS-Platte durch das Einwickeln der Platte mit mikroporösen Papier chirurgische tape (siehe die Tabelle der Werkstoffe).</li>
	</ol></li></ol> 3. Sterilisation von Arabidopsis Saatgut mit Chlorgas <ol><li>bereiten die MS Platten gemäß § 1 des Protokolls. Autoklaven 100 mL destilliertem Wasser zur gleichen Zeit wie der MS-Media; Dies wird später verwendet, um dazu beitragen, die Samen zur Beschichtung Unterstützung auszusetzen. 
	Hinweis: Falls gewünscht, kann 0,8 % Agar Mischung (w/V) (z.B. Phytagar) auch autoklaviert in diesem Schritt werden. Die Agar-Mischung für destilliertes Wasser ersetzt werden kann, während der Beschichtung (Schritt 3.6.2.). Die zusätzliche Viskosität der Agar-Mischung macht es einfacher, Raum Samen auf der Platte oder Anlage in Zeilen ggf..</li>
	<li>Vor Beginn der Sterilisation, berechnen die Mengen an Bleichmittel und Salzsäure (HCl) erforderlich, um produzieren Chlorgas.
	<ol><li>Berechnen Sie die Menge an HCl benötigt, um die 6,1 % Cl 2 erforderlich für die Sterilisation produzieren.</li>
		<li>Verwenden Sie die folgende Formel: 
		<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/56587/56587eq1.jpg"> mit 7.000 mL als das Volumen des Behälters Sterilisation und 6,1 % Cl 2; errechnet sich das Volumen der HCl zu 3 mL. 
		Hinweis: Eine Tabelle, die für die Durchführung der Berechnung für verschiedene Volumina der Container und % Cl 2 programmiert als ergänzende Tabelle1 vorgesehen ist.</li>
	</ol></li> <li>Aliquoten 100 Samen in 0,5 mL Microcentrifuge Schlauch. Schließen Sie die Kappen für jedes Fläschchen, legen Sie die Fläschchen in einem Kunststoff-Rack und beiseite stellen. 
	Hinweis: Samen können für längere Zeit an dieser Stelle gespeichert werden, solange sie in einem ordnungsgemäßen Zustand befinden. Lagerbedingungen finden Sie in Abschnitt 3.3.2 des Protokolls von Rivero und Kollegen 4. 96-Well-Plattenformat kann auch verwendet werden.</li>
	<li>Bereiten Sie die Materialien notwendig, Chlor-Gas-Sterilisation durchzuführen.
	<ol><li>ihre Speicherorte Bleichmittel und HCl einzuholen.</li>
		<li>Schnitt ein Streifen von großen Paraffin film (siehe die Tabelle der Materialien), im Schritt 3.5.3 verwenden., Sterilisation Containers zu versiegeln.</li>
		<li>Legen Sie die Kunststoff-Behälter mit Deckel, in dem die Sterilisation in einer Dampfhaube stattfinden wird. Die Obergrenzen für die Saatgut-Fläschchen öffnen und legen Sie das gesamte Saatgut Rack innerhalb der Kunststoffbehälter.</li>
	</ol></li> <li>Chlor-Gas-Sterilisation bei Raumtemperatur durchführen. 
	Achtung: Arbeiten Sie mit Bleichmittel und Säure getrennt. Lassen Sie sich nicht entweder Flasche verschlossen, um das Risiko von Leckagen. Verwenden Sie geeignetsten persönliche Schutzausrüstung (PSA) einschließlich Handschuhe und einen Laborkittel. Wenn entweder Bleichmittel oder Säure auf Handschuhe spritzt, ändern Sie Handschuhe vor dem Umgang mit anderen Materialien. Entfernen Sie immer Handschuhe in der Dunstabzugshaube bei Bleichmittel oder Säure Kontamination.
	<ol><li>Eine 250 mL-Becherglas im Inneren des Behälters und 100 mL Bleichmittel. 
		Hinweis: Die Reaktion zwischen HCl und Bleichmittel erfordert mindestens 22 Bänden Übermaß an Bleichmittel. Die Reaktion wird die HCl zu konsumieren und bleichen durch die Freigabe von Cl 2 Gas mit Natriumchlorid (NaCl) und Wasser als Nebenprodukte. Mit einem großen Überschuss von Bleichmittel ermöglicht den Verbrauch von zusätzlichen HCl dährend der Entlüftung Periode, die verringert die Menge an Natriumbicarbonat (Nahco3 3) benötigt, um die Lösung für die Entsorgung neutralisieren. 
		Vorsicht: Der Becher ist mindestens zweimal das flüssige Gesamtvolumen des Bleiche + HCl. Dies verhindert Spritzer Flucht das Becherglas während der nächste Schritt, die Samen beschädigen, Kleidung bleichen oder exponierten Haut verbrennen können.</li>
		<li>Verleihen den Becher mit der Bleiche 3 mL HCl. 
		Achtung: Die erste Reaktion entstehen Bläschen, vor allem bei Gaskonzentrationen 6,1 % höher. Ein lang-sleeved Kittel ist für diesen Schritt notwendig.</li>
		<li>Schließen die Sterilisation-Container und verschließen Sie diese sofort mit Paraffin Film.</li>
		<li>Überwachung des Sterilisation Containers während der Sterilisation Zeit Gas Anhäufung sicherzustellen, die Anhäufung von Chlorgas als ein schwaches gelb Dunst im Inneren des Behälters sichtbar sein soll. 
