Name: Beurteilung der Atemfunktion in bewusste Mäuse durch Doppel-Kammer-Plethysmographie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-10T13:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Lernen Sie die Doppel-Kammer-Plethysmographie zur Bewertung der Atemfunktion bei bewussten Mäusen. Diese Methode liefert zuverlässige Daten für Atemforschung und Arzneimittelentwicklung.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

SML stützt sich auf eine Zugehörigkeit von Canadian Institutes of Health Research, MG wird unterstützt durch ein Stipendium von der Respiratory Health Network von der FRQS (Fonds de recherche du Québec – Santé) und YB ist nach einem Forschungsjahr von FRQS.
AUTOREN-BEITRAG Alle Autoren beigetragen, die Konzeption des Manuskripts und/oder das Video. SML und LD die Daten gesammelt. SML, LD, YB, DM, DB und AR beigetragen zur Datenanalyse, die Erzeugung von Figuren und Manuskript schreiben. YB, AR, KL und MG waren beteiligt bei der Erstellung der video-Skripts. Das Spiel wurde von YB, KL und MG durchgeführt.

Die folgenden Verfahren wurden gemäß den Richtlinien des Canadian Council auf Animal Care (CCAC) von Quebec Herz und Lunge Institut Animal Care Committee genehmigt.
1. Vorbereitung
<ol><li>Studie
	<ol>
<li>(Kritische) Erhalten Sie vor jedem Experiment durchführen die entsprechenden Genehmigungen (z. B. IACUC) und Trainings (z. B. tierische Handling).</li>
		<li>Machen Sie sich vertraut mit der Ausrüstung und der Betriebssoftware. Lesen der Bedienungsanleitungen und, wenn erforderlich, erstellen Sie eine Konfigurationsdatei zu definieren die Anzahl der Standorte, input Signale, Analysatoren und Parameter. Hinweis: Achten Sie darauf, wählen eine hohe Abtastrate (2 KHz).</li>
		<li>Konfigurieren Sie die Analysatoren-Einstellungen für die Parameter von Interesse.<ol>
<li>Wählen Sie Tuning aus der Tool-Leiste und dann Analysatoren.</li>
			<li>Passen Sie den Fluss-Schwellenwert auf einen Wert, der die Atemzüge richtig trennt (Maus: 0,5 mL/s) und entscheiden Sie sich für Ti + Te , die Atemfrequenz zu berechnen.</li>
			<li>Legen Sie einen Wert für den Luftdruck (760 mm Hg), und geben Sie die maximale Abweichung der inspiratorischen/exspiratorischen Volumen für einen Atemzug als gültig betrachtet werden (Maus: 20 %).</li>
			<li>Klicken Sie auf die Einstellung im Feld Parameter berechnet , um die Grenzen der Akzeptanz anzupassen. Hinweis: Die folgenden Einstellungen für die beschriebenen Maus Experimente verwendet wurden: Inspiration Zeit, 50 bis 170 ms; Ablaufzeit, 40 bis 180 ms; Frequenz der Atmung, 30 bis 450 Bpm; spezifische Atemwegswiderstand, 0 bis 15 CmH2O·s; Midexpiratory Fluss mit einer Genauigkeit von mindestens 3 Dezimalstellen.</li>
			<li>Abschließend wählen Sie übernehmen und schließen Sie das Dialogfenster zu verlassen.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Menü Bar Tool zur Tuning wieder und dann Speicher eine gewünschte Datenrate Speicher festlegen. Klicken Sie auf übernehmen und schließen Sie das Fenster zu verlassen. Hinweis: Durchschnittlich alle 10 s ist in der Regel verwendet.</li>
		<li>Erstellen Sie ein Protokoll in der Betriebssoftware, eine Folge von Befehlen und den gewünschten Zeitpunkt für jeden einzelnen zu definieren. Ein Beispiel ist in Abbildung 1angezeigt.</li>
		<li>Wenn das Experiment die Verabreichung eines Stoffes durch Aerosol beinhaltet, bereiten Sie die passenden Lösungen und Verdünnungen nach Konzentrationen getestet werden.</li>
	</ol></li>
	<li>Tier
	<ol>
<li>Arbeiten Sie in einer ruhigen Gegend, weit entfernt von den Gehäuse-Raum. Lassen Sie die Tiere an die Veränderung der Umwelt anpassen.</li>
		<li>Wiegen Sie die Tiere und wählen Sie die entsprechende Zurückhaltung Größe.</li>
		<li>(Kritische) Die Tiere die einschränkende und Verfahren vor dem Start des Experiments zu akklimatisieren. Abhängig von der experimentellen Design, mehrere Akklimatisierung Sitzungen von zunehmender Dauer (z. B. 5-30 min) erforderlich sein. Hinweis: Tiere, die nicht akklimatisieren sollte die Studie entnommen werden.<ol>
<li>Setzen Sie auf jeder Tagung der Akklimatisierung das Tier in die Restrainer, ausgehend von der Rückseite Öffnung; das Gerät senkrecht halten kann hilfreich sein.</li>
			<li>Sobald das Tier in der Lage ist, legen Sie den hinteren Kolben und verriegeln Sie sanft es ohne eine übermäßige Krafteinwirkung.</li>
			<li>(Kritische) Visuell zu überprüfen, dass das Tier normal atmet. Passen Sie ggf. die Position durch Verschieben des Verriegelungsmechanismus. Stellen Sie sicher, dass das Tier Nares außerhalb der Prüfkopf mit der Schnauze an den Innenwänden der die Restrainer hervorstehenden sind.</li>
			<li>Lösen Sie die hintere Abdeckung der thorakalen Kammer, legen Sie die Restrainer, enthält das Tier durch den Kautschuk in der thorakalen Kammer öffnen und Schließen der Kammers.</li>
			<li>Befestigen Sie die Kopf-Kammer und sorgen für eine Voreingenommenheit. Verwenden Sie einen Strom von 0,5 L/min für eine Maus.</li>
			<li>Lassen Sie das Tier für 5 min entspannen.</li>
			<li>Sobald das Tier ruhig ist, starten Sie die Aufnahme der nasale und thorakalen Fluss Signale. Überprüfen Sie auf dem Computerbildschirm angezeigt, dass die Spuren glatt sind und sie eine regelmäßige Atmung anzeigen; Siehe Beispiel in Abbildung 2. Hinweis: Wenn das Protokoll die Aerosol-Verabreichung eines Stoffes umfasst, kann eine Kochsalzlösung Herausforderung in der Akklimatisierung Verfahren einbezogen werden.</li>
			<li>Am Ende jeder Sitzung entfernen Sie das Tier aus der thorakalen Kammer und die Restrainer und seiner Gehäuse-Käfig, Zimmer zurückkehren.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Ausrüstung
	<ol>
<li>Am Tag des Experiments starten Sie eine experimentelle Sitzung und laden Sie die entsprechende Konfigurationsdatei. Hinweis: Stellen Sie sicher, dass sie das gewünschte Protokoll für das Experiment enthält.</li>
		<li>Gehe, um in das Tool-Bar-Menü. Geben Sie das Experiment und Informationen des Tieres. Ist das erledigt, klicken Sie auf die Schaltfläche " Ausführen " am unteren Rand des Fensters.</li>
		<li>Fahren Sie mit der Kalibrierung des Systems. Jede Website zu kalibrieren und Eingangssignal getrennt.<ol>
<li>Schalten Sie das Bias Atemtherapiegerät, an den Kopf Kammer über ein Stück Schlauch anschließen und Einstellen der Durchflussmenge.</li>
			<li>Schließen Sie die obere Öffnung der Kopf Kammer mit einer Kappe.</li>
			<li>Lösen Sie die Rückwand des thorakalen Kammer, legen Sie fest Kalibrierungstool im Inneren des Gummis Öffnung zwischen dem Kopf und der Körper Kammer eine Hermetische Abdichtung zu erstellen. Dann schließen Sie und befestigen Sie die Rückwand der thorakalen Kammer.</li>
