Name: Ein Mausmodell von unvollständig resected Soft Tissue Sarcoma for Testing (Neo)adjuvante Therapien (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-28T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 15 s
Description: Erfahren Sie ein standardisiertes Mausmodell zur unvollständigen Resektion von Weichteilsarkomen zur Testung (neo)adjuvanter Therapien. Diese Methode ermöglicht reproduzierbare Studien zur postoperativen Wundheilung und Tumorrezidivforschung.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wird durch Zuschüsse von der Socke es an Sarcoma unterstützt! Foundation, die Australian and New Zealand Sarcoma Association, die Children es Leukemia & Cancer Research Foundation und Perpetual Philanthropy. W.J.L wird von einem Simon Lee Fellowship und einem Forschungsstipendium des National Health and Medical Research Council und des Cancer Council WA unterstützt.

Die in diesen Experimenten verwendeten Tiere wurden aus dem Animal Resource Centre (Perth, Western Australia) gewonnen. Die Tiere wurden am Harry Perkins Institute of Medical Research Bioresources North Facility (Perth, Western Australia) unter standard pathogenfreien Bedingungen gehalten. Alle Experimente wurden nach dem Protokoll durchgeführt, das vom Harry Perkins Institute of Medical Research Animal Ethics Committee genehmigt wurde. IN diesen Experimenten wurden BALB/c-Mäuse im Alter von 8-12 Wochen eingesetzt. Die WEHI 164 Fibrosarkom-Zelllinie wurde von CellBank Australia (Westmead, NSW) gewonnen.
1. Impfung von Zellen
<ol><li>Vorbereitung von Zellen und Tieren<ol>
<li>Stellen Sie sicher, dass die Zellenlinie im empfohlenen Medium beibehalten wird. Zum Beispiel halten WEHI 164 Zelllinie in Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 medium ergänzt mit 2 mM L-Glutamin, 10% fetales Rinderserum, 20 mM HEPES, 0,05 mM 2-Mercaptoethanol, 100 U/ml Penicillin und 100 g/ml Streptomycin. HINWEIS: Durchgangszellen mindestens 3 und bis zu 5 Mal nach der Entfernung aus der kryogenen Lagerung. Um eine optimale Zelllebensfähigkeit zu gewährleisten, sollten Zellen geteilt werden, wenn sie zwischen 70-80% konfluent sind. Tumorzelllinien sollten auf Mykoplasmen getestet werden, da eine Infektion das Zellwachstum verändern und die Immunantwort in vivo beeinflussen kann.</li>
		<li>Einen Tag vor der Impfung rasieren Sie Mäuse an der unteren rechten Flanke mit Clippern. HINWEIS: Weibliche BALB/c-Mäuse im Alter von 8-12 Wochen mit normalem Gewicht (16 -22 Gramm) wurden in diesem Experiment verwendet.</li>
		<li>Am Tag der Impfung, ernten WEHI 164 Zellen, wenn 70-80% konfluent durch Trypsinisierung.<ol>
<li>Saugen Sie das Kulturmedium aus den Gewebekulturkolben und fügen Sie dann sterile Phosphat gepufferte Lösung (1x PBS), um restliche Spuren von fetalem Rinderserum (FBS) zu entfernen.</li>
			<li>Aspirieren Sie die PBS aus den Gewebekulturkolben. Fügen Sie 3 ml 0,05% Trypsin (für einen T75-Kolben) hinzu und wirbeln Sie dann den Kolben so, dass die gesamte Oberfläche des Kolbens mit Zellen mit Trypsin bedeckt ist.</li>
			<li>Inkubieren Sie den Kolben bei 372 °C, 5% CO2-Inkubator für 3 min. Überprüfen Sie zellenperiodisch, indem Sie auf die Seiten des Kolbens tippen, um zu sehen, ob sich die Zellen entfernt haben.</li>
			<li>Entfernen Sie Kolben aus dem Zellkultur-Inkubator und fügen Sie 5 ml Medien hinzu, die mit FBS ergänzt werden, um das Trypsin zu neutralisieren. HINWEIS: Lassen Sie Zellen nicht länger als nötig in Trypsin, da dies Zellen schädigen und zu einer geringen Zelllebensfähigkeit führen kann.</li>
			<li>Pipettenaufhängung mehrmals, um eine Einzelzellsuspension zu erhalten. Zellsuspension in ein konisches Zentrifugenrohr übertragen.</li>
			<li>Pelletzellen durch Spinnen bei 350 x g für 3 min.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Waschen Sie die Zellen dreimal in 1x PBS.<ol>
<li>Resuspend Zellen in 50 ml sterilen 1x PBS und Waschen von Zellen durch Pipettieren Zellsuspension nach oben und unten. Pelletzellen durch Spinnen bei 350 x g für 3 min.</li>
			<li>Aspirieren Sie den Überstand und resuspendieren Sie Zellen in 15 ml sterilen 1x PBS. Waschen Sie Zellen durch Pipettierzellaufhängung nach oben und unten. Pelletzellen durch Spinnen bei 350 x g für 3 min.</li>
			<li>Aspirieren Sie den Überstand und setzen Sie Zellen in genau 10 ml sterilen 1x PBS wieder aus. Zellen wie in Schritt 1.1.4.2 waschen und eine kleine Menge (ca. 100 l) Zellsuspension zum Zählen in ein Zentrifugenrohr übertragen. Pelletzellen durch Spinnen bei 350 x g für 3 min.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Bestimmen Sie die Zellennummer mithilfe der Trypan Blue-Ausschlussmethode mithilfe eines Hämozytometers oder eines automatisierten Zellenzählers. Zellen in sterilen 1x PBS in einer Konzentration von 5 x 106 Zellen/ml resuspendieren. Halten Sie die Zellsuspension auf Eis. HINWEIS: Die Lebensfähigkeit von Tumorzellen sollte gleich oder über 80 % liegen, um ein reproduzierbares Tumorwachstum zu gewährleisten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Subkutane Impfung<ol>
<li>Mischen Sie die Zellsuspension gründlich und füllen Sie eine Spritze mit einer 26 G Nadel mit 100 l Zellsuspension (5 x 105 Zellen) in sterilen 1x PBS. Wiederholen Sie das Mischen von Zellen, bevor Sie die nächste Spritze laden. HINWEIS: Halten Sie Zellen während des gesamten Verfahrens auf Eis, um die Lebensfähigkeit zu erhalten.</li>