		Achtung: Überprüfen Sie in regelmäßigen Abständen Sterilisation Containers um sicherzustellen, dass der Druck im Inneren des Deckels nicht unseated hat oder paraffin Film. Wenn der Deckel hat abgewählt oder Paraffin-Film hat Lose kommen, schließen Sie den Deckel und sorgfältig wickeln Sie den Behälter mit einer zusätzlichen Schicht von Paraffin Film.</li>
		<li>Nach 1 h-Sterilisation, öffnen Sie den Container durch Entfernen des Paraffin-Films und Öffnen des Deckels an der Ecke. Den Container, vent für 3 h die Reaktion und das Chlorgas beseitigen lassen.</li>
		<li>Schließen die Kappen von den alle Mikrozentrifugenröhrchen im Samen Rack. 
		Hinweis: Sterilisierte Samen können gespeichert werden, bis zum Zeitpunkt der Galvanik, solange sie in trockenem Zustand gespeichert werden.</li>
		<li>Entfernen Sie die Samen-Ständer und legen Sie sie in eine laminare Strömung Kapuze.</li>
		<li>Neutralisieren Chlor Gas Reaktion <ol><li>Add 1,5 g Nahco3 3 Pulver langsam in das Becherglas mit dem Bleichmittel/HCl-Lösung und rühren mit einem Glasstab Nahco3 3 in Lösung aufzulösen. Fügen Sie weitere hinzu Nahco3 3 bis Kohlendioxid (CO 2) Gasblasen bilden aufgehört haben. 
			Achtung: Fügen Sie langsam um Spritzer zu vermeiden. Verwenden Sie geeignete PSA einschließlich Handschuhe und einen Laborkittel.</li>
			<li>Testen Sie den pH-Wert der Lösung mit pH-Streifen oder ein pH-Meter. Fügen Sie zusätzliche Nahco3 3, bei Bedarf kann bis der pH-Wert der Lösung neutral (pH 7,0). An dieser Stelle die Lösung aus der Dunstabzugshaube entfernt und gemäß aller geltenden Entsorgung Richtlinien entsorgt werden kann. 
			Achtung: Wenn Geruch bei der Entsorgung bemerkt wird, dann die Lösung sollte sofort zurückgegeben werden, der Dampfhaube.</li>
		</ol></li></ol></li> <li>Platte die sterilisierten Samen auf MS Platten.
	<ol><li>In einem Laminar-Flow-Haube, beschriften Sie die Unterseite der Platte mit dem Namen und dem aktuellen Datum MS.</li>
		<li>Hinzufügen 500 µL von sterilisierten destilliertem Wasser auf jeder Microcentrifuge Schlauch, die Samen auszusetzen. Samen auf der MS Teller gießen und verbreiten die Samen gleichmäßig um die Platte mit einer sterilen, Einweg-Impfkeimen Schleife oder einer sterilen Pipettenspitze.</li>
		<li>Legen Sie die MS-Platte auf der Rückseite des die Laminar-Flow-Haube mit dem Deckel halb geschlossen. Das überschüssige Wasser von der MS-Platte verdunsten lassen.</li>
		<li>Setzen Sie den Deckel auf der MS-Platte. Die MS Dichtplatte durch Umwickeln der Platte mit mikroporösen chirurgische Papierband.</li>
	</ol></li></ol> 4. Wachstum von Arabidopsis auf MS Platten <ol><li>legen Sie die Platten mit den Deckel oben für drei Tage bei 4 ° c und Umgebungsfeuchte. 
	Hinweis: Dieser Vorgang wird als Schichtung und dient dazu, die Keimung der einzelnen Samen synchronisieren.</li>
	<li>Die Platten auf das Wachstum Umfeld übertragen.
	<ol><li>Pflegen Temperatur bei 23 ° C und Lichtintensität bei 120-150 µmol/m 2 s mit 16 h Licht / dunkel 8 h Photoperiode. Teller flach in der Umgebung wachsen mit dem Deckel auf der Oberseite zu platzieren, damit die Wurzeln in das Medium wachsen.</li>
	</ol></li> <li>Lassen Sie die Sämlinge auf Platten für 8 Tage wachsen. 
	Hinweis: Eine 8-tägige Vegetationsperiode kann spät keimenden Samen zu keimen. Platten können frühestens 8 Tage gewertet werden, ob alle Samen gekeimt haben.</li>
	<li>Punkten die Keimrate.
	<ol><li>Rekord die Anzahl der Samen, die gekeimt haben und die nicht gekeimt haben. Keimrate zu berechnen, indem die Anzahl der Samen, die gekeimt haben durch die Gesamtzahl der Samen auf der Platte. 
