Vídeo-oculografía en ratones
July 19th, 2012
Vídeo-oculografía es un método muy cuantitativa para investigar el rendimiento motor ocular, así como el aprendizaje motor. A continuación, describimos la forma de medir vídeo-oculografía en ratones. La aplicación de esta técnica en normal, tratamiento farmacológico o ratones modificados genéticamente es una poderosa herramienta de investigación para explorar la fisiología subyacente de comportamientos motores.
El objetivo general de este procedimiento es realizar video o iconografía en ratones. Esto se logra equipando primero al ratón con una construcción de pedestal en su cráneo, que permite la inmovilización de su cabeza en un retenedor especial del cuerpo de la cabeza. El segundo paso es colocar el ratón en la configuración de video ocul y calibrar el sistema de seguimiento de pupilas de video.
Los siguientes movimientos oculares se registran mientras se activa el sistema oculomotor mediante un amplio repertorio de estímulos cinéticos vestibulares y ópticos. El paso final es analizar estos movimientos oculares. En última instancia, la iconografía del video O en ratones normales, tratados farmacológicamente o modificados genéticamente se puede utilizar para explorar la fisiología de los comportamientos motores.
Aunque este método puede proporcionar información sobre el sistema motor ocular, también se puede aplicar para estudiar enfermedades de origen cerebeloso, vestibular u ocular mediante el uso de mutantes de ratón que imitan patologías humanas. Para comenzar este procedimiento, anestesia al ratón en una cámara de gas con una mezcla de isof, flúor y oxígeno. A continuación, mantenga la anestesia administrando el gas a través de una mascarilla.
A continuación, utilice una almohadilla térmica y un sensor térmico anal para mantener la temperatura corporal del ratón a 37 grados centígrados. Posteriormente, aplicar la pomada ocular para proteger los ojos de la sequedad, afeitar el pelaje craneal dorsal y limpiar la zona quirúrgica. Después, haga una incisión en la línea media para exponer la superficie craneal dorsal del cráneo, limpie y seque la superficie.
A continuación, aplique una gota de ácido fosfórico de bgma a Lambda. Después de 15 segundos, retire el grabado, luego limpie la superficie craneal con solución salina y vuelva a secarla. Aplique una gota de opti bond prime en la parte superior de la superficie craneal grabada y aire.
Sécalo durante 30 segundos. A continuación, añada una gota de adhesivo opti bond sobre el opti bond prime. Cúralo con luz ultravioleta durante un minuto.
Después de eso, cubra la capa adhesiva con una capa delgada de compuesto de carisma. El conector con imán, el orificio del tornillo y los sitios de fijación están incrustados en el compuesto. A continuación, cure el compuesto con luz ultravioleta.
Nuevamente, si es necesario, aplique capas adicionales de compuesto y cúrelas con luz. Permita que el ratón se recupere durante al menos tres días después de la cirugía. El siguiente paso es colocar el mouse en el resguardo y fijar su cabeza al restricción, con el imán y un tornillo monte la cabeza del mouse y el retenedor del cuerpo en una plataforma XY.
Usando la plataforma XY, coloque la cabeza del mouse sobre el centro de la plataforma giratoria para que el mouse se pueda mover sobre los ejes de tono y balanceo. A continuación, coloque su cabeza en el ángulo de inclinación y balanceo correctos alineando el ojo utilizando la imagen visual del ojo generada por el sistema de escaneo ocular. Ahora la plataforma giratoria está conectada a un motor servocontrolado de CA.
La posición de la plataforma giratoria se controla con un potenciómetro conectado al eje de la plataforma giratoria. La plataforma giratoria está cubierta por una pantalla cilíndrica circundante con un patrón de puntos aleatorios, que también está equipada con un motor servocontrolado de CA. La posición de la pantalla cilíndrica se controla mediante un potenciómetro acoplado a su eje.
La pantalla se puede iluminar con una luz halógena. El movimiento de la plataforma giratoria y la pantalla que la rodea es controlado por una computadora que está conectada a una interfaz de entrada y salida. La plataforma giratoria y las señales de posición de la pantalla circundante se filtran mediante una frecuencia de corte de 20 hercios digitalizada por la interfaz de entrada y salida y almacenada en esta computadora.
El ojo del ratón está iluminado por tres emisores de infrarrojos. Dos están fijados a la plataforma giratoria y el tercero está conectado a la cámara. Este tercer emisor produce una reflexión corneal de referencia, que se utiliza durante el procedimiento de calibración y durante los registros de los movimientos oculares.
Una cámara CCD infrarroja equipada con una lente de zoom está conectada a la plataforma giratoria y se enfoca en la cabeza del mouse. En el centro del tocadiscos. La cámara se puede desbloquear y mover alrededor del eje de la plataforma giratoria exactamente 20 grados.
Durante el procedimiento de calibración. A continuación, la señal de vídeo es procesada por un sistema de seguimiento ocular, que puede seguir la pupila y hacer referencia a la reflexión de la córnea en dirección horizontal y vertical a una frecuencia de muestreo de 120 hercios. Luego, la posición de referencia de la córnea, la posición de la pupila y las señales de tamaño de las personas son digitalizadas por la interfaz de entrada y salida y se almacenan en el mismo archivo que la tabla y las señales de posición de la pantalla circundante para calibrar los movimientos oculares, ajustar la posición de la cabeza del mouse con la cámara de tal manera que la imagen de video de la pupila esté situada en el centro del monitor y la representación de la referencia de la córnea de referencia se encuentra en la línea media vertical del ojo, directamente encima de la pupila.