			<li>Stellen Sie sicher, dass der Seitenanschluss der thorakalen Kammer verschlossen ist.</li>
			<li>Das Software-Tool-Bar-Menü wechseln Sie zu Tuning und dann Kalibrieren.</li>
			<li>An Eingang 1 (Thorax) und wählen Sie Kalibrieren , Kalibrierung-Dialogfeld für die thorakalen Flow Signal zu starten.</li>
			<li>(Kritische) Stellen Sie sicher, dass die aufgeführten Parameter im Dialogfenster Kalibrierung die entsprechenden Einstellungen, d.h. körperliche Belastungen angewendet niedrigen Wertanzeigen: 0; Körperliche Belastungen angewendet hohen Wert:-20 mL/s; Proben: integrieren. Ist das erledigt, klicken Sie auf niedrig im Fenster " Proben ".</li>
			<li>Stellen Sie sicher, dass das erzeugte Signal über das Anzeigefenster konstant ist, und klicken Sie dann auf Schließen.</li>
			<li>Verbinden Sie eine 20 mL-Spritze durch den Seitenanschluss der thorakalen Kammer mit einer Kunststoff-Anschluss und ein Stück Schlauch.</li>
			<li>(Kritische) Wählen Sie im Fenster " Proben " hoch und sofort Spritzen Sie 20 mL Luft in die Kammer über einen Zeitraum von 2 s bei einer Durchflussrate so konstant wie möglich.</li>
			<li>Stellen Sie sicher, dass das erzeugte Signal komplett innerhalb des Anzeigefensters angezeigt wird. Mithilfe des Pfeilsymbols um zu überprüfen, ob das Signal zentriert und symmetrisch um die Null-Linie ist. Klicken Sie auf Schließen. Entfernen Sie alle Offset von NULL durch Anklicken Entfernen AC Versatz im Fenster " Proben " Hinweis: Die hochwertige Kalibrierung kann erneuert werden, wenn nötig.</li>
			<li>Stellen Sie sicher, dass der daraus resultierende Skaliert Eingabebereich innerhalb des empfohlenen Bereichs liegt (Maus: ±280, ±420 mL/s). (Kritische) Wiederholen Sie die Kalibrierung-Schritte, wenn die Werte außerhalb des zulässigen Bereichs liegen.</li>
			<li>Kalibrieren der Kopf-Kammer in ähnlicher Weise wie die thorakalen Kammer (Schritt 1.3.3.6). Wählen Sie diesmal Input 2 (Nasal). Hinweis: (Wichtig) Der Wert für körperliche Belastungen angewendet hohen Wert festgelegt werden, um + 20 mL/s. Dies ändert sich die Polarität der Strömung in die vordere Kammer in Bezug auf die hintere Kammer. Daher, wenn das Tier atmet, werden die zwei Fluss-Signale fast in Phase, abgesehen von der Verzögerung zur Berechnung des sRaw.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. Lunge Funktion Messungen
<ol><li>Wiegen Sie die Tiere und notieren Sie ihr Körpergewicht.</li>
	<li>Legen Sie das Tier in die Restrainer und legen Sie es in der thorakalen plethysmogramm Kammer (Schritte 1.2.3.1 zu 1.2.3.5).</li>
	<li>Lassen Sie das Tier mindestens 5 min lang entspannen.</li>
	<li>Im ersten Schritt wählen Sie zunächst das Protokoll der Befehle, und klicken Sie dann auf Ausführen.</li>
	<li>Überprüfen Sie auf dem Bildschirm, dass das Tier Atmung sind normal und glatt (Abbildung 2) signalisiert. Die Software zeigt automatisch die berechneten Parameter auf Basis Breath-by-Breath. Stellen Sie sicher, dass das Tier Parameter stabil sind.</li>
	<li>Aufzeichnung der Atemmuster Grundlinie Bedingungen für bis zu 10 Minuten.</li>
	<li>Protokolle, die mit der Verwaltung einer Prüfsubstanz durch Aerosol gehen Sie wie folgt vor:<ol>
<li>Den Vernebler pünktlich und Pflicht Zyklus, je nach Bedarf anpassen. Hinweis: In den Beispielen in diesem Artikel gezeigt, wurde der Vernebler betrieben bei einer Einschaltdauer von 5 % für 10 s.</li>
		<li>Durchführen einer Fahrzeug-Herausforderung (z. B. Kochsalzlösung) und notieren Sie die Antwort.</li>
		<li>Bei Bedarf setzen Sie das Tier zu steigenden Konzentrationen der Prüfsubstanz durch Veränderung der Konzentration in den Zerstäuber in eskalierende Schritte (z. B. Verdoppelung Konzentrationen). Notieren Sie die Antwort, nach jeder Verabreichung.</li>
		<li>Am Ende der experimentellen Sitzung falls nicht automatisch geschehen, die Aufzeichnung beenden und das Tier seiner Gehäuse-Käfig, Zimmer zurück.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Falls erforderlich, wählen Sie Ausführen aus dem Tool Bar Menü eine andere experimentelle Sitzung ausgeführt.<ol>
<li>Zwischen den Sitzungen reinigen Sie plethysmogramm Kammern und spülen Sie den Zerstäuber mit Wasser. Hinweis: Der Konsum von Alkohol kann die plethysmogramm irreversibel schädigen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Wenn die Studie wiederholte Auswertungen im Laufe der Zeit umfasst, wiederholen der gesamte Messablauf zu jeder gewählten Timepoint. Hinweis: Empfohlen wird mit Bedacht das Studium mit einigen präzisen Messungen der Atemwege Mechanik und/oder Lunge Bände1,15ergänzen.</li>
</ol>(3) Datenanalyse
Hinweis: Die Software speichert die experimentelle Datei automatisch und exportiert die aufgezeichneten Parameter, wenn die experimentelle Sitzung geschlossen wird.
<ol><li>Berechnen Sie eine Grundlinie Mittelwert für die Parameter von Interesse für jedes Tier und experimentelle Gruppe. Hinweis: Tabelle 1 listet eine Reihe von typischen Parameter kategorisiert basierend auf die Art der Informationen, die sie bieten.</li>
	<li>Wenn relevant, bewerten Sie die Wirkung der Aerosol Substanz auf die Parameter des Interesses bei jeder Konzentration mit einem bestimmten Zeitpunkt (z.B. maximal- bzw. Minimalwert Wert), durchschnittlich oder Vollzeit-Kurs studiert; eine Normalisierung zu Baseline kann auch betrachtet werden.</li>
	<li>Bericht über die Gruppe Mittel und Fehler in einer Tabelle oder Grafik-Format. Die Ergebnisse statistisch analysieren. Hinweis: In der vorliegenden Studie, zwei-Wege-ANOVAs mit wiederholt Maßnahmen wurden zur Beurteilung der Wirkung von Methacholine, dem Allergen – Hausstaub Milben (HDM) – und ihre Interaktion auf verschiedenen DCP auslesen (sRaw und EF50) sowie verschiedene FOT auslesen (RN, G und (H), in beiden Stämme von Mäusen. Sidak mehrere Vergleichstests wurden dann verwendet, um die Konzentrationen von Methacholine bestimmen, an dem die allergische Mäuse unterscheiden sich von den Kontroll-Mäusen. Die gleichen Tests wurden zur Beurteilung der Wirkung von Tagen, HDM und deren Zusammenspiel zu Studienbeginn (d.h.vor Methacholine) auf Anzeigen der Atemwegsobstruktion (sRaw und EF50) und der Belüftung Muster (BF, TV, MV und EIP). Pearson Korrelation wurden verwendet, um die Zusammenhänge zwischen sRaw erhalten mit dem DCP und RN mit der BAV erhalten zu bewerten. Alle statistischen Auswertungen und Grafiken wurden mit alternativen standard Statistiksoftware (z.B.GraphPad Prism) durchgeführt. p ≤ 0,05 wurde als ausreichend, um die Nullhypothese ablehnen.</li>
</ol>

