Summary
Ce protocole décrit une intervention chirurgicale mini-invasive pour le baguage aortique ascendant chez le porc.
Abstract
Les grands modèles animaux d’insuffisance cardiaque jouent un rôle essentiel dans le développement de nouvelles interventions thérapeutiques en raison de leur taille et de leurs similitudes physiologiques avec les humains. Des efforts ont été consacrés à la création d’un modèle d’insuffisance cardiaque induite par une surcharge de pression et à l’anneau aortique ascendant tout en restant supra-coronaire et non une imitation parfaite de la sténose aortique chez l’homme, ressemblant étroitement à la condition humaine.
Le but de cette étude est de démontrer une approche mini-invasive pour induire une surcharge de pression ventriculaire gauche en plaçant une bande aortique, calibrée avec précision avec des capteurs de pression haute-fidélité introduits par voie percutanée. Cette méthode représente un raffinement de l’intervention chirurgicale (3R), ce qui permet d’obtenir des gradients trans-sténosés homogènes et une variabilité intragroupe réduite. De plus, il permet un rétablissement rapide et sans incident des animaux, ce qui entraîne des taux de mortalité minimes. Tout au long de l’étude, les animaux ont été suivis jusqu’à 2 mois après la chirurgie, en utilisant l’échocardiographie transthoracique et l’analyse de la boucle pression-volume. Cependant, des périodes de suivi plus longues peuvent être obtenues si vous le souhaitez. Ce modèle animal de grande taille s’avère précieux pour tester de nouveaux médicaments, en particulier ceux ciblant l’hypertrophie et les altérations structurelles et fonctionnelles associées à la surcharge de pression ventriculaire gauche.
Introduction
L’insuffisance cardiaque (IC) est une maladie potentiellement mortelle qui touche des millions de personnes dans le monde, entraînant des impacts sociaux et économiques majeurs1. L’une de ses étiologies significatives est la valvulopathie aortique ou sténose aortique (SA). La sténose aortique est plus fréquente à un âge avancé et se classe comme la deuxième lésion valvulaire la plus fréquente aux États-Unis. La mortalité liée à la SA a également augmenté en Europe, en particulier dans les pays qui n’ont pas accès aux procédures interventionnelles récentes2. Compte tenu de la complexité de l’IC et de la rareté des innovations thérapeutiques, il existe un besoin urgent de modèles animaux fiables capables de reproduire la condition humaine et de faciliter l’expérimentation de nouvelles interventions3. Alors que les modèles de rongeurs sont plus nombreux que les modèles de grands animaux, ces derniers offrent plusieurs avantages en raison de leur taille et de leurs similitudes physiologiques, permettant de tester des doses de médicaments et des dispositifs médicaux destinés à un usage humain.
L’objectif de cette méthode est d’établir un modèle reproductible de rubanement aortique ascendant (AAB) applicable à la plupart des grandes espèces animales utilisées dans la recherche biomédicale. Dans cette étude, la procédure est démontrée chez les porcs à l’aide d’une approche mini-invasive, adhérant aux principes des 3R (remplacement, réduction et raffinement4). Cette approche garantit la création d’un gradient de pression précis, ce qui se traduit par une reproductibilité élevée (réduisant potentiellement le nombre d’animaux requis). De plus, la petite incision chirurgicale (2-3 cm) minimise les agressions chirurgicales, améliorant ainsi le bien-être de l’animal par rapport aux approches plus agressives comme la sternotomie et les thoracotomies plus grandes5 (raffinement). De plus, la fourniture d’une démonstration vidéo de la méthode, ainsi que de descriptions détaillées dans la littérature, pourrait potentiellement réduire le besoin d’animaux utilisés uniquement à des fins de dressage (remplacement), ce qui diminuerait davantage l’utilisation des animaux. Ce modèle peut être adapté à différentes souches/races porcines avec des taux de croissance distincts et induit une surcharge de pression soutenue, conduisant à une hypertrophie significative après 1 ou 2 mois de suivi.
Les méthodes actuelles utilisent la sténose fixe6, sans tenir compte de la variabilité de la taille des animaux, ou calculent le gradient à l’aide de lectures de pression remplies de liquide7, qui sont moins fiables que les capteurs de pression haute-fidélité et sont sensibles à l’amortissement du signal8. Une autre approche utilise une seule mesure de pression distale par rapport à la sténose5. Cependant, l’étalonnage de la sténose par des signaux de pression proximaux et distaux simultanés à l’aide de capteurs de pression haute-fidélité délivrés par voie percutanée représente une optimisation substantielle du protocole, ce qui permet d’améliorer l’homogénéité des groupes. En faisant une démonstration visuelle de cette méthode, d’autres chercheurs devraient être en mesure de la reproduire sans obstacles significatifs, augmentant ainsi la disponibilité de ce modèle tout en favorisant l’application des principes des 3R.
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Protocol
Les expériences sur les animaux ont été réalisées au laboratoire de chirurgie expérimentale de l’Université de Porto, Centre de recherche et de développement cardiovasculaires (UnIC, Porto, Portugal). Le comité d’éthique animale de l’établissement a approuvé l’étude conformément à l’Autorité nationale de santé animale (Direcção-Geral de Alimentação e Veterinária, DGAV, Réf : 2021-07-30 011706 0421/000/000/2021). Les expérimentateurs étaient soit agréés (autorisation de sciences animales de laboratoire équivalente à la FELASA), soit chirurgiens cardiothoraciques ou anesthésistes. Les animaux utilisés dans ce travail étaient des mâles issus d’un élevage Landrace x Pietrain et ont été acquis auprès d’un éleveur agréé par la DGAV (PTAH03). Le poids de départ des animaux était de 20 à 25 kg, ce qui a permis un suivi maximal de 2 mois (70 à 80 kg, figure 1). Des périodes de suivi plus longues sont compromises en raison de la croissance importante des animaux, que nos infrastructures n’ont pas pu gérer.