		<li>Halten Sie die Maus entsprechend zurück, um den Zugriff auf die untere rechte Flanke zu gewährleisten. Impfen Sie die Maus subkutan auf der rasierten unteren rechten Flanke. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass sich die Impfung nicht im Peritoneum befindet, indem Sie die Nadel leicht anheben, die unter der Haut sichtbar sein sollte. Nach der Impfung sollte sich unter der Haut ein blasenartiger Klumpen bilden.</li>
		<li>Überwachen Sie Mäuse gemäß der geltenden Ethikzulassung und führen Sie eine chirurgische Resektion durch, wenn die Tumore auf eine Größe von etwa 50 mm2angewachsen sind.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Teilweise chirurgische Resektion des Tumors
HINWEIS: Dieses Protokoll erfordert ZWEI Forscher; eine für chirurgische Eingriffe (SURGEON) und eine andere für die Mausüberwachung (ASSISTANT).
<ol><li>Operation Setup<ol>
<li>Am Tag 12 nach der Inokulation, wenn Tumore eine Größe von ca. 50 mm2erreicht haben, Dosiermäuse mit 100 l (0,1 mg/kg) Buprenorphin s.c. in der Halsschnupzer, 30 Minuten vor der Operation.</li>
		<li>Richten Sie den Operationsbereich mit einem mit Banklack überzogenen Wärmepolster ein und richten Sie einen Nasenkegel für die Anästhesie ein. Sterilisieren Sie chirurgische Werkzeuge vor der Verwendung, und zwischen jedem Tier mit einem Wärmeperlensterilisator, so dass Werkzeuge vor dem Gebrauch abkühlen. Lassen Sie die folgenden chirurgischen Geräte sauber und in Reichweite: Chlorhexidin, Tupfer, Gaze, Augengel, zwei gekrümmte Zangen, Schere, Clip-Applikator, Clip-Entferner, Clip-Nachfüllungen (Abbildung 2A, 2B).</li>
		<li>Erwärmen Sie die Heizkammer auf 37 °C und richten Sie ein weiteres Wärmepolster für die Rückgewinnung ein (Abbildung 2C). Legen Sie sterilisierte Werkzeuge auf eine sterile Oberfläche wie autoklavierte Pads.</li>
	</ol></li>
	<li>Anästhesie<ol>
<li>Legen Sie die Maus in die Induktionskammer und befeuchten Sie die Maus mit 4% Isofluran (4% in 100% Sauerstoff bei einer Durchflussrate von 1 L/min), bis sich die Atemfrequenz auf etwa 60 Atemzüge pro Minute (1 pro Sekunde) verlangsamt (dies dauert in der Regel <1 min). HINWEIS: Lassen Sie die Maus nicht zu lange in der Kammer, da dies zu Erstickung und Tod führen kann. Nur eine Maus unter Anästhesie zu einer Zeit.</li>
		<li>Übertragen Sie die Maus auf das Wärmepolster auf dem Operationstisch, legen Sie die Maus mit der Nase in den Nasenkegel und halten Sie den Anästhesiezustand mit 3-4% Isofluran in 100% Sauerstoff bei einer Durchflussrate von 0,5 l/min. Überwachen Sie die Atemfrequenz, um sicherzustellen, dass die Tiefe der Anästhesie erhalten bleibt. HINWEIS: Der ASSISTANT muss die Atmung der Maus während der gesamten Operation überwachen, um sicherzustellen, dass das richtige Maß an Anästhesie beibehalten wird. Senken Sie die Anästhesiekonzentration, wenn die Atmung zu langsam wird, oder erhöhen Sie die Konzentration, wenn die Tiefe der Anästhesie zu flach ist. Wenn die Maus anfängt zu schnappen, entfernen Sie die Maus aus dem Nasenkegel, verringern Sie die Anästhesiekonzentration und warten Sie, bis sich die Atmung normalisiert, bevor Sie sie wieder auf den Nasenkegel legen.</li>
		<li>Führen Sie einen "Pinch-Test" und einen "Cornealreflextest"14 durch, um sicherzustellen, dass die Maus vor Beginn der Operation vollständig beästhetisiert wird. HINWEIS: Die Bewegung eines beliebigen Teils der Maus ist ein Hinweis darauf, dass die Maus nicht vollständig beästhetisiert ist. Das Tier sollte sofort durch Erhöhung der Anästhesiekonzentration zusätzlich anästhesien.</li>
		<li>Bedecken Sie die Augen der Maus mit einer kleinen Menge ophthalmologischem Gel, um Augentrockenheit zu vermeiden.</li>
	</ol></li>
	<li>Chirurgischer Eingriff (SURGEON)<ol>
<li>Den Operationsbereich 3 mal mit alkoholischem Chlorhexidin abwischen. Mit Zangen und einer Schere, machen Sie einen 1 cm geraden Schnitt entlang der rückenden Seite, 3 mm vom Tumor entfernt(Abbildung 3A, 3B). HINWEIS: Die Standardisierung des Schnitts auf 1 cm in jeder Maus (mit einem Lineal) ermöglicht eine gleichmäßige Beurteilung der Wundheilung zwischen Mäusen. Das Auffinden des Inzisions 3 mm vom Tumor entfernt ermöglicht eine nachfolgende intratumorale adjuvante Therapie ohne Leck aus der Wunde.</li>
		<li>Mit einer Pinzette die Fazien und das subkutane Fettgewebe zwischen Tumor und Peritoneum wegziehen. Der subkutane Tumor ist normalerweise an der Hautseite befestigt.</li>
		<li>Öffnen Sie die Wunde, indem Sie die Haut vorsichtig auf der Tumortragenden Seite mit einer Pinzette halten, und "invertieren" Sie den Tumor, so dass er außen sichtbar ist (Abbildung 3C, 3D). HINWEIS: Der zu entmassenhafte Tumorabschnitt sollte der Öffnung am nächsten sein, um genügend Haut zu haben, um die Wunde zu schließen. Achten Sie darauf, die Haut nicht zu schneiden, wenn Sie den Tumor entfernen.</li>
		<li>Schneiden Sie die Tumorkapsel mit einer Schere von der Hälfte ab, um sie zu entfernen, beginnend mit der Basis des Tumors, die der Öffnung am nächsten liegt.</li>
		<li>Für 50% Debulk-Chirurgie, schneiden Sie über die Mitte des Tumors. Mit gekrümmten Zangen, schaufeln Sie den Abschnitt des Tumors entfernt werden (50%); schöpfen Sie alle Reste aus dem entbulkten Bereich.</li>
		<li>Für 75% Debulk, führen Sie eine 50% Tumor-Debulk wie in Teil 2.3.5 oben. Dann schneiden Sie in die Hälfte der verbleibenden 50% des Tumors und schöpfen 25% des Tumors, mit gekrümmten Zangen wie oben beschrieben.</li>
	</ol></li>
	<li>Schließen der chirurgischen Stelle<ol>
<li>Legen Sie den restlichen Tumor wieder unter die Haut, und ziehen Sie mit Zangen die Hautklappen zusammen und richten Sie die Haut entlang der Wunde aus.</li>