<ol><li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+respiratory+system+mechanics+in+mice+using+the+forced+oscillation+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Evaluation of respiratory system mechanics in mice using the forced oscillation technique.</a> J Vis Exp. (75), e50172(2013).</li>
<li>Bates, J. H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CORP%3A+Measurement+of+lung+function+in+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">CORP: Measurement of lung function in small animals.</a> J Appl Physiol (1985). 123 (5), 1039-1046 (2017).</li>
<li>Bates, J. H., Irvin, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+lung+function+in+mice%3A+the+phenotyping+uncertainty+principle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Measuring lung function in mice: the phenotyping uncertainty principle.</a> J Appl Physiol. 94 (4), 1297-1306 (2003).</li>
<li>Lim, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+respiratory+function+in+mice+using+unrestrained+whole-body+plethysmography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography.</a> J Vis Exp. (90), e51755(2014).</li>
<li>Enhorning, G., van Schaik, S., Lundgren, C., Vargas, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-body+plethysmography%2C+does+it+measure+tidal+volume+of+small+animals%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Can+J+Physiol+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Whole-body plethysmography, does it measure tidal volume of small animals?</a> Can J Physiol Pharmacol. 76 (10-11), 945-951 (1998).</li>
<li>Vijayaraghavan, R., Schaper, M., Thompson, R., Stock, M. F., Alarie, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristic+modifications+of+the+breathing+pattern+of+mice+to+evaluate+the+effects+of+airborne+chemicals+on+the+respiratory+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Toxicol%22%5BJournal%5D)">Characteristic modifications of the breathing pattern of mice to evaluate the effects of airborne chemicals on the respiratory tract.</a> Arch Toxicol. 67 (7), 478-490 (1993).</li>
<li>Willis, D. N., Liu, B., Ha, M. A., Jordt, S. E., Morris, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Menthol+attenuates+respiratory+irritation+responses+to+multiple+cigarette+smoke+irritants%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Menthol attenuates respiratory irritation responses to multiple cigarette smoke irritants.</a> FASEB J. 25 (12), 4434-4444 (2011).</li>
<li>Neuhaus-Steinmetz, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequential+development+of+airway+hyperresponsiveness+and+acute+airway+obstruction+in+a+mouse+model+of+allergic+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Arch+Allergy+Immunol%22%5BJournal%5D)">Sequential development of airway hyperresponsiveness and acute airway obstruction in a mouse model of allergic inflammation.</a> Int Arch Allergy Immunol. 121 (1), 57-67 (2000).</li>
<li>Glaab, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tidal+midexpiratory+flow+as+a+measure+of+airway+hyperresponsiveness+in+allergic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Tidal midexpiratory flow as a measure of airway hyperresponsiveness in allergic mice.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 280 (3), L565-L573 (2001).</li>
<li>Glaab, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+measurement+of+midexpiratory+flow+indicates+bronchoconstriction+in+allergic+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Noninvasive measurement of midexpiratory flow indicates bronchoconstriction in allergic rats.</a> J Appl Physiol (1985). 93 (4), 1208-1214 (2002).</li>
<li>Pennock, B. E., Cox, C. P., Rogers, R. M., Cain, W. A., Wells, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+noninvasive+technique+for+measurement+of+changes+in+specific+airway+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+Respir+Environ+Exerc+Physiol%22%5BJournal%5D)">A noninvasive technique for measurement of changes in specific airway resistance.</a> J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 46 (2), 399-406 (1979).</li>
<li>DeLorme, M. P., Moss, O. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+function+assessment+by+whole-body+plethysmography+in+restrained+versus+unrestrained+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Pulmonary function assessment by whole-body plethysmography in restrained versus unrestrained mice.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 47 (1), 1-10 (2002).</li>
<li>Flandre, T. D., Leroy, P. L., Desmecht, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+somatic+growth%2C+strain%2C+and+sex+on+double-chamber+plethysmographic+respiratory+function+values+in+healthy+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Effect of somatic growth, strain, and sex on double-chamber plethysmographic respiratory function values in healthy mice.</a> J Appl Physiol (1985). 94 (3), 1129-1136 (2003).</li>
<li>Criee, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Body+plethysmography--its+principles+and+clinical+use%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Med%22%5BJournal%5D)">Body plethysmography--its principles and clinical use.</a> Respir Med. 105 (7), 959-971 (2011).</li>
<li>Robichaud, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+full-range+pressure-volume+curves+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Automated full-range pressure-volume curves in mice and rats.</a> J Appl Physiol (1985). 123 (4), 746-756 (2017).</li>
<li>Mizutani, N., Goshima, H., Nabe, T., Yoshino, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complement+C3a-induced+IL-17+plays+a+critical+role+in+an+IgE-mediated+late-phase+asthmatic+response+and+airway+hyperresponsiveness+via+neutrophilic+inflammation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Complement C3a-induced IL-17 plays a critical role in an IgE-mediated late-phase asthmatic response and airway hyperresponsiveness via neutrophilic inflammation in mice.</a> J Immunol. 188 (11), 5694-5705 (2012).</li>
<li>Nabe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Roles+of+basophils+and+mast+cells+infiltrating+the+lung+by+multiple+antigen+challenges+in+asthmatic+responses+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Roles of basophils and mast cells infiltrating the lung by multiple antigen challenges in asthmatic responses of mice.</a> Br J Pharmacol. 169 (2), 462-476 (2013).</li>
<li>Morris, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immediate+sensory+nerve-mediated+respiratory+responses+to+irritants+in+healthy+and+allergic+airway-diseased+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Immediate sensory nerve-mediated respiratory responses to irritants in healthy and allergic airway-diseased mice.</a> J Appl Physiol (1985). 94 (4), 1563-1571 (2003).</li>
<li>Merazzi, D., Mortola, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+changes+in+ambient+temperature+on+the+Hering-Breuer+reflex+of+the+conscious+newborn+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of changes in ambient temperature on the Hering-Breuer reflex of the conscious newborn rat.</a> Pediatr Res. 45 (3), 370-376 (1999).</li>
<li>Rao, R., Nagarkatti, P. S., Nagarkatti, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delta%289%29+Tetrahydrocannabinol+attenuates+Staphylococcal+enterotoxin+B-induced+inflammatory+lung+injury+and+prevents+mortality+in+mice+by+modulation+of+miR-17-92+cluster+and+induction+of+T-regulatory+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Delta(9) Tetrahydrocannabinol attenuates Staphylococcal enterotoxin B-induced inflammatory lung injury and prevents mortality in mice by modulation of miR-17-92 cluster and induction of T-regulatory cells.</a> Br J Pharmacol. 172 (7), 1792-1806 (2015).</li>
<li>Agrawal, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+mucin+secretion+with+MARCKS-related+peptide+improves+airway+obstruction+in+a+mouse+model+of+asthma%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Inhibition of mucin secretion with MARCKS-related peptide improves airway obstruction in a mouse model of asthma.</a> J Appl Physiol (1985). 102 (1), 399-405 (2007).</li>
<li>Mabalirajan, U., Aich, J., Agrawal, A., Ghosh, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mepacrine+inhibits+subepithelial+fibrosis+by+reducing+the+expression+of+arginase+and+TGF-beta1+in+an+extended+subacute+mouse+model+of+allergic+asthma%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Mepacrine inhibits subepithelial fibrosis by reducing the expression of arginase and TGF-beta1 in an extended subacute mouse model of allergic asthma.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 297 (3), L411-L419 (2009).</li>
<li>Desmet, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+of+experimental+asthma+by+decoy-mediated+local+inhibition+of+activator+protein-1%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Treatment of experimental asthma by decoy-mediated local inhibition of activator protein-1.</a> Am J Respir Crit Care Med. 172 (6), 671-678 (2005).</li>
<li>Zang, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+C+Fibers+Modulate+MMP-12+Production+via+PAR2+and+Are+Involved+in+the+Long-Term+Airway+Inflammation+and+Airway+Hyperresponsiveness+Induced+by+Respiratory+Syncytial+Virus+Infection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol%22%5BJournal%5D)">Pulmonary C Fibers Modulate MMP-12 Production via PAR2 and Are Involved in the Long-Term Airway Inflammation and Airway Hyperresponsiveness Induced by Respiratory Syncytial Virus Infection.</a> J Virol. 90 (5), 2536-2543 (2015).</li>
<li>Shukla, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carryover+of+cigarette+smoke+effects+on+hematopoietic+cytokines+to+F1+mouse+litters%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Immunol%22%5BJournal%5D)">Carryover of cigarette smoke effects on hematopoietic cytokines to F1 mouse litters.</a> Mol Immunol. 48 (15-16), 1809-1817 (2011).</li>
<li>Murphy, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+function+assessment+in+safety+pharmacology%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Respiratory function assessment in safety pharmacology.</a> Curr Protoc Pharmacol. , Chapter 10 Unit10 19 (2003).</li>
<li>Lofgren, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restrained+whole+body+plethysmography+for+measure+of+strain-specific+and+allergen-induced+airway+responsiveness+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Restrained whole body plethysmography for measure of strain-specific and allergen-induced airway responsiveness in conscious mice.</a> J Appl Physiol (1985). 101 (5), 1495-1505 (2006).</li>
<li>DiMaria, G. U., Wang, C. G., Bates, J. H., Guttmann, R., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partitioning+of+airway+responses+to+inhaled+methacholine+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Partitioning of airway responses to inhaled methacholine in the rat.</a> J Appl Physiol (1985). 62 (3), 1317-1323 (1987).</li>
<li>Hoymann, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+function+measurements+in+rodents+in+safety+pharmacology+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Lung function measurements in rodents in safety pharmacology studies.</a> Front Pharmacol. 3, 156(2012).</li>
<li>Agrawal, A., Singh, S. K., Singh, V. P., Murphy, E., Parikh, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partitioning+of+nasal+and+pulmonary+resistance+changes+during+noninvasive+plethysmography+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Partitioning of nasal and pulmonary resistance changes during noninvasive plethysmography in mice.</a> J Appl Physiol (1985). 105 (6), 1975-1979 (2008).</li>
<li>McLeod, R. L., Young, S. S., Erickson, C. H., Parra, L. E., Hey, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+nasal+obstruction+in+the+allergic+guinea+pig+using+the+forced+oscillation+method%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Characterization of nasal obstruction in the allergic guinea pig using the forced oscillation method.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 48 (3), 153-159 (2002).</li>
<li>Miyahara, S., Miyahara, N., Takeda, K., Joetham, A., Gelfand, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiologic+assessment+of+allergic+rhinitis+in+mice%3A+role+of+the+high-affinity+IgE+receptor+%28FcepsilonRI%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Allergy+Clin+Immunol%22%5BJournal%5D)">Physiologic assessment of allergic rhinitis in mice: role of the high-affinity IgE receptor (FcepsilonRI).</a> J Allergy Clin Immunol. 116 (5), 1020-1027 (2005).</li>
</ol>