1. Anesthésie et surveillance des signes vitaux
- Jeûnez l’animal sélectionné pendant la nuit avec de l’eau ad libitum.
- Pesez l’animal conscient (laissez-le marcher sur une balance pour animaux) ou utilisez une estimation basée sur le poids à l’arrivée et le taux de croissance prévu.
- Préparer un cocktail de kétamine (15 mg/kg), de midazolam (0,5 mg/kg) et d’azapérone (4 mg/kg) dans une seringue Luer lock de 20 ml reliée à une rallonge (100 cm) suivie d’une aiguille de 21 g (voir le tableau des matériaux). Assurez-vous d’avoir suffisamment d’anesthésique pour tenir compte du volume mort de la tubulure d’injection.
- Isolez le porc dans un environnement calme et sécuritaire (habituellement une salle d’entretien des animaux vide, si possible) et anesthésiez l’animal par injection intramusculaire dans le muscle du cou ou de la patte arrière (selon le protocole institutionnel). Assurez-vous que l’animal est dans un endroit calme et sombre et assurez-vous qu’il ne peut pas se blesser tout en perdant son décubitusion, ce qui devrait prendre 10 à 15 minutes.
REMARQUE : L’utilisation d’une rallonge évite d’avoir à retenir l’animal. - Une fois que l’animal est en position couchée, placez l’animal anesthésié sur une civière et transportez-le à la salle d’opération (mesurez le poids de l’animal à ce stade si la pesée consciente n’était pas une option).
- Positionner l’animal dans un décubitus latéral droit ou gauche en fonction de l’oreille à canuler. Nettoyez l’oreille plusieurs fois avec de la chlorhexidine et de l’alcool dans un mouvement circulaire. Ensuite, canuulez la veine marginale de l’oreille à l’aide d’un cathéter intraveineux de 20 G et fixez-la à l’aide d’un adhésif non tissé (voir le tableau des matériaux). Connectez le cathéter IV à un collecteur de robinet d’arrêt à 3 orifices pré-rincé avec du sérum physiologique.
REMARQUE : Alternativement, par rapport à une ligne de perfusion IV standard (ligne de goutte à goutte), une pompe à perfusion permet un réglage précis du débit (2 mL/kg/h). - Placez un timbre transdermique de fentanyl (50 μg/h) (voir le tableau des matériaux) dans l’oreille controlatérale.
- Placez l’animal sur une table d’opération radiotransparente, en décubitus dorsal, au-dessus d’un matelas chauffant, et fixez-le en place (sangles fixant les pattes à la table d’opération).
- Connectez une ligne de perfusion de propofol au collecteur de robinet d’arrêt à 3 orifices. L’entretien de l’anesthésie sera assuré par du propofol administré à l’aide d’une seringue de 50 mL montée sur une pompe à perfusion à seringue (voir le tableau des matériaux) à un taux de 10 à 20 mg/kg/h.
- Administrer un bolus de propofol (4 mg/kg) et de fentanyl (10 μg/kg) (voir le tableau des matériaux) pour induire l’apnée et permettre l’intubation.
NOTE : L’animal sera en apnée à partir de ce moment, et une ventilation mécanique doit être mise en place. Avant de continuer, assurez-vous que la source d’oxygène est disponible et que le ventilateur (voir le tableau des matériaux) est calibré et prêt pour la ventilation. - Après s’être assuré de la perte de réactivité, et avec un utilisateur tenant la bouche du porc ouverte tout en tirant simultanément la langue vers l’extérieur, utilisez un laryngoscope avec une lame Miller numéro 4 (voir le tableau des matériaux) pour identifier et mobiliser doucement l’épiglotte, en obtenant une vue des cordes vocales. Introduisez directement la sonde endotrachéale ou faites passer une bougie et la sonde endotrachéale par-dessus en premier. Certaines pinces intestinales atraumatiques peuvent aider à mobiliser le palais mou et à accéder à l’épiglotte.
- Gonflez le brassard de la sonde endotrachéale et connectez-le à l’appareil d’anesthésie/ventilateur. Ajustez les paramètres ventilatoires à 8-10 mL/kg de volume courant, une fréquence respiratoire de 15-25 respirations par minute et 5 cm H2O de PEEP (pression expiratoire positive). Ajustez les paramètres ventilatoires pour maintenir le CO2 en fin de marée entre 35 et 45 mmHg.
- Positionnez le capteur SpO2 sur la langue ou l’oreille (là où le meilleur signal est obtenu), placez la sonde de température œsophagienne et fixez les électrodes ECG (voir le tableau des matériaux).
- Appliquez une pommade lubrifiante ophtalmique stérile pour prévenir les lésions cornéennes.
2. Canulation artérielle
- Après s’être assuré de la profondeur de l’anesthésie par l’absence de réflexe palpébral et la fréquence cardiaque et la pression artérielle stables, nettoyez et désinfectez soigneusement la région de l’aine avec de la chlorhexidine et de l’alcool dans un mouvement circulaire. Recouvrez l’animal de champs stériles fenêtrés (voir Tableau des matériaux), avec le trou positionné dans la région de l’artère fémorale (préalablement confirmé par palpation ou échographie). Administrer de la céfazoline (25 mg/kg) comme antibioprophylaxie.
