Este artículo demuestra procedimientos quirúrgicos de reflujo gastroesofágico con ratones. Estos modelos son herramientas útiles para la investigación sobre los mecanismos y el tratamiento de la enfermedad por reflujo gastroesofágico y potencialmente el esófago de Barrett y el adenocarcinoma de esófago.
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Artículo de método
Modelos quirúrgicos de reflujo gastroesofágico con ratones
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Resumen
Resumen
Se ha reportado que múltiples procedimientos quirúrgicos inducen reflujo gastroesofágico en animales. En este documento, reportamos tres modelos quirúrgicos con ratones que apuntan a inducir reflujo de contenido gástrico, contenido duodenal o contenido mixto. Los procedimientos quirúrgicos y los principios generales han sido descritos en detalle. Un investigador con experiencia quirúrgica debería ser capaz de dominar la técnica después de un corto período de práctica. Después de la cirugía, la mayoría de los ratones pueden sobrevivir y desarrollar esofagitis por reflujo similar a la de los humanos. Sin embargo, debe tenerse en cuenta que las diferencias histológicas entre el esófago de ratón y humano son las limitaciones inherentes de estos modelos quirúrgicos. Si se usan para la investigación sobre el esófago de Barrett y el adenocarcinoma, estos procedimientos pueden necesitar combinarse con modificaciones genéticas.
Introducción
La enfermedad por reflujo gastroesofágico (ERGE) es un trastorno crónico causado por la exposición prolongada del esófago distal a contenidos gástricos o gastroduodenales1. La exposición prolongada a estos reflujos nocivos deteriora las defensas intrínsecas del epitelio esofágico y, por lo tanto, da lugar a esofagitis2. El esófago de Barrett surge en el contexto del reflujo crónico y es una lesión premaligna con mayor riesgo de adenocarcinoma esofágico3,4. A pesar de la importancia clínica, los mecanismos de la ERGE, el esófago de Barrett y el adenocarcinoma no se han comprendido bien.
Los modelos animales son esenciales para la investigación sobre la etiología, la patología, los mecanismos moleculares, la prevención y el tratamiento de las enfermedades humanas. Hasta la fecha, se han desarrollado varios modelos animales de ERGE, esófago de Barrett y adenocarcinoma utilizando animales modelo5,6. El esófago de ratón está revestido de epitelio escamoso estratificado que es histológicamente similar al del esófago humano. Aunque un esófago de ratón es diferente del humano en términos de queratinización y ausencia de glándulas submucosas, el ratón sigue siendo un modelo animal atractivo debido a su bajo costo de mantenimiento y su potencial de modificaciones genéticas sofisticadas. Se utilizan dos enfoques comúnmente para modelar la ERGE, el esófago de Barrett y el adenocarcinoma en ratones: la cirugía de reflujo y la modificación genética. La cirugía de reflujo es la mejor manera de inducir el reflujo y las modificaciones genéticas imitan las alteraciones moleculares5,7. La cirugía de reflujo se puede combinar con modificaciones genéticas para comprender mejor los mecanismos de la enfermedad8.
Se han informado muchos procedimientos quirúrgicos por nosotros y otros6,9: (1) reflujo gástrico: ligadura pilórica, constricción pilórica con ligadura del estómago anterior, cardioplastia de Wendel y anastomosis esofagogástrica; (2) reflujo mixto: anastomosis esofagogastroduodenal, esofagoduodenostomía (o esofagogeyunostomía); (3) reflujo duodenal: anastomosis esofagogastroduodenal más gastrectomía; (4) reflujo de componentes químicos: reflujo biliar, reflujo pancreático, perfusión esofágica; y (5) trasplante esofágico5. Recientemente se informó un modelo microquirúrgico en ratones para producir reflujo yeyunal mediante una esofagogeyunostomía con imanes10. Estos modelos quirúrgicos tienen ventajas sobre los modelos de cultivo celular in vitro o de cultivo organopático. In vitro, las células esofágicas no pueden tolerar un medio con alta acidez o altas concentraciones de ácidos biliares. Los ácidos biliares no conjugados que se utilizan comúnmente para producir cambios en las células epiteliales esofágicas in vitro generalmente no están presentes en el reflujo duodenal in vivo. Por lo tanto, las conclusiones extraídas de tales estudios in vitro deben tomarse con precaución.