DB und AR sind durch SCIREQ wissenschaftliche Respiratory Equipment Inc, ein gewerbliches Unternehmen involviert in Themen rund um den Inhalt dieses Artikels beschäftigt. DB besitzt auch bestand. SCIREQ Inc. ist eine Firma Emka Technologien.

Die Fähigkeit zur Messung der Lungenfunktion in bewusste Tiere ist eindeutig in der respiratorischen Forschung geboten. Im Allgemeinen ist das DCP ein interessanter Ansatz, die Lüftungsfunktion des respiratorischen Systems in bewusste und spontan atmen Tiere26zu bewerten. Genauer gesagt, schlägt das DCP oder seine Kopf-draußen-Variante oft eine richtige Balance zwischen der Qualität der bereitgestellten Informationen und das gewünschte Maß an Invasivität3 (Tabelle 2). Die Technik kann auf verschiedene Arten (z. B. Maus, Ratte, Meerschweinchen) oder tierische Größen angepasst werden und kann in vielen Anwendungen in der Forschung verwendet werden. Es ist besonders nützlich, um zahlreiche Tiere auf einmal in eine parallele Studiendesign, um die Atemfunktion wiederholt zu überwachen und die Kinetik der Reaktion im Laufe der Zeit zu erfassen, zu bewerten. Darüber hinaus ist die Technik ist einfach und relativ zeitnah erlernt werden kann. In der vorliegenden Arbeit, ein Protokoll mit DCP Messungen bei Mäusen diente als Vorbild für die praktischen Aspekte beschreiben Plethysmographie Technik sowie zurückhaltend die entscheidenden Schritte zu diskutieren und Ergebnisse.
Beim Arbeiten mit bewusst Tiere ist es wichtig, die Bedingungen der Umgebung (z. B. Ruheraum mit einer begrenzten Anzahl von Personen oder Aktivität) zu kontrollieren, um reproduzierbare Ergebnisse zu erzielen. Da die wachstumsbefürworter in verschiedenen Dimensionen kommen, ist es wichtig, mit der entsprechenden Größe zu starten, so dass die Atmung Bewegungen gelassen sind. Es ist auch hilfreich und oft erforderlich, um den Tieren den Versuchsaufbau und Verfahren, zu gewöhnen, wie auch bei Mäusen feststeht, dass einstweilige Verfügung die Atmung Frequenz12 betrifft. Je nach Versuchsanordnung oder Bedingungen können mehrere Sitzungen von inkrementellen Dauer erforderlich sein. Schließlich ist so dass genügend Zeit zum Jahresbeginn ein Experiment für die Tiere zur Anpassung an den Raum verändern und notwendige Handling eine einfache Überlegung, die erwies sich effektiv als, um sicherzustellen, dass die Atmung stets regelmäßig und entspannt bei Studienbeginn ist. Arbeiten unter Bedingungen, wo die Tiere komfortabel, gut angepasst und ruhig sind, werden auch vorteilhaft in Bezug auf Ergebnis Variabilität und Qualität. Sie schränkt auch Stress-induzierte Freisetzung von Katecholamin, die Atemwege Kaliber zu erhöhen und eine induzierte Bronchokonstriktion zu vermindern.
Es ist wichtig zu verstehen, dass es notwendig ist, so luftdicht wie möglich die nasale und thorakalen fließt zu trennen. Je nach System oder Arten untersucht kann der Verschluss-Mechanismus in einem Zustand wie in Wirksamkeit variieren. In das DCP, die wir hier beschrieben, wird die Dichtung zwischen Schnauze des Tieres und die Haltevorrichtung erstellt. Bei der Beurteilung der Atemfunktion durch DCP ist es auch wichtig, eine ausreichende und kontinuierliche Bias Strömung, da ein Rückgang in der Höhe von Sauerstoff zur Verfügung, um das Tier zu erheblichen Auswirkungen führt. Unter Berücksichtigung das Wohlbefinden des Tieres in die Restrainer schränkt die Neigung Luftundichtigkeiten erstellt durch Agitation und dadurch maximiert die Qualität der Daten. Kontrastreich, führt ein Bruch in der Dichtung abgelehnten Datasets oder einer Unterschätzung einiger Parameter.
Darüber hinaus um die separate Erfassung der nasalen Flow Signal zu ermöglichen, die Kopf-Kammer dient normalerweise um das Tier zu Aerosol Substanzen aussetzen. Wie in diesem Artikel dargestellt, kann dies genutzt werden, um einen Bronchoprovocation Test um unterschiedliche Grade der Reaktionsfähigkeit zu demonstrieren. In solchen Experimenten der Einstellbereich der getesteten Konzentrationen kann erforderlich sein, je nach der Spezies, die Dehnung oder die Geschlecht der Tiere untersucht. Als zuvor gezeigt8,9,10,27zeigen die vorliegenden Ergebnisse, dass die Methacholine-induzierte Veränderungen im sRaw gut mit invasive FOT Messungen des Atemwegswiderstandes korreliert. Die Ergebnisse zeigen auch, dass die DCP-Technik nicht so empfindlich wie das BAV für seine Fähigkeit, respiratorische Dysfunktion zu erkennen und zu einer veränderten Reaktion innerhalb der unteren Fächer der Lunge (Lungengewebe und/oder kleinen peripheren Atemwege) lokalisiert ist . Da das Tier Airways intakt sind, kann das Vorhandensein der oberen Atemwege, die den größten Teil der Atemwege Gesamtwiderstand Luftstrom28ausmacht, die Aerosol-Verteilung und Ablagerung in Ergänzung zu den Beitrag von Dämpfen beeinflussen die unteren Atemwege mit einer Messung. Tabelle 3 fasst weitere Unterschiede zwischen den DCP-Technik und das BAV. Zu guter Letzt zwar wäre es theoretisch möglich, das Tier total Atemwegswiderstand (einschließlich der oberen Luftwege) aus einer Messung der sRaw zu schätzen, in der Regel empfiehlt es sich, mit einer invasiven Messverfahren wie die DCP Bewertung ergänzen die BAV-29 direkte Messungen der detaillierten Atemwege Mechanik. Je nach Zielsetzung der Studie können Messungen der oberen Atemwegswiderstand30,31,32berücksichtigt werden.
Fazit  Aufgrund seiner begrenzten Grad der Invasivität ist der DCP eine Technik, die ein Bedürfnis in der respiratorischen Forschung erfüllen kann. Es ist in der Lage, genaue Ablesung der Lüftung Muster bewusst Tiere gleichzeitig mit einige unbestrittene Indizes der Luftstrom behindert. Die gewonnenen Informationen ergänzt, die auch wirklich von mehr invasive Ansätze.