- S’il s’agit d’une récupération de l’animal (bagage aortique), utilisez la technique aseptique à partir de ce moment.
REMARQUE : Une technique d’asepsie stricte n’est pas requise s’il s’agit d’une procédure terminale (analyse de boucle PV). Cependant, il est avantageux de travailler de manière stérile pour éviter une infection qui pourrait affecter les mesures hémodynamiques. - Identifiez le site de ponction et infiltrez la zone avec de la lidocaïne sous-cutanée à 1 %.
- Identifiez l’artère fémorale commune à l’aide de la sonde vasculaire (voir le tableau des matériaux) et confirmez la position du marqueur échographique et la profondeur correcte.
REMARQUE : La ponction de l’artère fémorale peut être réalisée à l’aide d’un axe court, d’un axe long ou d’une combinaison des deux techniques, en utilisant une modalité biplan dans certains systèmes. Cependant, notre équipe utilise plus fréquemment l’approche de l’axe court. - Préparez la gaine de l’introducteur (voir le tableau des matériaux) en rinçant l’introducteur et le dilatateur avec une solution saline héparinée avant de l’assembler. Assurez-vous que le robinet d’arrêt à 3 voies dans l’orifice latéral de l’introducteur est en position d’arrêt vers l’animal pour éviter la perte de sang lors du retrait du dilatateur.
- Introduire une aiguille artérielle (de préférence une aiguille échogogène, voir le tableau des matériaux) dans l’artère fémorale tout en surveillant sa trajectoire à l’aide d’ultrasons. Une fois que la lumière artérielle est atteinte, ce qui peut être confirmé par des pulsations de sang artériel sortant du moyeu de l’aiguille, faites avancer un fil-guide en J dans l’artère. L’introduction correcte du fil-guide peut être confirmée par ultrasons.
- Retirez l’aiguille, maintenez la pression sur le site de ponction pour éviter des saignements supplémentaires, et avancez l’ensemble introducteur + dilatateur (taille 6 Fr, longueur 10 cm) dans l’artère. Retirez le dilatateur et confirmez la position de l’introducteur en aspirant par son orifice latéral et en rinçant séquentiellement avec une solution saline stérile.
- Connectez une ligne de pression artérielle à l’orifice latéral de l’introducteur de l’artère fémorale pour la surveillance de la pression artérielle. Assurez-vous que la hauteur du transducteur de pression est au niveau des oreillettes droites et que la pression atmosphérique est nulle.
- Couvrir l’introducteur avec un champ stérile jusqu’à ce qu’il soit cathétérisme ventriculaire gauche.
3. Banding aortique ascendant (préparation)
- Ajustez la position de l’animal à un léger décubitus latéral droit et surélevez la patte avant gauche.
- Localisez la position de l’aorte ascendante à l’aide du transducteur à ultrasons cardiaques (voir tableau des matériaux) et marquez le site de l’incision avant de désinfecter soigneusement la poitrine de l’animal avec de la chlorhexidine et de l’alcool dans un mouvement circulaire.
- Couvrez l’animal avec des rideaux stériles.
- Administrer un bolus de fentanyl (10 μg/kg) pour assurer une analgésie suffisante. Pour confirmer la profondeur de l’anesthésie et de l’analgésie, observez l’absence de réflexes palpébraux et l’absence de changements dans la fréquence cardiaque ou la pression artérielle lors de la première incision.
- Faites une incision cutanée de 2 à 3 cm au niveau des 3/4 de l’espace intercostal et disséquez les couches sous-jacentes du fascia et des muscles jusqu’à ce que l’espace intercostal soit atteint.
- Entrez dans le thorax à l’aide de ciseaux émoussés pendant que l’animal est en expiration forcée sans PEEP pour éviter d’endommager le poumon.
- Augmentez l’incision pour permettre le placement des lames de l’écarteur jusqu’à un maximum de 3 cm.
- Rétractez les nervures et visualisez les structures sous-jacentes. Si l’incision est faite au bon endroit, l’artère pulmonaire doit être facilement visible. L’aorte sera postérieure à celle-ci.
- À l’aide d’une pince et de ciseaux de chirurgie cardiaque mini-invasive, ouvrez le péricarde et rétractez les oreillettes gauches et tout tissu pulmonaire recouvrant la vue de l’aorte à l’aide d’une gaze stérile humide.
REMARQUE : Évitez de trop manipuler les oreillettes gauches, car cela entraînerait une fibrillation auriculaire. Si cela se produit et ne se résout pas spontanément, appliquez une cardioversion électrique. - Séparez soigneusement l’aorte de l’artère pulmonaire jusqu’à ce que le sinus péricardique transverse soit atteint. Ce sera le canal par lequel le matériel de banderolage sera passé.
REMARQUE : Pour le baguage de l’aorte ascendante, plusieurs matériaux peuvent être utilisés, en fonction de la taille de l’animal et de la période de suivi. Pour les animaux dont la croissance est limitée et/ou dont la période de suivi est courte, un collier de serrage en nylon peut être utilisé (option moins chère), tandis que pour les animaux à croissance plus rapide et/ou une période de suivi plus longue, une greffe de prothèses vasculaires fixée avec des clips en titane peut être utilisée (option plus coûteuse), évitant ainsi l’internalisation de l’anneau (discutée en détail dans les sections ci-dessous) (voir le tableau des matériaux). - Option 1 (collier de serrage en nylon) :
- Coupez un segment de ~10 cm de tube en plastique stérile avec une lumière suffisamment petite pour s’adapter parfaitement à l’extrémité de la bande de nylon.