La cirugía en el esófago del ratón sigue siendo un desafío técnico debido a su pequeño tamaño. Una baja tasa de supervivencia postoperatoria no permite experimentos que requieran un cierto tamaño de muestra para llegar a conclusiones estadísticamente sólidas. En el pasado, hemos desarrollado y caracterizado con éxito modelos quirúrgicos de reflujo gástrico, reflujo mixto y reflujo duodenal con ratones en experimentos a largo plazo9,11,12. También hemos proporcionado consultoría a varios otros grupos en su cirugía de ratones. Aquí, describimos tres procedimientos quirúrgicos en ratones para ayudar a la comunidad a establecer estos modelos en sus laboratorios.
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Protocolo
Todos los experimentos con animales han sido aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional.
1. Preparación del ratón
- Utilice ratones durante ~ 20 g en el peso corporal o por encima de ~ 6 semanas de edad para la cirugía.
- Antes de la cirugía, los ratones dar un laboratorio chow y agua ad libitum y mantener en un ciclo de luz-oscuridad de 12:12 h.
- Afeitarse el área quirúrgica con una cortadora de cabello. Anestesiar los ratones por inyección intraperitoneal de 80 mg / kg de ketamina y 12 mg / kg de xilazina. Esta dosis pone ratones en el sueño en unos pocos minutos y proporciona anestesia suficiente para los siguientes procedimientos quirúrgicos.
- Confirme anestesia adecuada en base a la ausencia de reflejo corneal y la retracción del miembro cuando se pellizca la almohadilla plantar. Aplicar lubricante pomada oftálmica en los ojos para evitar la sequedad.
- Esterilizar la piel con una solución de betadine.
2. Reflujo gástrico Modelo (Figura 1B)
- Hacer una superiorincisión en la línea media de ~ 2 cm a partir de la xifoides señalando el ano.
- Abre la cavidad abdominal a través de la línea media. Retire el xifoides para mejorar la exposición con un par de tijeras.
- Separar y cortar los tejidos conectivos entre el hígado y el estómago. Ligar y cortar el haz buque entre el bazo y el fondo de ojo con el fin de liberar completamente el fondo de ojo.
- Girar el fundus ligeramente a la izquierda y exponer el lado izquierdo de la unión gastroesofágica en el campo. Haga una incisión longitudinal 5 mm en el músculo lo largo del esófago distal usando un par de tijeras afiladas para exponer el epitelio.
- Cortar abrir el epitelio a lo largo de la misma dirección (incisión 1, Figura 1B). Hacer tres incisiones en la forestomach (incisión 2, 3 y 4, la Figura 1B) para cortar la mayor parte del forestomach con unas tijeras afiladas de funcionamiento. Si el estómago no está vacío, retire con cuidado el contenido gástrico.
- Coloque una sutu 8-0 prolenere (con un punto de la forma cónica de la aguja) por el punto A (en el esófago) y el punto A '(en la panza) con una precisión de la mucosa de la mucosa de la oposición. Igualmente lugar suturas por el punto B y el punto B ', y otros pares de puntos, respectivamente. Espaciar uniformemente estas suturas 3-4 mm uno del otro.
- Lavar la cavidad abdominal con solución salina normal para limpiar la sangre y el contenido gástrico. Cierre de la pared abdominal con suturas de seda y la piel con grapas metálicas.
3. Mixta Modelo reflujo (Figura 1C)
- Siga los pasos 2.1 a 2.4 para exponer la unión gastroesofágica.
- Separar suavemente la cara dorsal del esófago de los vasos sanguíneos detrás del esófago. Pasar una pequeña punta de algodón entre el esófago y los vasos sanguíneos.
Nota: El algodón puede ser eliminado parcialmente de la punta para reducir su tamaño. Esta punta de algodón tiene dos propósitos, levantando el esófago y la protección de los vasos sanguíneos. - Hacer inc dos 5 mm longitudinalisions cada uno en la unión gastroesofágica y el extremo proximal del duodeno adyacente al píloro con unas tijeras afiladas de funcionamiento. Para la incisión en el duodeno, evitar los vasos sanguíneos y el lugar en la frontera anti-mesentérica.
- Anastomosan las incisiones con una precisión de la mucosa de la mucosa oposición interrumpidas 8-0 suturas Prolene. Por lo general, colocar 3-4 suturas en la cara dorsal y 2-3 suturas en la parte frontal.