		Hinweis: Keimung wird gezählt, wenn die Keimwurzel außerhalb der Samenschale projiziert hat und die zwei Keimblätter sichtbar sind.</li>
		<li>Auch die Anzahl der Samen von Form, um die Wirksamkeit der Sterilisationsbedingungen betroffen.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Weigel, D., Glazebrook, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWeigel%2C+D+%22Arabidopsis%3A+a+laboratory+manual%22">Arabidopsis: a laboratory manual</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, N.Y. (2002).</li>
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</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Beim Anbau von Arabidopsis Samen auf sterile Medien muss irgendeine Form der Sterilisation angewendet werden. Bleichmittel und Chlor-Gas-Sterilisation-Behandlungen führen zu ähnlichen Keimen Rate und Schimmel Wachstumshemmung. Keine Sterilisation Methode bewirkt eine signifikante Reduktion Keimrate für Samen mit potenziellen hohe Keimung; Bleichmittel Sterilisation empfiehlt jedoch für Leitungen mit niedriger Keimung Potenzial (20-70 %), aufgrund der geringen, wenn auch nicht signifikant, Verbesserung der Keimrate im Vergleich zu Gassterilisation (Abbildung 3A).
Arabidopsis Samen mit Bleichmittel Konzentrationen von 40-100 % für bis zu 10 Minuten sterilisieren bietet zufriedenstellende Keimung Prozentsätze und effektive Form der Unterdrückung. Obwohl Chlorid-Konzentrationen von weniger als 40 % bieten ausreichende Sterilisation für die meisten Saatgutpartien, mit einer Konzentration von 40 % oder höher garantiert effektive Sterilisation der auch stark verschmutzte Saatgutpartien. Es ist wichtig, keine 10 min der Sterilisation überschreiten bei Chlorid-Konzentrationen gleich oder höher als 80 % hohen Mortalität und Mängel in der Sämling-Entwicklung zu vermeiden.
Behandlung von Arabidopsis Samen mit Chlor-Gas-Konzentrationen von 6,1 % oder 16,5 % für 1 h führt zu hohen Keimungsraten und angemessene Schimmel Beseitigung. Niedrige Chlor-Gas-Konzentration (2,1 %) kann erfolgreich eingesetzt werden, mit zunehmender Dauer der Sterilisation bis 3 h.
Wenn einige Zeilen werden sterilisiert müssen, wird Flüssigkeit Sterilisation in einer Lösung von 50 % Bleichmittel für 10 min empfohlen. Für eine größere Zahl von Linien ist Gassterilisation mit einer Gaskonzentration von 6,1 % für 1 h eine bessere Option, da viele Zeilen schnell und einfach mit weniger Manipulation sterilisiert werden können.
Unsere Ergebnisse liefern standardisierte Bedingungen für die Sterilisierung, große Anzahl von Samen der verschiedenen Genotypen und die Samen mit potenziellen niedriger Keimung. Die einzige Einschränkung dieser Sterilisation-Techniken ist, dass sie auf die Samen mit Keimungsraten weniger als 20 % durch umfangreiche Samen Sterblichkeit angewendet werden können. Alternative Methoden, wie Beschallung17, Keimrate bei fehlender Sterilisation erhöhen können in diesen Fällen vorteilhaft sein.

Arabidopsis thaliana (Arabidopsis) ist eine erstklassige Modellorganismus für Grundlagen- und angewandte Forschung im Werk Biologie1,2,3. Während Standardbedingungen für Arabidopsis Wachstum gut etablierte4wurden, wurde die Wirkung der Samen Sterilisation auf Saatgut Lebensfähigkeit nicht rigoros getestet. Feste Medien in Platten oder Kisten werden routinemäßig verwendet, um Wachstum von Arabidopsis Sämlinge für viele experimentelle Anwendungen, wie z. B. Identifizierung von homozygot letale Mutanten in einer Trennung Bevölkerung, Beobachtung von schießen und Wurzel Phänotypen zu früh zu erleichtern Stufen, Isolierung von Pathogen-freies Gewebe, Sammlung von großen Mengen an Sämling Gewebe, Auswahl der Transformanten oder resistente Pflanzen und Bewertung der Keimung1,2,3,4 . Samen von Pflanzen in einem Gewächshaus geerntet oder Wachstum Kammer gelegentlich mit Mikroorganismen und Staub verunreinigt sind. Wachstum von Arabidopsis Sämlinge auf verschiedene Arten von sterilen Medien erfordert vorherige Samen Sterilisation, mikrobielle Verunreinigungen wie Pilze und Bakterien auf der Oberfläche der Samen zu entfernen. Die Verwendung eines wirksamen Samen Sterilisation Regimes ist entscheidend für ein ausgewogenes Verhältnis von hohen Keimung, minimale Verunreinigung und kräftiges Pflanzenwachstum.
Die zwei am häufigsten verwendeten Methoden zur Arabidopsis Samen Sterilisation basieren auf kommerzielle Bleichmittel (Flüssigkeit-Phase) und Chlor-Gas (Dampf-Phase). Verschiedene Verfahren sind eingesetzt worden, für beide Flüssigkeit-Phase Sterilisation1,4,5,6,7,8,9 , 10 und Dampfphase Sterilisation von Arabidopsis Samen8,10,11,12,13,14,15 ,16. Während diese Verfahren wirksam bei Saatgut Sterilisation der eingesetzten Genotypen zu erreichen gewesen, wurde jedoch eine detaillierte Analyse der Auswirkungen der verschiedenen Sterilisation Behandlungen auf die Samen der verschiedenen Genotypen nicht berichtet. Daher ist die Optimierung dieser Sterilisation Verfahren erforderlich, um die Bedingungen zu definieren, in denen effiziente Sterilisation mit hohe Keimrate kombiniert wird.