REMARQUE : La tubulure stérile et la bande de nylon sont préalablement stérilisées par stérilisation à l’oxyde d’éthylène ou par immersion dans le formaldéhyde pendant au moins 24 h. - Utilisez une pince courbée à 90° pour faire passer le tube en plastique (qui sert de guide atraumatique à la bande de nylon) autour de l’aorte, à travers le chemin précédemment créé, de l’espace entre l’aorte et l’artère pulmonaire (proximale) vers l’espace entre l’aorte et l’oreillette droite (distale). La palpation avec le doigt peut aider à guider la pince sur le bon chemin.
- Veillez à ne pas exercer trop de pression sur l’artère pulmonaire ou les oreillettes droites, car cela peut entraîner une instabilité hémodynamique. Portez une attention particulière aux signes vitaux pendant cette étape pour éviter des périodes prolongées d’hypotension systémique.
- Une fois que le guide en plastique est visible sur le côté distal, saisissez-le avec une pince à tissu et tirez-le soigneusement autour de l’aorte, en apportant la bande de nylon avec elle. Reliez les deux extrémités de la bande de nylon sans comprimer l’aorte.
- Coupez un segment de ~10 cm de tube en plastique stérile avec une lumière suffisamment petite pour s’adapter parfaitement à l’extrémité de la bande de nylon.
- Option 2 (greffe d’ePTFE)
- Coupez un greffon d’ePTFE stérile de ~10 cm d’un greffon de 5 mm et 40 cm de long.
- Utilisez une pince courbée à 90° pour manipuler le greffon et faites-le passer autour de l’aorte. Reportez-vous aux étapes 3.11.2 et 3.11.3.
- Placez un marqueur radio-opaque (voir le tableau des matériaux) dans la zone de cerclage pour faciliter le cathétérisme de l’aorte.
- Couvrez l’espace intercostal avec de la gaze humide et des rideaux stériles.
4. Ventricule gauche (VG)/cathétérisme de l’aorte
- Administrer de l’héparine (200 U.kg-1).
REMARQUE : Les procédures endovasculaires sont associées à un risque de formation de caillots et d’embolisation distale, tandis que l’administration d’héparine entraînerait des saignements excessifs lors de l’accès chirurgical à l’aorte. Par conséquent, le cathétérisme VG/aorte est effectué après l’accès à l’aorte et la mise en place du cerclage. - Connectez un adaptateur de valve d’hémostase double ou une valve d’hémostase en forme d’étoile à un cathéter de guidage MP1 de 6 Fr (voir le tableau des matériaux) et rincez avec une solution saline héparinisée. Préchargez le cathéter guide à l’aide d’un fil-guide de 260 cm à embout J de 0,035 po. Introduisez cet assemblage à travers la gaine artérielle fémorale.
REMARQUE : Il peut y avoir un risque de saignement lors de l’avancement de deux capteurs de pression haute fidélité (HFPS) à travers une vanne d’hémostase à coupe transversale standard. Une autre approche pourrait être d’utiliser deux cathéters guides distincts, mais cela nécessiterait un deuxième site d’accès artériel. Pour résoudre à la fois le problème de saignement et le besoin de sites d’accès supplémentaires, on peut opter pour une valve d’hémostase à double orifice ou une valve d’hémostase en forme d’étoile. Ces alternatives résolvent le problème de saignement et éliminent le besoin de points d’accès supplémentaires. Une fois que le cathéter guide est avancé dans la gaine artérielle, il est important de noter que l’orifice latéral de la gaine ne permettra pas de mesurer la pression artérielle. Pour mesurer la pression artérielle, il est nécessaire de connecter la ligne artérielle à l’orifice latéral de l’adaptateur de valve d’hémostase du cathéter guide. - Avancez le fil-guide et guidez le cathéter dans l’aorte ascendante sous guidage fluoroscopique. Lorsque la valve aortique est identifiée, croisez-la soigneusement avec le fil-guide et introduisez le cathéter guide dans le VG. Si nécessaire, utilisez le produit de contraste pour faciliter le positionnement anatomique. Vérifiez les traces de pression pour confirmer le positionnement BT.
- Retirez le fil-guide tout en laissant le cathéter guide dans le VG. Rincez le cathéter après l’aspiration et assurez-vous qu’il n’y a pas de bulles d’air dans le cathéter.
- Faites avancer un HFPS déjà calibré, à travers l’un des orifices de la vanne d’hémostase double, dans le BT. Une marque avec un stylo stérile peut être placée sur le corps du cathéter pour savoir quand il sort de l’extrémité du cathéter guide. Alternativement, la confirmation d’un signal de pression ventriculaire clair est un signe de sortie du cathéter guide (des interférences de signal sont observées lorsque le HFPS est à l’intérieur du cathéter guide).
- Faites passer un deuxième HFPS à travers l’autre orifice de la vanne d’hémostase double et dans le BT.
- Tirez le cathéter guide dans l’aorte ascendante distalement jusqu’au marqueur radio-opaque placé sur le site de cerclage tout en laissant l’un des HFPS dans le VG. Confirmez la position du cathéter à l’aide de traces de pression.
REMARQUE : Le HFPS doit être connecté au système d’enregistrement et placé dans une solution saline stérile pendant au moins 30 minutes avant utilisation pour permettre au capteur de pression de s’équilibrer. Avant d’introduire le HFPS dans le cathéter de guidage, assurez-vous de mettre la pression à zéro en plaçant le capteur à la surface d’une solution saline stérile. - Couvrez le site d’accès vasculaire avec un champ stérile et déplacez-vous vers le thorax pour resserrer l’aorte.