Der zunehmende Einsatz von kleinen Tieren, Modell menschlicher Erkrankungen der Atemwege drängte die Entwicklung von Techniken, um die Funktionen des Atmungssystems bei diesen Tieren quantitativ zu bewerten. Derzeit ist die erzwungene Schwingung-Technik (FOT) als die genauesten Ansatz anerkannt, Atemwege Mechanik in Kleintiere1,2bewerten. Jedoch wie die Phänotypisierung Unschärferelation erklärt, wird was in Messgenauigkeit mit BAV gewonnen aus gegen einen Verlust in Noninvasiveness3gehandelt. In der Tat sind BAV Messungen unter sehr kontrollierten experimentellen Bedingungen erworben, die Anästhesie sowie Tracheotomie oder orale Intubation und Beatmung notwendig machen; ein Szenario vom wirklichen Leben.
In Situationen, wo die experimentellen Anforderungen verbieten den Einsatz von Anästhetika oder wenig oder gar keine Abweichung von der natürlichen physiologischen Zustand des Tieres fordern, kann Doppel-Kammer-Plethysmographie (DCP) betrachtet werden. Wie der Name schon sagt, bestehend eine DCP-Setup aus zwei verbundenen starren Kammern gebaut, um den Kopf des Tieres (oder Nase), in die vordere Kammer, aus seinen Brustkorb so luftdicht wie möglich isolieren in der hinteren Kammer. Innerhalb der Einrichtung das Tier bewusst und atmet spontan während zurückgehalten wird. Weil die Wände der Kammern erweitern oder zurückziehen können, erzeugt die Bewegung der Luft-and-out des Tieres eine entsprechende aber entgegengesetzte Wellenform in der hinteren Kammer, als Folge der Kompression/Dekompression der umgebenden Luft. Die Wellenform durch nasale Strömung in die vordere Kammer und eine rund um die thorakale Bewegung in die hintere Kammer kann so getrennt und gleichzeitig erfasst. Je nach Bauart des DCP-Setups können diese Wellenformen mit Druckaufnehmer oder Pneumotachographs können Sie jeweils die Änderungen im Kammerdruck oder Luftstrom-and-out der Kammern als Funktion der Zeit aufzeichnen erworben werden. Der zweite Ansatz ist heute häufiger.
Während das Tier Atemfrequenz durch jede Art von Plethysmographie Techniken genau bestimmt werden kann, ist die Situation nicht das gleiche für die Bestimmung der Tidalvolumen und seine Verwandten beatmungsparameter (z.B., Minute Lüftung, exspiratorischen Volumen, etc.). Im Gegensatz zu den Ganzkörper-plethysmogramm (WBP) Technik, wo das Tier Tidalvolumen von Feld Signal4,5geschätzt wird, bietet die DCP-Technik präzise Einschätzungen der Tidalvolumen. Dies bezieht sich auf den direkten Erwerb der thorakalen Bewegung des Tieres in der hinteren Kammer sind proportional zu den Veränderungen im Lungenvolumens während der Atmung.
Zusätzlich zu diesen präzise ventilatorischen Parametern (z.B., Tidalvolumen, Atemfrequenz und Minute Lüftung), einige Störungen in der Form der Atmungszyklus können auch zur neuronalen Aspekte zu untersuchen, die Regeln der atemantrieb oder respiratorische Reflexe. Ein konkretes Beispiel für diese Anwendung wäre Reizung Potenzialbeurteilung inhalierten Substanzen auf die oberen Atemwege sensorischen Neuronen6. Hier wird die Dauer einer Pause zu Beginn der Ablauf über einen Parameter namens Ende inspiratorische Pause (EIP), auch bezeichnet als Dauer des Bremsens6ermittelt. Die Verlängerung dieser Pause durch eine reizende Substanz ist verbunden mit der Schließung des Tieres Stimmritze, verursacht einen messbaren Zeitraum von Bremsen im ersten Teil der Ablauf6,7.
Ein weiterer wichtiger Vorteil des DCP ist, dass es zwei validierte und unbestrittene Parameter liefert, die empfindlich auf Luftstrom behindert sind. Man nennt man den Fluss in Mitte-Gezeiten exspiratorischen Volumen und ist abgekürzt EF508,9,10. Es ist der Luftstrom bei Midway Lautstärke jedes Gezeiten Kurzatmigkeit bei Ablauf. EF50 wird der thorakalen Ablaufprotokoll entzogen und somit ohne die vordere Kammer (d. h., bei einer Kopf-draußen-Konfiguration) gemessen werden. Der andere nennt man spezifische Atemwegswiderstand und abgekürzte sRaw11,12,13. Die Bestimmung der sRaw erfordert die gleichzeitige Aufnahme des Tieres nasale und thorakalen fließt, wie es von der Zeitverzögerung zwischen diesen separaten Atemwege Spuren zum Zeitpunkt Null Strömung am Ende der Inspiration berechnet wird. Die Gründe, die die Grundlage beschreibt, bezieht sich diese Verzögerung auf sRAW, breitgetreten wurde bisher11. Einfach ausgedrückt, vorausgehen Lunge Volumenänderungen der Luftbewegung da einem Druckgradienten entwickeln, um zu fahren Luftstrom muss. Bei einem gesunden Tier ruhig atmen ist diese Verzögerung in der Regel sehr klein. Allerdings ist der Druckgradient, der erforderlich ist, um einen bestimmten Strom (z.B., eine Strömung, die ausreicht, um ausreichende Belüftung) unterzubringen durch den Grad der Atemwegswiderstand beeinflusst. Während Bronchokonstriktion ist zum Beispiel der Gradient der Druck notwendig, um einen bestimmten Strom unterzubringen größer, was impliziert, dass das Tier härter arbeiten, für die Atmung muss. Eine größere Steigung von Druck im Brustkorb des Tieres bedeutet auch, dass ein größerer Teil des Förderstroms der hinteren Kammer-and-out durch Dekompression/Kompression der Luft in den Brustkorb, die Teil des insgesamt thorakalen Ausbau/einfahren, ist aus der Phase mit dem nasale Fluss. Die erhöhte Resistenz durch Bronchokonstriktion erhöht somit die Verzögerung zwischen dem hinteren