The Arabidopsis Biological Resource Center (ABRC) ist einzigartig positioniert, um (a) Saatgut Lebensfähigkeit einer Vielzahl von unterschiedlichen Genotypen in der Sammlung und (b) nutzen Sie die Qualitätskontrollverfahren intern angewendet und als Reaktion auf Nutzer-Feedback zu testen über die Keimung der Samen. Die Ziele der hier vorgestellten Experimente waren die Auswirkungen der verschiedenen Sterilisationsverfahren auf die Keimung der Samen von einer Reihe von Arabidopsis Genotypen zu bestimmen. Optimierte Sterilisationen, die hohen Keimungsraten führen und gleichzeitig minimale Pathogenkontamination präsentieren für Bleichmittel und Chlor-Gas-Sterilisation.

standardisierte methode für hochdurchsatz-sterilisation von arabidopsis samen

Standardized Method for High-throughput Sterilization of Arabidopsis Seeds

Arabidopsis thaliana (Arabidopsis) Sämlinge müssen oft auf sterile Medien angebaut werden. Dies erfordert eine vorherige Samen Sterilisation das Wachstum von mikrobiellen Verunreinigungen auf der Oberfläche der Samen zu verhindern. Derzeit sind Arabidopsis Samen sterilisiert, mit zwei unterschiedlichen Sterilisationstechniken in Bedingungen, die unterscheiden sich leicht zwischen Labors und nicht standardisiert wurden, häufig mit dem Ergebnis nur teilweise effektive Sterilisation oder übermäßige Samen Sterblichkeit. Die meisten dieser Methoden sind auch nicht leicht skalierbar, um eine große Anzahl von Samen Linien der verschiedenen Genotypen. Technologien für Hochdurchsatz-Analyse von Arabidopsis weiterhin vermehren, werden standardisierte Techniken für die große Anzahl von Samen der verschiedenen Genotypen Sterilisierung unerlässlich für die Durchführung derartiger Experimente immer. Die Beantwortung einer Reihe von Arabidopsis Linien zwei verschiedene Sterilisationstechniken wurde anhand des Samen Keimrate und das Niveau der Verunreinigung des Saatgutes mit Mikroben und anderen Krankheitserregern. Die Behandlungen enthalten verschiedene Konzentrationen der Sterilisierung von Agenten und Zeiten der Exposition, kombiniert, um optimale Bedingungen für Arabidopsis Samen Sterilisation zu bestimmen. Optimierte Protokolle wurden für zwei verschiedene Sterilisationsverfahren: Bleach (Flüssigkeit-Phase) und (Cl2) Chlorgas (Dampf-Phase), beide was zu hohen Keimungsraten und minimale mikrobieller Kontamination. Das Dienstprogramm dieser Protokolle wurde durch die Erprobung von Wildtyp und Mutanten Samen mit einer Reihe von Keimen Potenziale dargestellt. Unsere Ergebnisse zeigen, dass Samen wirksam sterilisiert werden können mit beiden Methoden ohne übermäßige Samen Mortalität, obwohl nachteilige Auswirkungen der Sterilisation für Samen mit niedriger als optimale Keimung Potenzial beobachtet wurden. Darüber hinaus wurde eine Formel entwickelt, um Forscher luftdichten Behältern in verschiedenen Größen die standardisierte Chlor Gas Sterilisationsbedingungen zuweisen können. Die hier beschriebenen Protokolle ermöglichen einfache, effiziente und kostengünstige Samen Sterilisation für eine große Anzahl von Arabidopsis Linien.

Arabidopsis Samen aus eine offene Feld, im Gewächshaus oder Wachstum Kammer sind manchmal durch verschiedene Mikroorganismen wie Pilze und Bakterien1,4kontaminiert. Keimende Samen auf sterile Medien kann besonders schwierig wegen der Verschmutzung der Platten, vor allem, wenn die Versorgung mit Saatgut begrenzt ist. Das optimierte Protokoll für Bleichmittel und Chlor Gassterilisation, deren Ergebnisse nachfolgend präsentiert werden, dieses Problem minimiert und bewahrt die Lebensfähigkeit von Samen für Anwendungen mit hohem Durchsatz.
Auswirkungen der Bleichmittel Sterilisation auf das Keimen der Samen von Arabidopsis Col-0
Bleach ist der am häufigsten verwendeten Agent für Saatgut Sterilisation in zahlreichen Pflanzenarten. Die optimale Konzentration der Sterilisation-Agent und die Belichtungszeit variiert zwischen den Arten. Eine Reihe von Protokollen beschäftigt mit Bleichmittel für die Sterilisation von Arabidopsis Samen1,4,5,6,7,8,9 , 10. vier unterschiedliche Konzentrationen von Bleichmittel mit fünf verschiedenen Belichtungszeit Perioden wurden getestet und die Ergebnisse präsentieren wir Abbildung 1. Die Behandlungen wurden auf Columbia Wildtyp (Col-0) Samen angewendet. Die Wirkung des Bleiche Konzentration auf das Keimen der Samen Col-0 variiert je nach der Sterilisation beweist eine signifikante Wechselwirkung zwischen Bleichmittel Konzentration und Zeit der Sterilisation (Abbildung 1, P &lt; 0,001, ANOVA-Analyse der Varianz).