5. Bande aortique ascendante (constriction)
- Tirez légèrement sur la bande de nylon (option 1) ou le greffon d’ePTFE (option 2) pour vous assurer que le HFPS est correctement positionné - la pression BT doit augmenter, tandis que la pression aortique distale par rapport à la bande (marqueur radio-opaque) ne doit pas augmenter.
- Si le positionnement du cathéter est incorrect, ajustez la position du HFPS pour vous assurer que la pression proximale et distale sur le site de constriction est clairement enregistrée.
- Option 1 : fermez la bande de nylon jusqu’à ce qu’elle soit bien ajustée autour de l’aorte.
- Fermez la bande de nylon un clic à la fois tout en surveillant de près les pressions. Après chaque clic, laissez les pressions se stabiliser.
- Fermez progressivement la bande de nylon jusqu’à ce que le gradient de pression souhaité soit atteint. L’objectif est un gradient d’environ 100 mmHg, tout en veillant à ce que les pressions ventriculaires gauches ne dépassent pas 25 mmHg.
REMARQUE : Si le gradient obtenu est légèrement inférieur à 100 mmHg (c’est-à-dire entre 90 et 95 mmHg), évitez de serrer davantage la bande de nylon. Il est crucial de ne pas trop serrer dans cette situation. Cependant, si la bande de nylon est accidentellement trop serrée pendant la procédure ou après la stabilisation, on peut utiliser des coupe-os (voir le tableau des matériaux) pour couper la bande de nylon, puis répéter les procédures précédentes (étape 3.11 et étape 5.3) pour réajuster et obtenir le gradient de pression approprié. - Placez un morceau de tube en plastique stérile sur l’extrémité de la bande de nylon pour éviter tout dommage accidentel aux structures environnantes.
- Option 2 : approximation des extrémités de l’ePTFE et resserrement de la bande à l’aide d’une pince à 45°, tout en surveillant les pressions, pour estimer l’emplacement relatif de la constriction.
- Placez un hémoclip en titane sur la position de la pince (le serrage des deux extrémités du greffon d’ePTFE laissera une marque sur celui-ci, servant à guider la position de l’hémoclip).
- Vérifiez le gradient de pression. Si le gradient est optimal, confirmez la position de l’hémoclip précédent en plaçant un deuxième hémoclip immédiatement au-dessus du précédent (cela n’augmentera pas la constriction mais évitera tout glissement distal du clip).
- Si la pente n’est pas suffisante, placez un clip supplémentaire sous le clip précédent (en resserrant davantage l’aorte). Faites-le jusqu’à ce que le gradient soit optimal. Si le dégradé est trop grand, utilisez l’applicateur de clip pour retirer le clip et en placer un autre plus distalement.
- Coupez les extrémités du greffon en ePTFE pour éviter d’avoir trop de matériel de greffe dans la poitrine et suturez le greffon sur le côté proximal de l’aorte à l’aide d’une suture 5.0 (voir le tableau des matériaux) pour éviter le mouvement distal du greffon.
- Attendez 15 minutes après la mise en place du cerclage pour stabiliser les pressions et déterminer si le gradient reste optimal ou si une décompensation et une défaillance aiguë s’installeront. Si l’hypotension survient sans résolution spontanée, il est très probable que le VG soit en train de se décompenser, et un soulagement des bandes est nécessaire.
- Fermez le péricarde à l’aide d’une suture 3-0 PDS II (voir tableau des matériaux).
- Placez un drain thoracique et connectez-le à un aspirateur chirurgical. Augmenter la PEEP à 10 cmH2O pour commencer à recruter tout poumon qui a souffert d’atélectasie.
- Fermez la paroi thoracique en couches à l’aide d’une suture 3-0 PDS II.
- Fermer le dernier point de suture musculaire en retirant le drain thoracique et avec la ventilation arrêtée à la fin de l’expiration avec une pression élevée (ajustée manuellement à 20-30 cmH2O).
- Reprenez une ventilation normale et fermez la peau à l’aide d’une suture 3-0 PDS II avec un schéma intradermique après avoir rincé la plaie chirurgicale avec de l’iode-povidone.
- Retirez les cathétéristes Mikro (voir le tableau des matériaux) et vérifiez la pression de surface pour tenir compte de la dérive de pression pendant la procédure.
- Retirez le cathéter guide.
- Retirez la gaine d’introduction et appliquez une compression manuelle pour fermer l’artériotomie. Appliquez une compression sur le site d’accès pendant au moins 10 minutes. Évaluez le site de l’hémostase en retirant lentement la pression et en confirmant l’absence de saignement ou de formation d’hématome.
- Placez un point de suture sur le site de ponction à l’aide d’une suture résorbable si nécessaire.
REMARQUE : Si nécessaire, à ce moment-là, un échocardiogramme transthoracique rapide peut aider à déterminer si la fonction cardiaque est bonne et permettre d’estimer le gradient de pression aortique. Bien que cela ne soit pas nécessaire (car le gradient de pression a été mesuré avec des capteurs de pression haute fidélité), un gradient dérivé de l’écho peut être utilisé pour comparer le modèle avec les données cliniques. Notez qu’en raison de la chirurgie, la qualité de l’image sera compromise. - Arrêter l’anesthésie et extuber l’animal une fois qu’une ventilation spontanée est détectée. Débranchez l’animal du ventilateur et assurez-vous qu’une bonne circulation d’air est ressentie à travers le tube endotrachéal et que l’oxygénation périphérique n’est pas compromise.