		<li>Halten Sie die Haut 5 mm vom Rand der Wunde zusammen, und verwenden Sie chirurgische Clips, um die Wunde zu schließen, beginnend auf der Seite, die der Zange am nächsten ist. Tragen Sie so viele Clips wie nötig auf, um sicherzustellen, dass kein darunter liegendes Gewebe exponiert wird. Im Allgemeinen werden drei bis vier Clips mit 2 mm Lücken zwischen Clips aufgebracht. HINWEIS: Wenn Clips nicht gut aufgetragen werden, entfernen Sie sie mit einem Clip-Entferner und ersetzen Sie sie durch neue Clips.</li>
	</ol></li>
	<li>Rückgewinnung von Mäusen (ASSISTANT)<ol>
<li>Lassen Sie die Mäuse sich erholen, indem Sie sie in die warme Heizkammer (37 °C) geben.</li>
		<li>Legen Sie den Käfig der Maus auf das Heatpad. Überwachen Sie die Mäuse in der Heizkammer, bis sie sich vom Anästhetikum erholt haben (wach und gehend) und legen Sie die Mäuse dann wieder in den Käfig. Lassen Sie den Käfig auf dem Heatpad für weitere 10 Minuten, bis die Mäuse aktiver geworden sind.</li>
		<li>Geben Sie den Mäusen feuchte und weiche Nahrung. Überwachen Sie die Mäuse 1 Stunde nach der Operation auf Genesung und stellen Sie sicher, dass die Clips an Ort und Stelle bleiben. Stellen Sie sicher, dass der Käfig halb auf/die Hälfte des Wärmepolsters ist, damit die Tiere die Temperatur selbst regulieren können, während sie unbeaufsichtigt sind.</li>
		<li>Dosis Mäuse mit 0,1 mg/kg Buprenorphin (100 l subkutan in der Scruff des Halses), 6-8 Stunden nach der Operation (am Ende des Tages). Überwachen Sie Mäuse früh am nächsten Morgen und dosieren Sie Mäuse wieder mit 0,1 mg/kg Buprenorphin (100 l subkutan in der Halsschübe). Geben Sie mehr nasses Essen nach Bedarf.</li>
		<li>Überwachen Sie Mäuse täglich für die nächsten sieben Tage. Clips können nach sieben Tagen mit dem Clip-Entferner entfernt werden.</li>
	</ol></li>
	<li>Adjuvante oder neoadjuvante Behandlung<ol>
<li>Behandeln Sie Mäuse peri-operativ mit (neo)adjuvanten Therapie zu einem bestimmten Zeitpunkt, je nach der Behandlung von Interesse.</li>
		<li>Behandeln Sie z. B. Mäuse mit einer Dosis von 100 g Anti-CTLA-4 intraperitoneal (i.p.) am 15. Tag nach der Impfung oder mit drei Dosen von 200 g Anti-PD-1 i.p. am Tag 15, 17 und 19 nach der Impfung.</li>
	</ol></li>
	<li>Experimentelle Kontrollen<ol>
<li>Wenn Sie dieses Modell verwenden, um die Auswirkungen von Entzündungen/Wundheilung zu bewerten, sollten Sie die folgenden Kontrollgruppen verwenden: 1) No-surgery control (Behandlungen können noch intratumoral verabreicht werden); 2) Scheinchirurgie Kontrolle: Ein chirurgischer Schnitt wird in der Haut gemacht; der Tumor wird manipuliert und exponiert, aber kein Tumorgewebe entfernt; die Wunde wird mit Clips geschlossen.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Orosco, R. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Positive+Surgical+Margins+in+the+10+Most+Common+Solid+Cancers%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Positive Surgical Margins in the 10 Most Common Solid Cancers.</a> Scientific Reports. 8 (1), 5686(2018).</li>
<li>Haas, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perioperative+Management+of+Extremity+Soft+Tissue+Sarcomas%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Perioperative Management of Extremity Soft Tissue Sarcomas.</a> Journal of Clinical Oncology. 36 (2), 118-124 (2018).</li>
<li>Brennan, M. F., Antonescu, C. R., Moraco, N., Singer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lessons+learned+from+the+study+of+10%2C000+patients+with+soft+tissue+sarcoma%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Lessons learned from the study of 10,000 patients with soft tissue sarcoma.</a> Annals of Surgery. 260 (3), 416-421 (2014).</li>
<li>Smith, H. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterns+of+disease+relapse+in+primary+extremity+soft-tissue+sarcoma%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Patterns of disease relapse in primary extremity soft-tissue sarcoma.</a> British Journal of Surgery. 103 (11), 1487-1496 (2016).</li>
<li>Uramoto, H., Tanaka, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recurrence+after+surgery+in+patients+with+NSCLC%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Lung+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Recurrence after surgery in patients with NSCLC.</a> Translational Lung Cancer Research. 3 (4), 242-249 (2014).</li>
<li>Stojadinovic, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+the+prognostic+significance+of+microscopic+margins+in+2%2C084+localized+primary+adult+soft+tissue+sarcomas%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Analysis of the prognostic significance of microscopic margins in 2,084 localized primary adult soft tissue sarcomas.</a> Annals of Surgery. 235 (3), 424-434 (2002).</li>
<li>Krall, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+systemic+response+to+surgery+triggers+the+outgrowth+of+distant+immune-controlled+tumors+in+mouse+models+of+dormancy%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">The systemic response to surgery triggers the outgrowth of distant immune-controlled tumors in mouse models of dormancy.</a> Science Translational Medicine. 10 (436), (2018).</li>
<li>Bakos, O., Lawson, C., Rouleau, S., Tai, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combining+surgery+and+immunotherapy%3A+turning+an+immunosuppressive+effect+into+a+therapeutic+opportunity%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+for+ImmunoTherapy+of+Cancer%22%5BJournal%5D)">Combining surgery and immunotherapy: turning an immunosuppressive effect into a therapeutic opportunity.</a> Journal for ImmunoTherapy of Cancer. 6 (1), 86(2018).</li>