Behandlungen mit allen Chlorid-Konzentrationen führte in den Experimenten mit Sterilisation Zeit zwischen 5 und 10 min ebenso hohe Keimrate von Col-0 Samen (Abbildung 1). Hohen Keimungsraten wurden auch Haushaltsbleiche Konzentrationen von 40 % und 50 % für alle Sterilisation Zeiten beobachtet. Behandlungen mit 80 % und 100 % Bleichmittel für Zeiträume von mehr als 10 min führte zu einer signifikanten Abnahme der Keimrate im Vergleich zu den durchnässten verkürzt (P &lt; 0,01, ANOVA). Darüber hinaus für 80 % und 100 % Behandlungen für 20 min Chlorid, Keimung wurde signifikant verringert im Vergleich zu den entsprechenden 40 % und 50 % Bleichmittel Behandlungen (P &lt; 0,001, ANOVA).
Samen angezeigt verschiedenen Ebenen der bleichen und Ausdörrende Verwendung hohe Chlorid-Konzentrationen für 15 Minuten oder länger. Zusätzlich zu den relativ hoch (bis zu 32 %) Samen Sterblichkeit, gekeimte Samen sterilisiert in diesen Bedingungen zeigte oft Wachstumsstörungen, spiegelt sich in ein Versagen der Keimblätter und Hypocotyle, zu entfalten und zu verlängern, was zu Entwicklungsstörungen Verhaftung. Die meisten Behandlungen (14 von 20) wurden völlig Schimmel-frei, was zu Schimmel Ebene Gesamtdurchschnitt von 0,21 % ± 0,003 (Tabelle 1).
Eine Behandlung mit 50 % Bleichmittel und einer Einwirkzeit von 10 min wurde als das beste Sterilisation Regime ausgewählt, weil es hohe Keimung Prozentsatz mit guten Hemmung des Wachstums der Oberfläche Pathogen kombiniert. Diese Behandlung wurde ausgewählt, um die Wirkung der Bleichmittel Sterilisation auf verschiedenen Mutante Linien zu testen, wie unten beschrieben.
Auswirkungen von Chlor-Gas-Sterilisation auf das Keimen der Samen Col-0
Um Chlor Gas Sterilisationsbedingungen zu optimieren, wurden drei unterschiedliche Konzentrationen von Chlorgas zur Col-0 Samen für zwei Zeiträume (Tabelle 2) zu sterilisieren. Die Gaskonzentration war das Volumen der konzentrierten HCl und das Volumen des Behälters Sterilisation unter Verwendung der folgenden Gleichung berechnet:
<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/56587/56587eq2.jpg">
Diese Gleichung wurde abgeleitet, mit dem idealen Gas-Gesetz angenommen, 12,3 M HCl, einer Temperatur von 23 ° C und standard atmosphärischen Druck von 101,3 kPa.
Die Wirkung von Chlor-Gas-Konzentration auf das Keimen der Samen Col-0 wurde gezeigt, dass die Zeit der Sterilisation davon abhängen, wie durch eine signifikante Wechselwirkung zwischen der Zeit und der Konzentration Faktoren angegeben (Abbildung 2A, P &lt; 0,01, ANOVA) . Chlor-Gas-Konzentration hatte keinen signifikanten Einfluss auf das Keimen der Samen der Col-0 1 h Sterilisation unterzogen. Mit diesmal Sterilisation alle Konzentrationen von Chlorgas gefördert ähnlich hohe Keimfähigkeit, über 85 % (P &gt; 0,05, ANOVA). Auf der anderen Seite ein 3 h lang Sterilisation ergab einen signifikanten Rückgang der Keimrate für die höchste Konzentration von Chlorgas, verglichen mit den beiden unteren Gaskonzentrationen (P &lt; 0,05, ANOVA). Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass Behandlungen von Arabidopsis Samen mit keinem der getesteten Chlor Gaskonzentrationen für 1 h oder mit Gaskonzentrationen unter 16,5 % für 3 h ebenso wirksam Samen Lebensfähigkeit zu erhalten sind, da die Keimrate immer größer wurden über 82 %. Samen für 3 h mit 16,5 % Gas sterilisieren war jedoch nachteilig auf die Samenkeimung.
Das Auftreten von Schimmel war auch abhängig von der Gaskonzentration und Belichtungszeit. Schimmelbildung war effektiv mit der relativ hohen Konzentrationen von 6,1 % und 16,5 % Chlorgas für 1 h dauernden Behandlung und alle Gaskonzentrationen für 3 h (Abbildung 2 b) gehemmt.
Basierend auf diesen Ergebnissen wurde eine Behandlung mit einer Gaskonzentration von 6,1 % für 1 h (Tabelle 2) als die besten Dampfphase Sterilisation Zustand ausgewählt, testen Sie die Wirkung der Gassterilisation auf verschiedenen Mutante Linien, da es hohe Keimung Rate kombiniert ( 85 %) mit sehr niedrigen Niveau von Schimmel Verschmutzung (0,02 %).