- Retire la punta de algodón. Lavar la cavidad abdominal con solución salina normal y cerrar la pared abdominal y la piel.
4. duodenal Reflujo Modelo (Figura 1D)
- Siga paso 3.1 a 3.4 para generar reflujo mixto.
- Levante con cuidado el estómago para exponer su cara posterior. Un lóbulo del hígado puede ser atrapado por los tejidos conectivos entre el hígado y la parte posterior del estómago. Corte cuidadosamente los tejidos conectivos, adecuadamente proteger el hígado, y exponer los vasos sanguíneos en la cara dorsal del esófago.
- Ligar ycortar los vasos sanguíneos. Ligar y cortar el esófago en la unión gastroesofágica.
- Ligar el duodeno en el píloro. Ligar y cortar el mesenterio. Retire todo el estómago.
- Lavar la cavidad abdominal con solución salina normal. Cierre la pared abdominal y la piel.
Tratamiento 5. Post-quirúrgica
- Después de la cirugía mantener la temperatura corporal con una almohadilla térmica. Sólo después de recuperar decúbito esternal, coloque el ratón hacia atrás con otros animales.
- Dar antibióticos y analgésicos para prevenir la infección y aliviar el dolor. Inyectar Baytril (10 mg / kg, ip, una vez al día, durante 3 días) para prevenir la infección, y clorhidrato de buprenorfina como analgésico (0,05 mg / kg, sc, apuesta por dos días.). El ayuno no es necesario después de la cirugía.
Una dieta líquida o blanda se puede dar. - Evaluar el estado de salud general sobre basis.If diarias los ratones muestran los siguientes signos (dramática pérdida de peso> 15%, la falta de aplicaciónetite, vocalización, la descarga de la boca, la nariz o los ojos, gesto encorvada, la inactividad, la actividad anormal de aseo), la eutanasia a los ratones.
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Resultados
La mayoría de los ratones (> 95%) pueden sobrevivir a la cirugía. Durante el período perioperatorio, las principales causas de muerte son la sobredosis de anestésicos, sangrado y razones desconocidas.
Cuatro semanas después de la cirugía,> 90% ratones con reflujo gástrico o reflujo mixta y> 80% los ratones con el reflujo duodenal pueden sobrevivir. Durante este período, los ratones mueren principalmente de estenosis esofágica y la incapacidad para comer. Estos ratones muestran signo...
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Discusión
Varios modelos quirúrgicos se han establecido para imitar gástrica, duodenal y reflujo mixto en roedores. Estos tres procedimientos descritos aquí son adecuados para los experimentos a largo plazo con tasas razonables de supervivencia postoperatoria. Un investigador con experiencia quirúrgica debe ser capaz de captar la técnica después de un corto período de práctica.
El sangrado puede ser el resultado de la inyección intraperitoneal de anestésicos antes de la cirugía, laceración del hígado ...
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Divulgaciones
Uno de los autores (XC) recibió financiación que fue proporcionada por Takeda Pharmaceutical Company Ltd, que apoya la investigación básica relacionada con la enfermedad por reflujo gastroesofágico. Ninguno de los reactivos o instrumentos utilizados en este artículo es producido por esta empresa.
Agradecimientos
Contamos con el apoyo de subvenciones de investigación de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (NO. 81400590), los Institutos Nacionales de Salud (U54 CA156735) y Takeda Pharmaceutical Company Ltd. (MA-NC-D-156).
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Dumont #1 Forceps Dumostar Tip | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Micro Clip Applying Forceps 5.5" | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Bonn Scissors 3.5" Straight 15 mm Sharp/Sharp Tungsten Carbide Blades | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Operating Scissors 5.5" Straight Sharp/Sharp SureCut | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| 4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Surgeon's Needle 1/2 Circle Cutting Edge Size 12 (25 mm Chord Length) Pack 12 | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Halsey Needle Holder 5" Smooth | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Micro Needle Holder 5.125" Curved Lock.6 mm | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Reflex 9 mm Wound Clip Applier | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Reflex 9 mm Wound Clips Box Of 100 | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| PRONOVA Poly (hexafluoropropylene-VDF) Suture 8-0 | Ethicon US, LLC | ||
| Ringer's solution | Henry Schein, Inc. | ||
| ketamina | Henry Schein, Inc. | ||
| xilazina | Henry Schein, Inc. |
Referencias
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Reimpresiones y permisos