<li>Predina, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+surgical+models+of+postoperative+tumor+recurrence+for+preclinical+adjuvant+therapy+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Characterization of surgical models of postoperative tumor recurrence for preclinical adjuvant therapy assessment.</a> American Journal of Translational Research. 4 (2), 206-218 (2012).</li>
<li>Talmadge, J. E., Singh, R. K., Fidler, I. J., Raz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+models+to+evaluate+novel+and+conventional+therapeutic+strategies+for+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Murine models to evaluate novel and conventional therapeutic strategies for cancer.</a> American Journal of Pathology. 170 (3), 793-804 (2007).</li>
<li>Khong, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+efficacy+of+tumor+debulking+surgery+is+improved+by+adjuvant+immunotherapy+using+imiquimod+and+anti-CD40%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Cancer%22%5BJournal%5D)">The efficacy of tumor debulking surgery is improved by adjuvant immunotherapy using imiquimod and anti-CD40.</a> BMC Cancer. 14, 969(2014).</li>
<li>Broomfield, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial%2C+but+not+complete%2C+tumor-debulking+surgery+promotes+protective+antitumor+memory+when+combined+with+chemotherapy+and+adjuvant+immunotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Partial, but not complete, tumor-debulking surgery promotes protective antitumor memory when combined with chemotherapy and adjuvant immunotherapy.</a> Cancer Research. 65 (17), 7580-7584 (2005).</li>
<li>Predina, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+positive-margin+resection+model+recreates+the+postsurgical+tumor+microenvironment+and+is+a+reliable+model+for+adjuvant+therapy+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Biology+%26+Therapy%22%5BJournal%5D)">A positive-margin resection model recreates the postsurgical tumor microenvironment and is a reliable model for adjuvant therapy evaluation.</a> Cancer Biology & Therapy. 13 (9), 745-755 (2012).</li>
<li>Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+signs+monitoring+during+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice.</a> Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).</li>
<li>Overwijk, W. W., Restifo, N. P. B16 as a mouse model for human melanoma. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOverwijk%2C+WW+%22Current+Protocols+in+Immunology%22">Current Protocols in Immunology</a>. , Chapter 20, Unit 20-21 (2001).</li>
<li>Predina, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+the+local+tumor+microenvironment+in+recurrent+cancers+may+explain+the+failure+of+vaccines+after+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Changes in the local tumor microenvironment in recurrent cancers may explain the failure of vaccines after surgery.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (5), E415-E424 (2013).</li>
<li>Endo, M., Lin, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+margins+in+the+management+of+extremity+soft+tissue+sarcoma%5BTitle%5D)+AND+%22Chinese+Clinical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Surgical margins in the management of extremity soft tissue sarcoma.</a> Chinese Clinical Oncology. 7 (4), 37(2018).</li>
<li>Liu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+Efficacy+of+Neoadjuvant+Compared+to+Adjuvant+Immunotherapy+to+Eradicate+Metastatic+Disease%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Discovery%22%5BJournal%5D)">Improved Efficacy of Neoadjuvant Compared to Adjuvant Immunotherapy to Eradicate Metastatic Disease.</a> Cancer Discovery. 6 (12), 1382-1399 (2016).</li>
<li>Park, C. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extended+release+of+perioperative+immunotherapy+prevents+tumor+recurrence+and+eliminates+metastases%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Extended release of perioperative immunotherapy prevents tumor recurrence and eliminates metastases.</a> Science Translational Medicine. 10 (433), (2018).</li>
<li>Tai, L. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+tumor+model+of+surgical+stress+to+explore+the+mechanisms+of+postoperative+immunosuppression+and+evaluate+novel+perioperative+immunotherapies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A mouse tumor model of surgical stress to explore the mechanisms of postoperative immunosuppression and evaluate novel perioperative immunotherapies.</a> Journal of Visualized Experiments. (85), e51253(2014).</li>
<li>Gast, C. E., Shaw, A. K., Wong, M. H., Coussens, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+Procedures+and+Methodology+for+a+Preclinical+Murine+Model+of+De+Novo+Mammary+Cancer+Metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Surgical Procedures and Methodology for a Preclinical Murine Model of De Novo Mammary Cancer Metastasis.</a> Journal of Visualized Experiments. (125), (2017).</li>
<li>Qiu, W., Su, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+orthotopic+pancreatic+tumor+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Development of orthotopic pancreatic tumor mouse models.</a> Methods in Molecular Biology. 980, 215-223 (2013).</li>
<li>Erstad, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+and+heterotopic+murine+models+of+pancreatic+cancer+and+their+different+responses+to+FOLFIRINOX+chemotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22Disease+Models+%26+Mechanisms%22%5BJournal%5D)">Orthotopic and heterotopic murine models of pancreatic cancer and their different responses to FOLFIRINOX chemotherapy.</a> Disease Models & Mechanisms. 11 (7), (2018).</li>
</ol>