- Extubez et placez un Guedel si nécessaire.
- Retirez le cathéter de la veine périphérique.
- Surveillez l’animal pendant au moins 15 minutes tout en surveillant l’ECG/la fréquence cardiaque et l’oxygénation périphérique.
- S’il est stable, emmenez l’animal dans un enclos de récupération propre avec une température ambiante élevée. Utilisez un appareil portatif de signes vitaux (voir le tableau des matériaux) pour surveiller en permanence la fréquence cardiaque et la saturation jusqu’à ce que l’animal reprenne conscience.
- Suivez les animaux pendant la période souhaitée et effectuez une échocardiographie transthoracique ou une analyse de la boucle pression-volume pour déterminer la fonction cardiaque.
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Representative Results
Au cours du développement initial du modèle, le taux de mortalité était d’environ 30 %, les animaux mourant d’insuffisance cardiaque aiguë après baguage et complications chirurgicales. Cependant, après l’établissement du modèle, les complications chirurgicales sont devenues moins fréquentes et le taux de mortalité a chuté à environ 15 %. Les deux décès survenus étaient dus à une rupture aortique lors d’une dissection.
L’utilisation de capteurs de pression haute-fidélité permet d’obtenir des signaux de pression de haute qualité (Figure 2), permettant un étalonnage précis et en temps réel de la sténose. Cela permet de s’assurer que tous les animaux opérés subissent un degré similaire de surcharge de pression ventriculaire gauche, ce qui réduit la variabilité au sein du groupe. De plus, le cathéter lui-même a une tige de 2,3 F, ce qui a un impact minimal sur l’obstruction de l’écoulement par rapport aux cathéters plus grands remplis de liquide. Après un investissement initial, les cathéters peuvent être réutilisés plusieurs fois, et si une stérilisation est nécessaire, de l’oxyde d’éthylène peut être utilisé (généralement disponible en collaboration avec les services chirurgicaux de l’hôpital).
Le gradient trans-sténosé peut être calculé en temps réel par le logiciel, qui mesure la différence de pression entre le ventricule gauche (pression proximale) et l’aorte distale (pression distale). Quelques minutes de stabilisation entre chaque étape de constriction permettent au ventricule gauche d’avoir le temps de s’adapter. Après avoir déterminé le degré de constriction souhaité, une période de stabilisation de 15 minutes doit être appliquée pour s’assurer que le degré de baguage reste stable et que l’animal est compensé (figure 2A).
Cette approche est supérieure à d’autres méthodologies qui ne mesurent pas le gradient trans-sténosé en temps réel et qui n’ont pas à la fois l’homogénéité d’avoir un gradient similaire entre tous les animaux (92,3 ± 2,3 mmHg, erreur moyenne et l’erreur type de la moyenne, respectivement, pour 7 animaux opérés) et une surveillance étroite des pressions ventriculaires gauches. De plus, cette approche permet d’éviter les difficultés liées à la réalisation d’une échocardiographie transthoracique chez les porcs, en particulier chez certaines races comme le porc ventru vietnamien, qui a un sternum plus saillant.
L’échocardiographie transthoracique peut confirmer la formation d’un anneau aortique à la fois immédiatement après la chirurgie et pendant les périodes de suivi (Figure 3). La chirurgie de cerclage entraîne une sténose importante de l’aorte avec écoulement turbulent, qui peut être évaluée qualitativement ou quantifiée à l’aide d’un effet Doppler à ondes continues. La figure 2 montre des images représentatives de l’échocardiographie de suivi à 2 mois, montrant une sténose aortique significative (rangée supérieure) et une hypertrophie concentrique ventriculaire gauche (rangées du milieu et du bas). Deux mois après le baguage, les animaux développent une hypertrophie cardiaque importante. L’évaluation macroscopique a révélé des cœurs plus gros et une paroi ventriculaire gauche plus épaisse (Figure 4). La période de suivi de deux mois a été déterminée en fonction du taux de croissance des animaux utilisés, car une période de suivi plus longue aurait pour conséquence que les animaux seraient trop gros pour être manipulés par nos infrastructures.