und vorderen Kammern und vergrößert damit sRaw. Der Gradient der Druck, die Luftstrom-and-out der Lunge treibt prägt auch das anfängliche thorakale Gasvolumen (TGV). Bei einem größeren TGV beispielsweise Ausbau/Rücknahme des Thorax erforderlich, um einen bestimmten Verlauf des Drucks zu generieren ist größer (einfach weil die Volume-Verschiebung, die erforderlich sind, um einen bestimmten Verlauf des Drucks zu generieren größer ist), das bedeutet auch, dass die Tier muss härter arbeiten, für die Atmung. Wieder, diese zusätzliche thorakalen Verschiebungen sind erforderlich, um Luft in den Brustkorb dekomprimieren/komprimieren und sind somit nicht in Phase mit dem nasale Fluss. Also, eine erhöhte TGV erhöht auch die Verzögerung zwischen den Kammern und erhöht dadurch sRaw. Wie man sehen kann, führen Bronchokonstriktion und erhöhte TGV ein wichtiger Versuch, Luft-and-out der Lunge ziehen. Dies ist im Wesentlichen die physiologische Bedeutung des sRaw. Es repräsentiert den Aufwand für die Atmung5,14.
Es ist daher wichtig zu verstehen, dass zwei unterschiedliche Faktoren sRaw beeinflussen: Atemwegswiderstand und TGV. In der Tat kann sRaw als das Produkt der Atemwegswiderstand und TGV11ausgedrückt werden. Bewusste Tiere können ihre TGV nach Belieben ihre Belüftung an eine bestimmte Umgebung anzupassen. Unter solchen Bedingungen, wo das Tier natürlichen physiologischen Zustand unverändert ist, ist es so unmöglich zu erkennen, ob eine Änderung im sRaw ergibt sich eine Änderung im Atemwegswiderstand, eine Änderung im TGV oder eine Mischung aus beidem. Daher empfiehlt es sich, die DCP-Auswertung mit mehr invasiven Messungen der Atemwege Mechanik und/oder Lungenvolumen, wie Sie durch das BAV1,15ergänzen.
Bisher wurde das DCP in verschiedenen Anwendungen in der Forschung eingesetzt. Die Technik kann verwendet werden mit oder ohne Kopf Kammer, quantitativ und genau bewerten die Wirkung von verschiedenen Substanzen, wie z. B. pharmazeutische Wirkstoffe, Allergene, Reizstoffe oder anderer Vermittler auf Atemfunktion in bewusste Kleintiere 16,17,18. Die vordere Kammer dient auch als ein freilegen Kammer Aerosol Substanzen oder unterschiedlichen Gas-Konzentrationen (Hypoxie, Hyperkapnie, etc.)-19. Bequem, erlaubt es, damit auch die akuten Wirkungen von diesen Forderungen zu messen. In der Tat ist eines der häufigsten Verwendungen des DCP, den Grad des Reaktionsvermögens zu Aerosol Methacholine in verschiedenen Modellen von Atemwegserkrankungen20,21,22,23, 24 , 25.
Obwohl die DCP-Technik scheinbar einfach, könnten die Genauigkeit und Reproduzierbarkeit der Ergebnisse einige praktische Herausforderungen potenziell unerfahrene Benutzer zu verhindern oder beeinträchtigen. Der vorliegende Beitrag liefert eine detaillierte Beschreibung der empfohlenen Verfahren, die erfolgreich Atemwege Aufnahmefunktion von DCP im bewussten, zurückhaltend, spontan atmenden Mäuse. Die Beschreibung bezieht sich auf das angegebene Gerät (siehe die Tabelle der Materialien). Den Nutzen und Wert des DCP zeigt sich auch in ein gemeinsames Modell der allergische Lungenentzündung in zwei Stämme von Mäusen getestet bei Studienbeginn und als Reaktion auf Aerosol Methacholine.

<table><tbody><tr><td>Acetyl-&beta;-methylcholinchlorid&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A-2251</td><td>Methacholinphosphat</td></tr><tr><td>gepufferte Kochsalzlösung</td><td>Multicell</td><td>311-506-CL</td><td>PBS 10X</td></tr><tr><td>Hausstaubmilbenextrakt</td><td>GREER</td><td>290902</td><td>HDM&nbsp;</td></tr><tr><td>DCP komplettes System</td><td>&nbsp; SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>iox Software</td><td>&nbsp; SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aerogen Aeroneb Vernebler</td><td>&nbsp; SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>flexiVent FX Komplettsystem</td><td>&nbsp; SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

beurteilung der atemfunktion in bewusste mäuse durch doppel-kammer-plethysmographie

Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

Luft Volumenänderungen durch eine bewusste Thema Atmung spontan in einem Körper-Box erstellt sind an der Basis der Plethysmographie, eine Technik verwendet, um einige Features die Atemfunktion im Menschen ebenso wie bei Versuchstieren nicht-invasiv zu bewerten. Der vorliegende Artikel konzentriert sich auf die Anwendung der Doppel-Kammer-Plethysmographie (DCP) bei Kleintieren. Es bietet Hintergrundinformationen zu der Methodik sowie eine detaillierte schrittweise Prozedur zum Atemfunktion in Bewusstsein, spontan atmen Tiere in eine nicht-invasive Weise erfolgreich zu bewerten. Das DCP kann verwendet werden, um die Atemfunktion von mehreren Tieren gleichzeitig auch Veränderungen, die durch Aerosol Stoffe über einen gewählten Zeitraum zu identifizieren und in gewissem Sinne wiederholte zu überwachen. Experimente zur Kontrolle und allergische Mäuse werden hierin verwendet, um das Dienstprogramm der Technik zu demonstrieren, erläutern Sie die damit verbundenen Outcome-Parameter, sowie die damit verbundenen Vorteile und Mängel zu diskutieren. Insgesamt bietet das DCP gültige und theoretisch fundierte auslesen, die vertrauenswürdig, die Atemfunktion der bewussten Kleintiere zu Studienbeginn und nach Herausforderungen mit Aerosol Substanzen zu bewerten sind.