Keine Angaben.

Wir bieten ein Protokoll für ein Mausmodell der unvollständigen chirurgischen Resektion von Weichteilsarkom, um perioperative Therapien zu testen. Wir standardisierten auch den chirurgischen Schnitt, um die Beurteilung der Wundheilung zwischen Mäusen nach der Behandlung zu ermöglichen.
Die Tumorplatzierung ist ein wichtiger Bestandteil dieses Protokolls. Wir haben uns für ein subkutanes Tumormodell entschieden, um einen einfachen chirurgischen Zugang zur Tumorstelle und die Verabreichung lokal...

Chirurgie bleibt die Hauptbehandlungsoption für viele solide Tumoren1, einschließlich Weichteilsarkom2,3. Trotz Verbesserungen in der Krebschirurgie Und Kombinationen mit (neo)adjuvanten Therapien besteht nach wie vor ein hohes Risiko für Krebsrückfälle und Metastasen nach primärer Tumorresektion4,5. Bei Weichteilsarkomen treten Rückfälle besonders lokaregional am Operationsort auf, was zu erhöhter Morbidität und Mortalität führt. Im klinischen Umfeld kann es schwierig sein, genügend ausreichende Margen zu erhalten (z. B. aufgrund anatomischer Zwänge), was zu einer unvollständigen Resektion und einem anschließenden Tumorrezidiv6führt. Chirurgischer Stress und der anschließende Prozess der Wundheilung sind dafür bekannt, eine immunsuppressive Tumormikroumgebung zu schaffen, die für Tumorrezidive7,8günstig ist. Daher sollte die Entdeckung und Entwicklung neuer Therapien für Weichteilsarkom, insbesondere Immuntherapien, idealerweise die chirurgische Wundheilungsreaktion berücksichtigen.
Die meisten präklinischen Studien für adjuvante Therapien werden zunächst mit subkutanen syngenischen oder Xenotransplant-Mausmodellen durchgeführt, ohne die chirurgischeN Belastungen und die Wundheilungsreaktion9,10zu integrieren. Daher haben wir ein syngenes subkutanes Maus-Weichteilsarkom-Modell mit unvollständiger chirurgischer Resektion entwickelt. WEHI 164 Fibrosarkomzellen werden subkutan geimpft, und sobald Tumore festgestellt sind, entfernen wir 50-75% der Tumormasse (Abbildung 1A-E). Tumore wachsen konsequent aus dem verbleibenden Tumor. Dieses Modell ermöglicht das Testen von adjuvanten Therapien unter Berücksichtigung der Wirkung von chirurgischem Stress und Wundheilung. Ähnliche chirurgische Modelle der unvollständigen Resektion wurden in einer Reihe von Studien von mehreren Gruppen verwendet und festgestellt, reproduzierbar und wirksam11,12,13. Hier finden Sie eine detaillierte Beschreibung dieses Protokolls.

<table><tbody><tr><td>26 gauge 0,5 mL Insulinspritze</td><td>Becton Dickinson, Australien</td><td>326769</td><td>Keine</td></tr><tr><td>2-Mercaptoethanol</td><td>Life Technologies Australia Pty Ltd</td><td>21985023</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Anässetische Gasmaschine</td><td>Darvall Vet, Australien</td><td>Artikelnummer: 2848</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Anti-CTLA-4</td><td>BioXcell, USA</td><td>BE0164</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Anti-PD-1</td><td>BioXcell, USA</td><td>BP0273</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Buprenorphinhydrochlorid-Injektion, 0,3 mg/ml</td><td>RB Gesundheitswesen UK Limited, UK</td><td>55175</td><td>Verschreibungspflichtige Bestellung</td></tr><tr><td>Chlorhexidin Chirurgisches Peeling 4%</td><td>Perigo Australien, Australien</td><td>CHL01449F(Peeling</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum</td><td>CellSera, Australien</td><td>AU-FBS-PG</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Pinzette Fein 10,5 cm</td><td>Chirurgisches Haus, Westaustralien</td><td>CC74110</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Pinzette Fein 12 cm Gezahnt</td><td>Chirurgisches Haus, Westaustralien</td><td>CC74212</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Zange Hals 14 cm</td><td>Chirurgisches Haus, Westaustralien</td><td>CD01114</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Heizkammer</td><td>Datesand Ltd, UK</td><td>Mini-Thermacage</td><td>Keine</td></tr><tr><td>HEPES (1M)</td><td>Life Technologies Australia Pty Ltd</td><td>15630080</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Henry Schein Animal Health, Australia</td><td>Artikelnummer: 29405</td><td>Rezeptbestellung</td></tr><tr><td>Gleitende Augensalbe</td><td>Alcon</td><td>n/a</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Penicillin / Streptomycin 1000X</td><td>Life Technologies Australia Pty Ltd</td><td>15140122</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Phosphat gepufferte Lösung 10x</td><td>Life Technologies Australia Pty Ltd</td><td>70013-032</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Reflex 7mm Clips</td><td>Able wissenschaftlich, Australien</td><td>AS59038</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Reflex 7mm Wound Clip Applikator</td><td>Fähig wissenschaftlich, Australien</td><td>AS59036</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Reflex Wound Clip Remover</td><td>Fähig wissenschaftlich, Australien</td><td>AS59037</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Nagetier Qube Anästhesie Atemkreislauf</td><td>Darvall Vet, Australien</td><td>#7885</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Medium + L-Glutamin</td><td>Life Technologies Australia Pty Ltd</td><td>21870092</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Schere Iris STR 11 cm</td><td>OP-Haus, Westaustralien</td><td>KF3211</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Schere Iris STR 9 cm</td><td>OP-Haus, Westaustralien</td><td>JH4209</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Kleine Induktionskammer</td><td>Darvall Vet, Australien</td><td>Artikelnummer: 9630</td><td>Keine</td></tr><tr><td>TrypLE express 1x</td><td>Life Technologies Australia Pty Ltd</td><td>12604-021</td><td>Keine</td></tr><tr><td>Germinator 500 Glasperlen-Sterilisator</td><td>Cellpoint Scientific Inc., USA</td><td>5-1460-DK</td><td></td></tr></tbody></table>

ein mausmodell von unvollständig resected soft tissue sarcoma for testing (neo)adjuvante therapien