Figure 1 : Schémas du protocole de baguage aortique. Après avoir reçu des porcs mâles de 20 à 25 kg, les animaux sont soumis à une période de quarantaine d’une semaine. Le jour de l’intervention, les animaux sont anesthésiés, le VG et l’aorte sont cathétérisés, et des capteurs de pression haute fidélité sont placés, suivis d’un cerclage aortique et d’une récupération de l’animal. L’ensemble de la procédure, une fois maîtrisé, dure environ 2 h. Deux mois après l’opération, les animaux sont soumis à une évaluation terminale, comprenant le prélèvement d’échantillons et la mesure des variables physiologiques. Anneau aortique AB, Ao-aorte, VVG-ventricule gauche, PV-pression-volume, RHC-cathétérisme cardiaque droit, échographie US. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Mesures de pression pendant le cerclage aortique. (A) Traces représentatives des pressions VG et aortique (distale par rapport au cerclage) pendant le cerclage aortique. Zoomez sur la VG et la pression aortique avant (B) et après la constriction (C), en montrant la création du gradient (différence entre le pic de la VG systolique et la pression aortique). (D) Arrachement du capteur de pression ventriculaire, passant de l’aorte proximale à l’anneau à l’aorte distale à l’anneau. Pression artérielle AP, pression du ventricule gauche LVP, capteur de pression haute fidélité MC. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Échocardiographie transthoracique. Le suivi à 2 mois après l’intervention révèle une sténose importante de l’aorte (flèche noire, rangée supérieure). L’hypertrophie LV est apparente, à la fois en 2D (flèches blanches, rangée du milieu), ainsi qu’en mode M, qui démontre également une hypertrophie concentrique (flèches blanches, rangée du bas). La barre verticale correspond à 3 cm, et les images PSAX 2D ont été acquises à une profondeur de 15 cm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Analyse macroscopique post-mortem du cœur. Le cerclage aortique conduit à une cardiomégalie, avec une hypertrophie nette de la paroi du VG. Les tranches de cœur sont à la base, à mi-cavité et à l’apex de gauche à droite. Des adhérences péricardiques peuvent être observées dans tout l’épicarde. Les barres d’échelle représentent 1 cm (rangée supérieure) et 4 cm (rangée inférieure). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Au cours des dernières années, plusieurs études ont utilisé l’anneau aortique chirurgical comme modèle pour la surcharge de pression ventriculaire gauche et l’insuffisance cardiaque(de 9 à10 de l’aorte ascendante), ce qui a permis aux chercheurs d’obtenir divers phénotypes adaptés à leurs besoins spécifiques. Bien que l’utilisation de tels modèles nécessite un équipement coûteux et des connaissances spécialisées, les informations qu’ils fournissent sont inestimables. Le porc, en raison de sa taille et de sa similitude avec le cœur humain, sert de modèle idéal11, gagnant l’acceptation éthique en tant que donneurs d’organes pour la xénotransplantation.
La principale étape critique de cette méthode est la dissection de l’aorte et la mise en place du matériau de cerclage (câble en nylon ou greffe en ePTFE) autour de celle-ci. Au cours de cette étape, plusieurs complications peuvent survenir, notamment une lacération ou une rupture des structures environnantes ou de l’aorte elle-même. Le contrôle de ces complications peut être réalisé en plaçant une suture à corde de poursuite ou une suture de matelas avec des gages sur le trou si le saignement peut être contrôlé pour visualiser correctement la plaie. Il est fortement recommandé de faire effectuer l’intervention par un chirurgien cardiothoracique, ce qui réduit considérablement les taux de complications et de mortalité.
Une autre étape critique est la constriction de l’aorte, qui doit se faire par étapes séquentielles avec des périodes de stabilisation entre les deux. Il est crucial de porter une attention particulière aux pressions périphériques systémiques, car une hypotension importante et soutenue (pression artérielle moyenne inférieure à 60 mmHg) peut résulter de l’incapacité du VG à faire face à la sténose actuelle. Si elle n’est pas résolue, en particulier lorsque les pressions ventriculaires commencent également à baisser, l’insuffisance cardiaque aiguë entraînera la perte de l’animal. Le retrait du câble en nylon ou du clip en titane est nécessaire lorsque l’hypotension ne disparaît pas spontanément.
Cependant, la principale limite de ce modèle, et de nombreux modèles de bandes aortiques, est l’emplacement de la bande par rapport à l’ostia coronaire. La mise en place d’un anneau supra-coronaire n’imite pas entièrement la sténose aortique et peut entraîner une augmentation de la pression artérielle dans la circulation coronaire, ce qui pourrait être protecteur12. Des preuves limitées suggèrent qu’il n’y a pas de différences entre les bandes aortiques sous-coronaires et supra-coronaires chez les porcs13, ce qui indique que les complications accrues associées à la chirurgie de cerclage sous-coronaire peuvent ne pas en valoir la peine.
Selon la souche animale utilisée et le temps de suivi, l’internalisation de la bague peut devenir un problème. Bien qu’elle soit principalement décrite chez les rongeurs14, elle a également été observée dans l’artère pulmonaire des porcs15. L’utilisation de segments de greffe ePTFE augmente considérablement la surface de contact et élimine l’apparition de l’internalisation de la bande. Cependant, les greffes d’ePTFE sont plus chères, et lors de l’utilisation de races à croissance lente, telles que le porc vietnamien ventru, l’internalisation de la bande n’est pas un problème lors de l’utilisation de colliers de serrage en nylon. Les chercheurs doivent choisir leur approche en fonction de la race animale utilisée.
Pour les races à croissance rapide, le suivi à long terme peut être difficile en raison de la taille de l’animal (disponibilité d’une infrastructure et d’un équipement suffisamment grands pour manipuler des animaux de >100 kg) et des coûts d’entretien prohibitifs.
Une autre limite de ce modèle, ainsi que de tous les modèles nécessitant un accès à l’espace péricardique, est la présence d’adhérences péricardiques importantes après la chirurgie. Notre expérience ne montre aucune différence entre la fermeture ou la non-fermeture de l’incision péricardique après la pose de l’anneau. Bien que cela n’affecte pas la fonction, la dissection du cœur et l’identification des différentes structures prennent plus de temps, et l’épicarde est susceptible d’être endommagé si le péricarde est complètement séparé.