Das Ziel dieses Artikels ist es, eine detaillierte Beschreibung der empfohlenen Verfahren, die Atemfunktion im bewussten Mäuse durch Doppel-Kammer-Plethysmographie bewerten.

Beurteilung der Atemfunktion in bewusste Mäuse durch Doppel-Kammer-Plethysmographie

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to ...

Diese Technik wird dazu beitragen, Schlüsselfragen in verschiedenen Bereichen zu beantworten, darunter Atemwegsforschung, Sicherheitspharmakologie und Arzneimittelentwicklung. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie Messwerte liefert, auf die man sich verlassen kann, um die Atmungsfunktion bei bewussten Tieren sowohl zu Beginn als auch bei Herausforderungen zu beurteilen. Die Technik ist besonders nützlich, wenn das Versuchsprotokoll nur eine geringe Abweichung vom normalen physiologischen Zustand der Tiere erfordert.Das Tier ist fixiert, atmet aber ansonsten normal, was eine Beurteilung des Atemmusters und der Obstruktion der Atemwege ermöglicht. Starten Sie am Tag des Experiments eine experimentelle Sitzung, und laden Sie die entsprechende Konfigurationsdatei. Geben Sie das Experiment und die Informationen zum Tier ein.Wenn Sie fertig sind, klicken Sie auf die Schaltfläche Ausführen am unteren Rand des Fensters. Fahren Sie mit der Kalibrierung des Systems fort. Kalibrieren Sie jede Stelle und jedes Eingangssignal separat.Schalten Sie den Bias-Flow-Generator ein, der über ein Stück Schlauch mit der Kopfkammer verbunden ist, und stellen Sie die Durchflussmenge ein. Verschließen Sie die obere Öffnung der Kopfkammer mit einer Kappe. Nehmen Sie die Rückwand der Brustkammer ab.Führen Sie dann das Kalibrierwerkzeug fest in die Gummiöffnung zwischen dem Kopf und der Körperkammer ein, um eine hermetische Abdichtung zu schaffen. Schließen Sie die Rückwand der Brustkammer und befestigen Sie sie wieder. Gehen Sie im Menü der Software-Symbolleiste zu Tuning und dann zu Kalibrieren.Gehen Sie zu Eingang eins und wählen Sie Kalibrieren, um das Kalibrierungsdialogfeld für das Thoraxflusssignal zu öffnen. Stellen Sie sicher, dass die im Kalibrierungsdialogfenster aufgelisteten Parameter die entsprechenden Einstellungen anzeigen. Der niedrige Wert der physikalischen Belastung sollte Null sein.Der hohe Wert für die physikalische Belastung sollte minus 20 Milliliter pro Sekunde betragen, und die Proben sollten auf Integration eingestellt werden. Wenn Sie fertig sind, klicken Sie im Beispielfenster auf niedrig. Vergewissern Sie sich, dass das erzeugte Signal im gesamten Anzeigefenster konstant ist, und klicken Sie dann auf Schließen.Schließen Sie eine 20-Milliliter-Spritze mit einem Kunststoffverbinder in einem Schlauchstück durch den seitlichen Anschluss der Thoraxkammer an. Wählen Sie im Probenfenster hoch und injizieren Sie sofort 20 Milliliter Luft über einen Zeitraum von zwei Sekunden bei einer möglichst konstanten Durchflussrate in die Kammer. Vergewissern Sie sich, dass das erzeugte Signal vollständig im Anzeigefenster angezeigt wird.Verwenden Sie das Pfeilsymbol, um zu überprüfen, ob das Signal zentriert und symmetrisch um die Nulllinie herum ist. Klicken Sie dann auf Schließen. Entfernen Sie jeden Offset von Null, indem Sie im Samples-Fenster auf Remove AC offset klicken.Kalibrieren Sie die Kopfkammer auf ähnliche Weise wie die Thoraxkammer, indem Sie Eingang Nummer zwei auswählen. Legen Sie dieses Mal den hohen Wert auf plus 20 Milliliter pro Sekunde statt auf minus 20 fest. Arbeiten Sie in einer ruhigen Gegend, die weit vom Wohnraum entfernt ist.Gewöhnen Sie die Tiere vor Beginn des Versuchs an die Rückhalteeinrichtung und die Verfahren. Da es nicht invasiv ist und keine Anästhesie erfordert, wird die Arbeit unter Bedingungen, unter denen das Tier bequem, gut angepasst und ruhig ist, die Neigung zu Haarlecks zwischen den Kammern begrenzen und dadurch die Qualität der Daten maximieren. Wiegen Sie die Tiere.Wählen Sie das passende Fixierungsmittel für das Tier aus. Führen Sie das Tier in den Rückhalteapparat ein, indem Sie von der hinteren Öffnung ausgehen. Es kann hilfreich sein, das Gerät senkrecht zu halten.Sobald das Tier in Position ist, setzen Sie den hinteren Stößel ein und verriegeln Sie ihn vorsichtig, ohne übermäßige Kraft auszuüben. Überprüfen Sie visuell, ob das Tier normal atmet. Passen Sie bei Bedarf die Position an, indem Sie den Verriegelungsmechanismus bewegen.Stellen Sie sicher, dass die Nasenlöcher des Tieres außerhalb des Nasenkegels herausragen und die Schnauze an den Innenwänden des Rückhaltesystems anliegt. Nehmen Sie die Rückwand der Brustkammer ab. Führen Sie den Beutel mit dem Tier durch die Gummiöffnung in der Brustkammer ein und schließen Sie die Kammer.Befestigen Sie die Kopfkammer, sorgen Sie für einen Bias-Flow und lassen Sie das Tier mindestens fünf Minuten lang entspannen. Sobald sich das Tier beruhigt hat, starten Sie das Befehlsprotokoll, indem Sie den ersten Schritt auswählen und dann auf Ausführen klicken. Überprüfen Sie auf dem Computerbildschirm, ob die Atemsignale des Tieres regelmäßig und gleichmäßig sind.Die Software zeigt die berechneten Parameter automatisch Atemzug für Atemzug an. Stellen Sie sicher, dass die Parameter des Tieres stabil sind. Zeichnen Sie das Atemmuster unter Ausgangsbedingungen bis zu 10 Minuten lang auf.Bei Protokollen, bei denen eine Prüfsubstanz per Aerosol verabreicht wird, stellen Sie zunächst die Zeit und den Arbeitszyklus des Verneblers nach Bedarf ein. Führen Sie eine Fahrzeugherausforderung durch und notieren Sie die Antwort. Bei Bedarf ist das Tier steigenden Konzentrationen der Prüfsubstanz auszusetzen, indem die Konzentration im Vernebler geändert und die Schritte eskaliert werden.Notieren Sie die Antwort nach jeder Verabreichung. In diesem Beispiel werden 15 Milligramm Methacholin pro Milliliter getestet. Der maximale Anstieg des spezifischen Atemwegswiderstands wird einen Moment danach aufgezeichnet und kehrt dann langsam zum Ausgangswert zurück.Am Ende der Versuchssitzung bringen Sie das Tier in seinen Raum und Käfig zurück. Reinigen Sie zwischen den Sitzungen die Plethysmographenkammern und spülen Sie den Vernebler mit Wasser aus. Fahren Sie mit der Datenanalyse fort, wie im Textprotokoll beschrieben.Hier ist das Ergebnis einer wiederholten Bewertung der Atemfunktion zu Studienbeginn über drei aufeinanderfolgende Tage in zwei Gruppen von BALB/c-Mäusen dargestellt. Eine Kontrolle und eine mit pulmonalallergischer Entzündung. Für eine Auswahl von Parametern, die durch die Doppelkammerplethysmographie bereitgestellt wurden, wurden stabile und vergleichbare Werte erhalten.Diese Werte wurden für die Atemfrequenz, das Titelvolumen, die Minutenbeatmung, die endinspiratorische Pause, die Strömung in der Mitte des exspiratorischen Titelvolumens und den spezifischen Atemwegswiderstand aufgetragen. Veränderungen der Atmungsfunktion und des Ansprechens auf steigende Dosen von inhalativem Methacholin wurden auch an aufeinanderfolgenden Tagen durchgeführt, um den Grad der Reaktionsfähigkeit bei Kontroll- und allergischen C57BL/6-Mäusen zu beurteilen. Die Ergebnisse zeigen den erwarteten progressiven Anstieg des spezifischen Atemwegswiderstands bei Erhöhung der Methacholin-Dosen mit einem übertriebenen Grad der Reaktionsfähigkeit bei den allergischen Mäusen am zweiten und am dritten Tag.Am folgenden Tag wurde der Newtonsche Widerstand mit Hilfe der erzwungenen Schwingungstechnik gemessen. Die Änderungen dieses Parameters spiegeln hauptsächlich Schwankungen des Widerstands der großen leitenden Atemwege wider. Der gemessene Newtonsche Widerstand zu Studienbeginn und als Reaktion auf Methacholin korrelierte gut mit dem gemessenen spezifischen Atemwegswiderstand, der am Vortag bei denselben Tieren erhalten wurde.Diese Technik ist praktisch, um mehrere Tiere gleichzeitig zu beurteilen, die Kinetik einer akuten Reaktion zu erfassen und die Atmungsfunktion während eines mehrtägigen Experiments wiederholt zu messen. Im Anschluss an den Eingriff können weitere Methoden wie die Force-Assoziationstechnik durchgeführt werden, um die Auswertung durch direkte Messungen der Atemmechanik wie z.B. des Atemwegswiderstands zu ergänzen. Die Doppelkammer-Plethysmographie bietet wirklich einen interessanten Ansatz zur Beurteilung des Atemmusters und der Geographie der Atemwegsobstruktion, insbesondere wenn das Versuchsprotokoll erforderte, dass die Tiere bei Bewusstsein waren.