A Mouse Model of Incompletely Resected Soft Tissue Sarcoma for Testing (Neo)adjuvant Therapies

Chirurgie ist oft die erste Behandlung für viele solide Tumoren. Lokale Rückfälle treten jedoch häufig nach primärer Tumorresektion auf, trotz adjuvanten oder neoadjuvanten Therapien. Dies tritt auf, wenn chirurgische Ränder nicht ausreichend tumorfrei sind, was zu Restkrebszellen führt. Aus biologischer und immunologischer Sicht ist die Operation kein Nullereignis; die Wundheilungsumgebung ist dafür bekannt, sowohl pro- als auch antitumorigenice Wege zu induzieren. Infolgedessen sollten präklinische Modelle für die Arzneimittelentwicklung, die darauf abzielen, einen lokalen Rückfall zu verhindern, eine chirurgische Resektion bei der Prüfung neuer (neo-)adjuvanten Therapien beinhalten, um die klinischen Einstellungen bei Patienten zu modellieren, die mit einer Operation behandelt wurden.
Hier beschreiben wir ein Mausmodell der unvollständigen chirurgischen Resektion von WEHI 164 Weichteilsarkom, das das Testen von (neo)adjuvanten Therapien bei der Einstellung einer Wundheilungsreaktion ermöglicht. In diesem Modell werden 50% oder 75% des Tumors entfernt, so dass einige Krebsgewebe in situ zurückbleiben, um grobe Resterkrankungen nach der Operation im klinischen Umfeld zu modellieren. Dieses Modell ermöglicht das Testen von Therapien im Rahmen der Operation unter Berücksichtigung der Wundheilungsreaktion, die die Wirksamkeit von (neo)adjuvanten Behandlungen beeinflussen kann. Die unvollständige chirurgische Resektion führt zu einem reproduzierbaren Nachwachsen des Tumors bei allen Mäusen in Ermangelung einer adjuvanten Therapie. Adjuvante Behandlung mit Checkpoint-Blockade führt zu reduziertem Tumorwachstum. Dieses Modell eignet sich somit für die Erprobung von Therapien im Rahmen der Entschärbungschirurgie und der damit verbundenen Wundheilungsreaktion und kann auf andere Arten von festem Krebs ausgedehnt werden.

Tumorwachstum bis zu einer Größe von 50 mm2 ist eine ideale Größe für partielle Ablagerungen. Die unvollständige chirurgische Resektion von 50 mm2 Tumoren führt zu 100% (n=5) reproduzierbarem Nachwachsen der Tumoren in Abwesenheit einer adjuvanten Immuntherapie (Abbildung 4A). Als nächstes verwendeten wir das Modell, um adjuvante Immuntherapien mit Antikörpern gegen Checkpoint-Moleküle Cytotoxic T Lymphozyten Associated ...

In diesem Protokoll beschreiben wir ein Mausmodell der unvollständigen chirurgischen Resektion von Weichteilsarkom zum Testen (neo)adjuvante Therapien.

Ein Mausmodell von unvollständig resected Soft Tissue Sarcoma for Testing (Neo)adjuvante Therapien

Surgery is often the first treatment for many solid tumors. However, local relapses frequently occur following primary tumor resection, despite adjuvant ...