Cette méthode mini-invasive représente un raffinement significatif de l’intervention chirurgicale typique, conduisant à une récupération sans incident et plus rapide. L’utilisation de deux cathéters haute-fidélité pour la mesure simultanée de la pression et la mesure du gradient en temps réel améliore considérablement la précision de la procédure et la reproductibilité du modèle, ce qui permet de réduire le nombre d’animaux nécessaires. Le modèle peut être appliqué à l’étude de nouvelles interventions thérapeutiques ou dispositifs visant l’hypertrophie ventriculaire gauche, ainsi qu’à la détermination de nouveaux mécanismes physiopathologiques associés à la surcharge de pression ventriculaire gauche.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ces travaux ont été soutenus et financés dans le cadre du projet QREN 2013/30196, de la Fondation bancaire « la Caixa », du projet Fundação para a Ciência e Tecnologia (FCT), LCF/PR/HP17/52190002. JS et EB ont été soutenus par le programme de recherche et d’innovation Horizon 2020 de l’Union européenne dans le cadre de la convention de subvention Marie Sklodowska-Curie n° 813716. PdCM a été soutenu par le projet MEDIATOR de la Stichting Life Sciences Health (LSH)-TKI (LSHM 21016).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3-0 PDS II suture | Ethicon | Z683G | Aorta banding |
| 5-0 prolene | Ethicon | 7472H | Aorta banding |
| ACUSON NX2 Ultrasound System | Siemens | (240)11284381 | Vascular Access and Echocardiography |
| Arterial Extension 200 cm | PMH | 303.0666 | Anesthesia Maintenance |
| Atlan A300 Ventilator | Draeger | 8621300 | Ventilation |
| Bone cutters | Fehling | AMP 367.00 | Aorta banding |
| Cefazolin 1000 mg | Labesfal | 100063 | Antibiotic |
| Chlorhexidine 4% Wash Solution | AGA | 19110008 | Cleaning |
| Doyen Intestinal Forceps | Aesculap | EA121R | Intubation |
| Echogenic Introducer Needle | Teleflex | AN-04318 | Vascular Access |
| Endotracheal tube | Intersurgical | 8040070 | Intubation |
| ePTFE vascular graft (5 mm x 40 cm) | GORE-TEX | S0504 | Aorta banding |
| Extension line 100 cm | PMH | 303.0394 | Anesthesia Induction |
| F.O. Laryngoscope | Luxamed | E1.317.012 | Intubation |
| F.O. Miller Blade 4 204 x 17 mm | Luxamed | 3 | Intubation |
| Fenestrated Sterile Drape | Bastos Viegas | 4882-256 | Aseptic Technique |
| Fentanyl 0.5 mg/10 mL | B.Braun | 5758883 | Anesthesia / Analgesia |
| Guidewire 260 cm J-tip | B.Braun | J3 FC-FS 260-035 | Left Ventricle catheterization |
| Infusomat Space Infusion Pump | B.Braun | 24101800 | Fluids / Drug administration |
| Intercostal retractor | Fehling Surgical | MRP-1 | Thoracotomy |
| Introcan Certo IV Catheter 20G | B.Braun | 4251326 | Fluids / Drug administration |
| Isotonic Saline Solution 0.9% | B.Braun | 5/44929/1/0918 | Fluids / Drug administration |
| Ketamidor 100 mg/mL | Richter pharma | 1121908AB | Anesthesia Induction |
| L10-5v Linear Transducer | Siemens | 11284481 | Vascular Access |
| Midazolam 15 mg/3 mL | Labesfal | PLB762-POR/2 | Anesthesia Induction |
| Mikro-cath | Millar | 63405(1) | Pressure recording |
| MP1 guide catheter 6 Fr | Cordis | 67027000 | Left Ventricle catheterization |
| Needle Holder | Fehling Surgical | ZYY-5 | Aorta banding |
| Non-woven adhesive | Bastos Viegas | 442-002 | Fluids / Drug administration |
| P4-2 Phased Array Transducer | Siemens | 11284467 | Echocardiography |
| Perfusor Compact Syringe Perfusion Pump | B.Braun | 8717030 | Fluids / Drug administration |
| Pressure Signal Conditioner | ADinstruments | PCU-2000 | Pressure recording |
| Propofol Lipuro 2% | B.Braun | 357410 | Anesthesia Maintenance |
| Radifocus Introducer II Standard Kit B - Introducer Sheath | Terumo | RS+B60K10MQ | Vascular Access |
| Radiopaque marker | Scanlan | 1001-83 | Aorta banding |
| Scissors | Fehling Surgical | Thoracotomy | |
| Skinprep (Chlorhexidine 2% / 70% Isopropyl alcohol) | Vygon | SKPC015ES | Disinfection |
| Stopcock manifold (3 ports) | PMH | 310.0489 | Fluids / Drug administration |
| Straight forceps | Fehling Surgical | ZYY-1 | Thoracotomy |
| Stresnil 40 mg/mL | ecuphar | 572184.2 | Anesthesia Induction |
| Syringe Luer Lock 20 cc | Omnifix B.Braun | 4617207V | Anesthesia Induction |
| Syringe Luer Lock 50 cc | Omnifix B.Braun | 4617509F | Anesthesia Maintenance |
| Transdermal fentanyl Patch 50 mcg/h | Mylan | 5022153 | Analgesia |
| Ultravist | Bayer | KT0B019 | Angiography |
| Universal Hemostasis Valve Adapter | Merit Medical | UHVA08 | Left Ventricle catheterization |
| Velcro Limb Immobilizer | PMH | SU-211 | Animal stabilization |
| Venofix A, 21 G | B.Braun | 4056337 | Anesthesia Induction |
| Vista 120S Patient Monitor | Draeger | MS32997 | Monitoring |
| Weck titanium clip | Teleflex | 523760 | Aorta banding |
| Weck titanium clip applier | Teleflex | 523166 | Aorta banding |
| Zhiem Vision | Iberdata | N/A | Fluoroscopy |
References
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