Auswirkungen der Bleiche und Chlor Gassterilisation auf Samen mit verschiedenen Keimen potenzielle
Statistische Analyse ergab, dass die Keimung Sterilisationsmethoden abhängig von der Keimung Potenzial der Linien reagierte auf (Abb. 3A, P &lt; 0,01, ANOVA). Weder Bleichmittel noch Chlor-Gas-Sterilisation reduziert die Keimfähigkeit der Samen mit hoher Keimung potenzielle (Gruppen 4 und 5). Keine Behandlung wirkten sich auf die ohnehin schon niedrige Keimungsrate der Gruppe mit der niedrigsten KeimungPotenzial (Gruppe 1). Im Gegensatz dazu Chlor Gassterilisation führte zu einer deutlichen Verringerung von ca. 12-18 % (P &lt; 0,01, ANOVA) in die Keimung der Samen mit mittleren Keimung Potenzial (Gruppen 2 und 3). Bleichmittel Sterilisation verringert auch Keimrate von 13 % der Gruppe 2, aber es nicht zu verringern die Keimrate von Gruppe 3. Zwar gab es keinen signifikanten Unterschied in Keimrate zwischen dem Bleichmittel und Chlor Gas Behandlungen in einer beliebigen Gruppe von Keimen (Abb. 3A, P &gt; 0.442, ANOVA), Samen sterilisiert mit Bleichmittel haben eine etwas höhere Keimrate als Gas sterilisiert Saatgut in allen Gruppen der Keimung.
Sterilisation-Behandlungen signifikant verändert (P &lt; 0,001, ANOVA) Prozent der Samen von Schimmel (Abb. 3 b) betroffen. Beide Chlor Gas und Bleichmittel Sterilisation führten zu weniger Schimmelbildung (P &lt; 0,05, ANOVA) im Vergleich zu keine Sterilisation. Es gab keinen Unterschied in der Form-Ebene zwischen Gas und Bleichmittel Sterilisation in einer beliebigen Gruppe festgestellt (Abb. 3 b, P &gt; 0,4, ANOVA).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56587/56587fig1.jpg"> 
Abb. 1: Auswirkungen von Bleichmittel Konzentration und Sterilisation Zeit auf das Keimen der Samen von Arabidopsis Col-0. Werte sind Mittel ± SD aus 5 unabhängigen Wiederholungen des Experiments gewonnen. * zeigt signifikante Unterschiede im Vergleich zu den 5 min einweichen Dauer für eine Reihe von Chlorid-Konzentrationen (P &lt; 0,01, ANOVA). #zeigt erhebliche Unterschiede von 80 % und 100 % Chlorid-Konzentrationen im Vergleich zu 40 % und 50 % für 20 min Zeit (P &lt; 0,01, ANOVA). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56587/56587fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56587/56587fig2.jpg"> 
Abbildung 2: Auswirkungen von Chlor gas-Konzentration und Sterilisation Zeit auf Arabidopsis Col-0 Samen. (A) Keimrate und (B) Schimmel-Ebene. Fehlerbalken darzustellen Mittel ± SD 5 biologische und 5 technische Wiederholungen des Experiments entnommen. Bedeutet, dass einen Brief nicht teilen sind signifikant unterschiedlich (P &lt; 0,05, ANOVA). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56587/56587fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56587/56587fig3.jpg"> 
Abbildung 3: Auswirkungen der Bleiche und Chlor Gassterilisation auf Samen mit verschiedenen Keimen potenzielle. (A) Keimrate und (B) Schimmel-Ebene. Die 100 Zeilen SALK T-DNA wurden in fünf Gruppen entsprechend ihrer Keimung potenzielle definiert als die Keimungsrate in Ermangelung jeder Sterilisation Agent eingestuft. Die Gruppen basierend auf die Keimrate waren wie folgt: Gruppe 1 (0-20 %), Gruppe 2 (21-50 %), Gruppe 3 (51-70 %), Gruppe 4 (71-90 %) und Gruppe 5 (91-100 %). Die Linien wurden nach dem Zufallsprinzip ausgewählt und ihre potenziellen Keimung Genotyp nicht abhängig. Werte sind Mittel ± SD aus drei unabhängigen Wiederholungen des Experiments gewonnen. Buchstaben ("a", "Ab", "C", etc.) über jeden Wert zeigen die statistischen Gruppierungen der Kategorie Mittel. Bedeutet, dass einen Brief nicht teilen sind signifikant unterschiedlich (P &lt; 0,05, ANOVA). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56587/56587fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td rowspan="2">Sterilisation-Zeit (min)</td>
			<td colspan="4">Chlorid-Konzentration (%)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40</td>
			<td>50</td>
			<td>80</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5</td>
			<td>0,00 %</td>
			<td>0,00 %</td>
			<td>0,00 %</td>
			<td>2.13 %</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8</td>
			<td>0,00 %</td>
			<td>0,00 %</td>
			<td>0,00 %</td>
			<td>0,00 %</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10</td>
			<td>0,00 %</td>
			<td>0,50 %</td>
			<td>0,00 %</td>
			<td>0,36 %</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15</td>
			<td>0,00 %</td>
			<td>0,00 %</td>
			<td>0,00 %</td>
			<td>0,68 %</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20</td>
			<td>0,19 %</td>
			<td>0,28 %</td>
			<td>0,00 %</td>
			<td>0,00 %</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabelle 1: Schimmel Maß an Bleichmittel sterilisiert Col-0 Samen.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Bleichmittel</td>
			<td>HCl</td>
			<td>Zeit</td>
			<td rowspan="2">% Chlorgas (Mol Cl2/mol total Gas)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(mL)</td>
			<td>(mL)</td>
			<td>(h)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25</td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>2.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25</td>
			<td>1</td>
			<td>3</td>
			<td>2.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100</td>
			<td>3</td>
			<td>1</td>
			<td>6.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100</td>
			<td>3</td>
			<td>3</td>
			<td>6.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>200</td>
			<td>9</td>
			<td>1</td>
			<td>16.5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>200</td>
			<td>9</td>
			<td>3</td>
			<td>16.5</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabelle 2: Chlor (Cl2) gas-Sterilisation Behandlungen auf Columbia Wildtyp Samen mit einem 7 L-Container.