Dieses Protokoll zielt darauf ab, die klinische Einstellung von Resterkrankungen nach einer Tumorentwirrungsoperation nachzuahmen und ermöglicht es uns daher, neue Krebstherapien im Rahmen der postoperativen Wundheilung zu testen. Der Vorteil dieser Technik ist, dass sie eine Standardisierung der zugefügten Wunde und der Menge des Tumors ermöglicht. Diese Technik ist besonders wichtig für präklinische Studien, da sie neue Behandlungen für Krebserkrankungen identifiziert, dass sie lokal ein Beispiel dafür ist, ist Weichteilsarkom.Diese visuelle Demonstration ist entscheidend, um die Inversionstechnik zu demonstrieren, die es uns ermöglicht, den Tumor, der an der Hautseite befestigt ist, freizulegen. Beginnen Sie dieses Verfahren mit der subkutanen Impfung von präparierten Krebszellen bei Mäusen, wie im Textprotokoll beschrieben. Am 12. Tag, nach der Impfung, wenn Tumore eine Größe von etwa 50 Quadratmillimetererreichten erreicht haben, dosieren Mäuse mit 100 Mikroliter Buprenorphin subkutan in der Halsschnappung, 30 Minuten vor der Operation.Richten Sie den Operationsbereich mit dem mit Banklack überzogenen Wärmepolster ein und richten Sie einen Nasenkegel für die Anästhesie ein. Ordnen Sie saubere chirurgische Geräte so an, dass sie in Reichweite sind, einschließlich Chlorhexadin, Tupfer, Gaze, Augengel, zwei gekrümmte Zangen, Scheren, Clip-Applikator, Clip-Entferner und Clip-Nachfüllungen. Erwärmen Sie die Heizkammer auf 37 Grad Celsius und richten Sie ein weiteres Wärmepolster für die Erholung ein.Beachten Sie, dass für dieses Verfahren zwei Personen erforderlich sind. Ein Assistent muss die Atmung der Maus während des Eingriffs genau überwachen. Führen Sie nach der Anästhesisierung der Maus, wie im Textprotokoll beschrieben, einen Pinch-Test und einen Hornhautreflextest durch, um sicherzustellen, dass die Maus vor Beginn der Operation vollständig beästhetisiert wird.Bedecken Sie die Augen der Maus mit einer kleinen Menge ophthalmologischem Gel, um Augentrockenheit zu vermeiden. Beginnen Sie diese Operation, indem Sie den chirurgischen Bereich mit Chlorhexadin abwischen. Mit Zangen und einer Schere machen einen Zentimeter gerade einSchnitt entlang der Rückenseite, drei Millimeter vom Tumor entfernt.Schneiden Sie die Haut nicht direkt ab, da sie nicht gut verheilt. Vermeiden Sie es, ein Skalpell zu verwenden, um den Tumor zu schneiden und verwenden Sie eine Pinzette, um die Stücke zu schaufeln. Mit einer Pinzette die Faszien und das subkutane Fettgewebe zwischen Tumor und Peritoneum wegziehen.Der subkutane Tumor ist normalerweise an der Hautseite befestigt. Öffnen Sie die Wunde, indem Sie die Haut vorsichtig auf der Tumortragenden Seite mit einer Pinzette halten und den Tumor umkehren, so dass er außen sichtbar ist. Schneiden Sie die Tumorkapsel mit einer Schere von der Hälfte ab, um sie zu entfernen, beginnend mit der Basis des Tumors, die der Öffnung am nächsten liegt.Für 50%Debulk-Chirurgie, schnitt über die Mitte des Tumors. Mit gekrümmten Zangen schaufeln Sie den Abschnitt des Tumors, der entfernt werden soll. Schaufeln Sie alle Reste aus dem Debulk-Bereich.Für 75%debulk, beginnen Sie mit der Durchführung einer 50%Tumor-Debulk dann in die Hälfte der verbleibenden 50% des Tumors schneiden. Scoop bis 25% des Tumors mit gekrümmten Zangen. Um die chirurgische Stelle zu schließen, legen Sie den verbleibenden Tumor wieder unter die Haut und mit Zangen, ziehen Sie die Hautklappen zusammen und richten Sie die Haut entlang der Wunde.Halten Sie die Haut fünf Millimeter vom Rand der Wunde zusammen und verwenden Sie chirurgische Clips, um die Wunde zu schließen, die auf der Seite beginnt, die der Zange am nächsten ist. Tragen Sie so viele Clips wie nötig auf, um sicherzustellen, dass kein darunter liegendes Gewebe exponiert wird. Im Allgemeinen werden drei bis vier Clips mit zwei Millimeter Naben zwischen Clips aufgebracht.Lassen Sie die Mäuse sich erholen, indem Sie sie in die warme Heizkammer legen. Legen Sie den Käfig der Maus auf das Heatpad. Überwachen Sie die Mäuse in der Heizkammer, bis sie sich vom Anästhetikum erholt haben.Dann legen Sie die Mäuse wieder in den Käfig, lassen Sie den Käfig auf dem Wärmepolster für weitere 10 Minuten, bis die Mäuse aktiver geworden sind. Geben Sie den Mäusen feuchte und weiche Nahrung. Überwachen Sie die Mäuse eine Stunde nach der Operation auf Genesung.Überwachen Sie die Mäuse am Ende des Tages und am nächsten Morgen erneut und stellen Sie sicher, dass die Clips an Ort und Stelle bleiben. Behandeln Sie Mäuse perioperativ mit Advents- oder neoadjuvanten Therapie zu einem bestimmten Zeitpunkt, je nach Behandlung von Interesse. Behandeln Sie beispielsweise Mäuse mit einer Dosis von 100 Mikrogramm Anti-CTLA-4 intraperitoneal am 15. Tag nach der Impfung.Alternativ behandeln Sie die Mäuse mit drei Dosen von 200 Mikrogramm Anti-PD-1 intraperitoneal an Tagen, 15, 17 und 19 nach der Impfung. Die unvollständige chirurgische Resektion von 50 Quadratmillimeter-Tumoren, die hier durch die gepunktete Linie angezeigt wird, führt zu einem 100%reproduzierbaren Nachwachsen der Tumoren in Abwesenheit einer adjuvanten Immuntherapie. Daher ist das Tumorwachstum auf eine Größe von 50 Quadratmillimetern eine ideale Größe für die teilweise Ablagerung.Das Modell wurde dann verwendet, um adjuvante Immuntherapien mit Antikörpern gegen Checkpoint-Module, zytotoxischeT T-Lymphozyten-assoziiertes Protein vier und programmierten Todesrezeptor eins zu testen. Die Behandlung von Mäusen mit Anti-CTLA-4 führte zu einer Heilungsrate von 80%, während die Behandlung von Mäusen mit Anti-PD-1 zu einer Heilungsrate von 25% führte. Es ist wichtig, dass der verbleibende Tumor an der Haut befestigt bleibt, sonst wird die Blutzufuhr abgeschnitten und der Tumor wird zum Nekrotikum.Nach diesem Verfahren können Tumoren mit einer Vielzahl von Methoden analysiert werden, wie z. B. durchFlusszytometrie, um zu beurteilen, wie sich die Operation auf tumorinfiltrierende Zellen auswirkt. Dieses Mausmodell hat es uns ermöglicht zu erforschen, wie sich die Wundheilung auf Krebsimmuntherapien auswirkt.

a-mouse-model-incompletely-resected-soft-tissue-sarcoma-for-testing

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Dieses Video beschreibt das Protokoll zur Etablierung eines spontanen Metastasen-Mausmodells von Xenotransplantaten oder PDXs von Darmkrebspatienten. Diese Xenotransplantatmodelle ahmen teilweise die Merkmale menschlicher Karzinome nach und verstehen die kritischen Aspekte menschlicher Malignome, einschließlich Invasion und Metastasierung.