assessment-respiratory-function-conscious-mice-double-chamber

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Experimentelle Mausmodellen von allergischem Asthma bieten neue Möglichkeiten zur Untersuchung von Krankheitsentstehung und die Entwicklung neuer Therapeutika. Diese Modelle sind gut, um Mess-Faktoren, die die allergische Immunantwort, Entzündung der Atemwege, Lungen-und Pathophysiologie geeignet.

Mausmodell von Allergen-induzierte Asthma

Das vorliegende Protokoll bietet eine detaillierte Schritt-für-Schritt-Beschreibung der Verfahren erforderlich, um Messungen der Atmungsorgane Mechanik sowie die Beurteilung der Atemwege Reaktionsfähigkeit auf inhalierte Methacholin bei Mäusen mit der erzwungenen Schwingung Technik (flexiVent auszuführen; SCIREQ Inc, Montreal, QC , Kanada).

Auswertung der Atemwege Mechanik in Mäuse mit den Forced Oscillation Technique

Die Beurteilung der Atemphysiologie hat traditionell auf Techniken, die Zurückhaltung oder Sedierung des Tieres erfordern verlassen. Hemmungslose Ganzkörper-Plethysmographie, jedoch bietet eine präzise, ​​nicht-invasive, quantitative Analyse der Atemphysiologie in Tiermodellen. Darüber hinaus ermöglicht das Verfahren wiederholt Atem Bewertung der Mäuse so dass für Langzeitstudien.

Messatemfunktion im Maus Mit Hemmungslose Ganzkörper-Plethysmographie

Hemmungslose Barometrische Plethysmographie wird verwendet, um das Muster der Atmung bei wachen Mäusen zu quantifizieren. Wir zeigen, dass 15 s Segmente unter einem standardisierten Protokoll ähnliche Werte wie eine längere Dauer der leisen Atmung anzeigen. Diese Methode ermöglicht auch die Quantifizierung von Apnoe und Augmented Atem während der ersten Stunde in der Kammer.

Methode, um Muster der Atmung in seneszierenden Mäusen durch hemmungslose Barometrische Plethysmographie zu erhalten

Dieses Protokoll stellt den Aufbau und die Verwendung eines vereinfachten Ganzkörperplethysmographie-Geräts vor, um das Fortschreiten bakterieller Atemwegserkrankungen nicht-invasiv zu überwachen.

Vereinfachte Ganzkörperplethysmographie zur Charakterisierung der Lungenfunktion bei respiratorischer Melioidose

Die hyperinsulinämische-euglykämische Clamp-oder Insulin-Clamp, ist der Goldstandard für die Beurteilung der Wirkung von...

Hyperinsulinämische-euglykämische Schellen in dem Bewusstsein, Unrestrained Mäuse

Der Zweck dieser Veröffentlichung ist es, unsere ursprüngliche Arbeit auf einem Multi-Muskel Oberfläche elektromyographischen Ansatz präsentieren quantitativ zu charakterisieren Atemmuskulatur Aktivierungsmuster bei Personen mit chronischen Verletzungen des Rückenmarks mit Vektor-basierte Analyse.

Auswertung der Respiratory Muscle Activation Mit Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) bei Personen mit chronischen Spinal Cord Injury

Rechte Herzkammer (RV) Dysfunktion ist für die Pathogenese von Herz-Kreislauferkrankungen, noch begrenzt Methoden sind für die Auswertung zur Verfügung. Jüngste Fortschritte in der Ultraschall-Bildgebung eine nicht-invasive und präzise Möglichkeit zur Längs RV Studie. Hier haben wir ausführlich eine Schritt-für-Schritt-Verfahren, das eine Echokardiographie Mausmodell der RV Drucküberlastung.

Beurteilung der rechtsventrikulären Struktur und Funktion in Maus-Modell der Lungenarterie Verengung durch transthorakale Echokardiographie

Die Bestimmung der glomerulären Filtrationsrate (GFR) ist der Goldstandard zur Beurteilung der allgemeinen Nierenfunktion. Herkömmliche Verfahren zur Messung dieses Parameters sind jedoch umständlich und erfordern einen großen Zeitaufwand. Hier beschreiben wir eine schnellere und minimalinvasive Methode, um die GFR transkutan zu bestimmen.

Transkutane Beurteilung der Nierenfunktion in Conscious Nagetiere

Diese Studie beschreibt die erfolgreiche Generierung von ein neues Tiermodell für die chronisch obstruktive Lungenerkrankung (COPD), indem man immer wieder Mäuse, um hohe Konzentrationen von Ozon.

Generation von eine chronisch obstruktive Lungenerkrankung-Modell bei Mäusen durch wiederholte Ozonbelastung

Lernen Sie die Doppel-Kammer-Plethysmographie zur Bewertung der Atemfunktion bei bewussten Mäusen. Diese Methode liefert zuverlässige Daten für Atemforschung und Arzneimittelentwicklung.

Beurteilung der Atemfunktion in bewusste Mäuse durch Doppel-Kammer-Plethysmographie

Weitere Videos entdecken