Zusätzliche Tabelle 1: Eine Tabelle, die für die Durchführung der Berechnung für verschiedene Volumina der Container und % Cl2programmiert. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56587/Supplemental_Table%20_1.xlsx" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterladen.</a>

Das Ziel dieser Studie war es, die Auswirkungen der Bleichmittel und Chlor-Gas-Sterilisation auf die Keimung der Samen von einer Reihe von Arabidopsis Genotypen auf sterile Medien gewachsen zu bestimmen. Optimierte Sterilisation Protokolle wurden entwickelt, um das Wachstum von mikrobiellen Verunreinigungen gleichzeitig zufriedenstellend Samen überleben zu verhindern.

Standardisierte Methode für Hochdurchsatz-Sterilisation von Arabidopsis Samen

Arabidopsis thaliana (Arabidopsis) seedlings often need to be grown on sterile media. This requires prior seed sterilization to prevent the growth of ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, standardisierte Bedingungen für eine erfolgreiche Saatgutsterilisation einer großen Anzahl von Arabidopsis-Genotypen zu schaffen und gleichzeitig das mikrobielle Wachstum zu verhindern. Diese Methode ermöglicht es Ihnen, Hunderte von Saatgutproben gleichzeitig zu sterilisieren und so einen kritischen Schritt bei der Vorbereitung von Pflanzenmaterial in den Bereichen Genomik, Proteomik, Metabolomik und anderen Hochdurchsatzstudien zu vereinfachen. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie Bedingungen bietet, unter denen eine effiziente Sterilisation mit einer hohen Keimrate für eine große Anzahl von Saatgutproben kombiniert wird.Bereiten Sie zunächst eine 50%ige Bleichlösung mit destilliertem Wasser vor. Füge zu je 200 Millilitern Bleichlösung 50 Mikroliter TWEEN 20 Waschmittel hinzu. Die Bleichlösung kann bis zu einem Monat gelagert werden, solange sie nur unter sterilen Bedingungen geöffnet wird.Als nächstes aliquotieren Sie 100 Samen in ein 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen. Dies kann manuell oder mit Hilfe eines speziell angefertigten Säroboters erfolgen. Geben Sie nun in einer Laminar-Flow-Haube 500 Mikroliter der 50%igen Bleichlösung zu den Samen.Übertragen Sie dann die Röhrchen in einen Rotator und inkubieren Sie die Samen 10 Minuten lang unter leichtem Rühren im Bleichmittel. Saugen Sie nach 10 Minuten die Bleichlösung aus den Röhrchen ab und entfernen Sie so viel wie möglich. Fügen Sie dann 500 Mikroliter steriles destilliertes Wasser hinzu und drehen Sie die Röhrchen um, um sie zu mischen.Lassen Sie die Samen absetzen, saugen Sie dann das Wasser ab und ersetzen Sie es durch ein anderes Aliquot, um die Samen erneut zu waschen. Führen Sie insgesamt sechs solcher Wäschen mit sterilisiertem destilliertem Wasser durch. Sobald die Samen gründlich mit Wasser gewaschen wurden, suspendieren Sie sie in einem Milliliter Wasser, bevor Sie sie anrichten.Berechnen Sie vor Beginn des Sterilisationsprozesses die Mengen an Bleichmittel und Salzsäure, die zur Herstellung von Chlorgas erforderlich sind. Verwenden Sie die angegebene Gleichung, um das empfohlene Chlorgas von 6 % zu erhalten. Stellen Sie sicher, dass Sie das HCl-Volumen genau berechnen, das erforderlich ist, um eine erfolgreiche Sterilisation zu gewährleisten und Spritzer zu vermeiden.Achten Sie darauf, während dieses Protokolls Handschuhe und einen Laborkittel zu tragen, und wechseln Sie die Handschuhe, wenn sie mit Säure oder Bleichmittel benetzt werden. Schieben Sie die Samenfläschchen unter einem Abzug mit offenem Deckel in ein Gitter. Stellen Sie dann das Gestell in einen Kunststoffbehälter, in dem die Sterilisation stattfinden kann, und bereiten Sie Paraffinfolienstreifen vor, um den Deckel mit dem Behälter abzudichten.Befülle nun das Becherglas mit 100 Millilitern Bleiche und setze dann ein 250-Milliliter-Becherglas hinein. Die Verwendung eines Überschusses an Bleichmittel ist ein Sicherheitsmerkmal und das Becherglas sollte mindestens das doppelte Volumen der darin enthaltenen Lösung haben. Gehen Sie auch immer getrennt mit dem Bleichmittel und den Säuren um.Geben Sie dann drei Milliliter Salzsäure in das Becherglas, verschließen Sie dann sofort den Behälter und verschließen Sie ihn mit Parafilm. Überwachen Sie den Behälter eine Stunde lang, um sicherzustellen, dass sich das Gas während der Sterilisation ansammelt. Chlorgas sollte entweder als schwacher gelber Schleier im Inneren des Behälters sichtbar sein oder die Lösung kann auf Gelbfärbung überprüft werden.