Mausmodelle für spontane Metastasen: Eine Plattform zur Untersuchung des Metastasierungspotenzials von orthotopisch injizierten kolorektalen Krebszellen

Dieses Video zeigt das Testen einer adjuvanten oder zusätzlichen Therapie in einem Mausmodell mit unvollständig resezierten subkutanen Tumoren. Die teilweise tumorresezierte Maus wird mit einem Antikörper behandelt, der auf das antizytotoxische Protein der T-regulatorischen Zellen abzielt, was möglicherweise das Nachwachsen des Tumors reduziert und auf eine wirksame adjuvante Therapie hindeutet.

Eine adjuvante Therapie im Mausmodell mit einem unvollständig resezierten subkutanen Tumor

Quelle: Alomari, S., et al. Implementierung der minimal-invasiven Hirntumorresektion bei Nagetieren für eine hohe Lebensfähigkeit der Gewebeentnahme. J. Vis. Exp. (2022)Dieses Video zeigt die Verwendung eines minimal-invasiven Resektionssystems (MIRS) zur Entfernung von Tumorgewebe aus einer anästhesierten Maus, der ein Tumor implantiert wurde. Das Verfahren besteht darin, die Maus auf einem stereotaktischen Rahmen zu befestigen, die vorherige Operationsstelle wieder zu öffnen, um Zugang zum...

Hirntumorresektion bei einer Maus mit einem minimalinvasiven Resektionssystem

Ein Maus-Tumormodell der chirurgischen Stress wird verwendet, um zu erkunden, wie postoperative Immunsuppression fördert Metastasen und immunstimulierende perioperative Therapien zu evaluieren.

Ein Maus-Tumormodell der operativen Belastung zu Entdecken Sie die Mechanismen der postoperative Immunsuppression und Bewerten Novel Perioperative Immuntherapien

Modelle der spontanen metastasiertem Nierenzellkarzinom (RCC) den Krankheitsverlauf kann für die Bewertung Behandlungen in einer klinisch relevanten Einstellung verwendet werden. Dieses Protokoll zeigt verschiedene Verfahren für orthotope Nierentumorzellimplantation, richtige Nephrektomie und schließlich skizziert eine Obduktion Führer für visuelle und Biolumineszenz-Scoring von metastasierendem Belastung und Lokalisierung.

Modellierung Spontane metastasiertem Nierenzellkarzinom (mRCC) in Mäusen nach Nephrektomie

Eine orthotope Brustkrebs primären Tumormodell und die operative Entfernung des Primärtumors Maus Lebensdauer zu verlängern spontane Metastasierung zu erzeugen, werden beschrieben. Das Tumorwachstum und Progression werden überwacht und durch Luciferase Fluoreszenzbildgebung quantifiziert.

Ein orthotopen Mausmodell des Spontan Metastasierung von Brustkrebs

Präklinische Modelle, die eine adjuvante Therapie mit Brustkrebs-Metastase auswerten, fehlen. Um dies zu lösen, entwickelten wir ein murines Modell der de novo pulmonalen Mamma-Adenokarzinom-Metastase, wobei Therapien, die in der adjuvanten Einstellung (postchirurgische Resektion von Primärtumoren) verabreicht werden, auf die Wirksamkeit bei der Auswirkung von zuvor gesäten pulmonalen Metastasen untersucht werden können.

Chirurgische Verfahren und Methodik für ein präklinisches Murine - Modell von De Novo Mamma Krebs Metastase

Umsetzung eines orthotopischen Modell des Nierenzellkarzinoms in immunkompetenten Mäusen liefert den Ermittler ein klinisch relevantes System durch das Vorhandensein einer primären Nierentumor und Lungenmetastasen im gleichen Tiere definiert. Dieses System kann verwendet werden , um präklinisch eine Vielzahl von Behandlungen in vivo zu testen.

Ein Syngenetische Maus-Modell von metastasierendem Nierenzellkarzinom für Quantitative und Longitudinal Beurteilung der vorklinischen Therapien

Direkter Einspritzung von Krebs-abgeleiteten extrazellulären Vesikeln (EVs) führt zur Neuprogrammierung des Knochenmarks Tumorprogression zu unterstützen; die Zellen dieser Effekt vermitteln, ist jedoch unklar. Hierin beschreiben wir eine Schritt für Schritt Protokoll zur EV-vermittelten Tumor-mesenchymale Stammzellen (MSC) Interaktionen in VivoUntersuchung offenbart eine entscheidende Rolle für EV-gebildete MSCs in Metastasen.

Eine präklinische Mausmodell der Osteosarkom, die extrazelluläre Vesikel-vermittelter Kommunikation zwischen Tumor und mesenchymalen Stammzellen zu definieren

Im klinischen Kontext werden Patienten mit lokalisierten Bauchspeicheldrüsenkrebs einer Pankreastektomie unterzogen, gefolgt von einer adjuvanten Behandlung. Dieses hier berichtete Protokoll zielt darauf ab, eine sichere und effektive Methode zur Modellierung dieses klinischen Szenarios bei nackten Mäusen durch orthotopische Implantation von Bauchspeicheldrüsenkrebs zu etablieren, gefolgt von distaler Pankreatektomie und Splenektomie.

Ein orthotopisches Resektions-Mausmodell für Bauchspeicheldrüsenkrebs

Eine einzigartige Methode zur chirurgischen Entfernung von oralen Plattenepithelkarzinomtumoren, die in der Mundhöhle etabliert wurden, wird hier gezeigt.

Translational relevantes Tumorresektionsmodell für murine präklinische Modelle des oralen Plattenepithelkarzinoms

Erfahren Sie ein standardisiertes Mausmodell zur unvollständigen Resektion von Weichteilsarkomen zur Testung (neo)adjuvanter Therapien. Diese Methode ermöglicht reproduzierbare Studien zur postoperativen Wundheilung und Tumorrezidivforschung.

Ein Mausmodell von unvollständig resected Soft Tissue Sarcoma for Testing (Neo)adjuvante Therapien

Weitere Videos entdecken