Überprüfen Sie regelmäßig die Dichtung am Behälter. Wenn sich der Deckel löst oder sich die Paraffindichtung zu lösen beginnt, verschließen Sie den Deckel wieder fest mit einer zusätzlichen Schicht Paraffinfolie. Öffnen Sie nach der einstündigen Sterilisation eine Ecke des Behälters, um das Gas über einen Zeitraum von drei Stunden abzulassen.Verschließen Sie nach drei Stunden Entlüftung alle Röhrchen und lagern Sie die sterilisierten Samen unter trockenen Bedingungen, bis sie plattiert sind. Neutralisieren Sie nun die Reaktion, indem Sie langsam 1,5 Gramm Natriumbicarbonatpulver hinzufügen und dabei mit einem Glasstab umrühren, um die Feststoffe aufzulösen. Fügen Sie so lange Natriumbicarbonat hinzu, bis sich die Kohlendioxid-Gasblasen nicht mehr bilden.Messen Sie dann den pH-Wert der Lösung und fügen Sie bei Bedarf zusätzliches Natriumbicarbonat hinzu, bis der pH-Wert neutral ist. Sofern die Lösung nicht stinkt, kann sie entsorgt werden. Andernfalls warten Sie, bis sich alle Gerüche verflüchtigt haben.Geben Sie 500 Mikroliter sterilisiertes destilliertes Wasser in jedes Röhrchen mit gassterilisiertem Saatgut. Gießen Sie dann die Samen auf eine MS-Platte und verteilen Sie sie gleichmäßig mit einer sterilen Einweg-Impfschlaufe oder einer sterilen Pipettenspitze. Nach drei Tagen Samenschichtung bei vier Grad Celsius werden die Platten auf 23 Grad Celsius mit 16 Stunden täglicher Lichteinwirkung übertragen.Halten Sie die Deckel oben, so dass die Wurzeln in das Medium hineinwachsen. Nach acht Tagen Wachstum bewerte Du den Anteil der Samen, die gekeimt sind. Die Keimung wird gezählt, wenn das Radikal aus der Samenschale herausragt und die beiden Keimblätter sichtbar sind.Zählen Sie auch die Anzahl der von Schimmel befallenen Samen, um die Wirksamkeit der Sterilisationsbedingungen zu bestimmen. Vier verschiedene Konzentrationen von Bleichmittel bei fünf verschiedenen Expositionszeiten wurden an Columbia-Wildtyp-Saatgut getestet. Hohe Bleichkonzentrationen beeinträchtigten die Keimung bei zu viel Exposition.Es wurden jedoch hohe Keimraten mit 40 und 50 % Bleiche zu allen Expositionszeiten beobachtet. Saatgut, das mit hohen Bleichkonzentrationen sterilisiert wurde, hatte eine hohe Mortalität und wies oft Wachstumsfehler auf, war aber in der Regel völlig schimmelfrei. Es wurde festgestellt, dass die Sterilisation mit 50 % Bleiche für 10 Minuten das optimale Gleichgewicht zwischen Schimmelpilzhemmung und gesunder Keimung aufweist.Um die Bedingungen für die Sterilisation von Chlorgas zu optimieren, wurden drei verschiedene Konzentrationen von Chlorgas verwendet, um Columbia-Wildtyp-Saatgut über zwei verschiedene Zeiträume zu sterilisieren. Es gab eine signifikante Wechselwirkung zwischen Zeit und Gaskonzentration. Nach einer Stunde gab es keine Auswirkungen auf die Keimung, während die höchste Gaskonzentration nach drei Stunden nachteilig war.Daher wurde eine einstündige Sterilisationszeit gewählt. Das Schimmelwachstum wurde wirksam durch dreistündige Gasexpositionen oder durch einstündige Expositionen mit sechs oder 17 % Gas gehemmt. So wurde eine Gaskonzentration von 6 % für eine Stunde als optimal für die Keimung und Schimmelpilzhemmung bestimmt.Einmal gemeistert, kann diese Technik verwendet werden, um Hunderte von Samenlinien pro Tag erfolgreich zu sterilisieren, wenn sie richtig durchgeführt wird. Gassterilisiertes Saatgut kann auch über einen längeren Zeitraum unter trockenen Bedingungen gelagert werden. Wenn Sie dieses Verfahren versuchen, ist es wichtig, daran zu denken, die bereitgestellten Gleichungen zu verwenden, um die erforderlichen Mengen an HCl und Bleiche zu berechnen.Im Anschluss an dieses Verfahren können andere Methoden wie genomweite Assoziationsstudien durchgeführt werden, um eine Vielzahl verschiedener Genotypen und die interessierenden Phänotypen zu verknüpfen. Viel Glück bei Ihren Experimenten.

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