A continuación, mueva la cámara varias veces un pico de 20 grados. Pico alrededor del eje vertical de la plataforma giratoria. Utilice las posiciones de la pupila rastreada y la referencia corneal de referencia registrada en las posiciones extremas de la cámara para calcular el radio de rotación de la pupila.
Repita estos pasos muchas veces bajo diversas condiciones de iluminación para determinar la relación entre el tamaño de la pupila y la rotación de la pupila. A continuación, componga una curva de corrección de rotación de la pupila. Ahora calcule la posición angular del ojo midiendo la posición de referencia de la córnea de referencia, la posición de la pupila y el tamaño de la pupila.
El valor de rotación de la pupila se puede extraer de la curva de corrección de rotación de la pupila y la posición angular del ojo se puede calcular utilizando la siguiente fórmula. Aquí se muestra el experimento de movimiento ocular VVOR. Ahora, convierta las posiciones de los ojos, las posiciones de la mesa y las posiciones de la pantalla circundante en posiciones angulares.
A continuación, diferencie y filtre las posiciones angulares de la mesa de ojos y la pantalla circundante con un filtro de paso bajo Butterworth. Usando una frecuencia de corte de 20 hercios sub, elimine el secod de la señal de velocidad ocular usando un umbral de detección de 40 grados por segundo. A continuación, promedie la tabla y las señales de velocidad ocular utilizando cada ciclo individual en el ensayo, ajuste las señales promediadas con una función adecuada.
En general, se utiliza una estimulación de velocidad sinusoidal y los ciclos medios están equipados con una función de signo o coseno. Esta película muestra cómo los movimientos oculares son generados por la rotación de la pantalla circundante para provocar un reflejo optocinético que gira la pantalla circundante en un rango de frecuencia de 0,2 a un hercio con una amplitud de 1,6 grados. Se ha demostrado que el sistema cinético óptico del ratón es más eficiente en el rango de baja frecuencia que en el rango de alta frecuencia.
Aquí hay otra película para mostrar cómo se generan los movimientos oculares. Al girar el ratón en la oscuridad para provocar el reflejo ocular vestibular, girando la plataforma giratoria en un rango de frecuencia de 0,2 a un hercio con una amplitud de 1,6 grados. Se ha demostrado que el sistema ocular vestibular del ratón es más eficiente en el rango de alta frecuencia que en el rango de baja frecuencia.
Aquí se muestra otra película sobre cómo los movimientos oculares se generan girando el mouse en la luz para causar un reflejo ocular vestibular visualmente mejorado girando la plataforma giratoria en un rango de frecuencia de 0.2 a un hercio con una amplitud de 1.6 grados mientras la pantalla circundante está bien iluminada, que se muestra que el mouse genera movimientos oculares compensadores eficientes en todo el rango de frecuencia. Y esta película muestra cómo el aprendizaje motor se logró aumentando de manera adaptativa el reflejo ocular vestibular. Utilizando un paradigma de entrenamiento desfasado, girar el tocadiscos fuera de fase con la pantalla circundante aumenta la ganancia VOR de este ratón.
Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo realizar un ocul de video en ratones.
Visión general
Este artículo describe el procedimiento para realizar video-oculografía en ratones, un método cuantitativo para investigar el rendimiento motor ocular y el aprendizaje motor. La técnica se puede aplicar a ratones normales, tratados farmacológicamente o modificados genéticamente para explorar la fisiología de los comportamientos motores.
Componentes clave del estudio
Área de la ciencia
- Neurociencia
- Rendimiento motor ocular
- Aprendizaje motor
Antecedentes
- La video-oculografía es un método utilizado para estudiar los movimientos oculares.
- Esta técnica proporciona información sobre el sistema oculomotor.
- También puede utilizarse para estudiar enfermedades de origen cerebeloso o vestibular.
- Los modelos de ratones pueden imitar patologías humanas para fines de investigación.
Propósito del estudio
- Medir y analizar los movimientos oculares en ratones.
- Investigar la fisiología subyacente de los comportamientos motores.
- Aplicar el método a varios modelos de ratón para estudios de enfermedades.
Métodos utilizados
- Equipar al ratón con un pedestal para la inmovilización de la cabeza.
- Calibrar el sistema de seguimiento de la pupila por video.
- Grabar los movimientos oculares utilizando estímulos vestibulares y ópticos.
- Analizar los movimientos oculares grabados para obtener información fisiológica.
Resultados principales
- Calibración exitosa del sistema de seguimiento ocular.
- Registro de movimientos oculares en diversas condiciones de estímulo.
- Análisis de datos que revela información sobre la fisiología del comportamiento motor.
- Aplicación del método para estudiar enfermedades del sistema motor ocular.
Conclusiones
- La video-oculografía es una herramienta poderosa para estudiar los movimientos oculares.
- El método puede mejorar la comprensión del aprendizaje motor y el rendimiento.
- Tiene potencial para investigar enfermedades que afectan el sistema oculomotor.
Preguntas frecuentes
Executive Industry Relevance
Video-oculography in mice provides a quantitative behavioral readout for assessing oculomotor function, enabling mechanistic de-risking of targets involved in vestibular, cerebellar, and ocular motor pathways. The method supports target validation by linking genetic or pharmacological manipulations to measurable changes in reflexive eye movements, offering predictive confidence in early discovery. Its applicability to disease-relevant models enhances translational continuity for neuropsychiatric and neurodegenerative disorder pipelines.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of therapeutic hypotheses targeting vestibular, cerebellar, and ocular motor systems through quantifiable behavioral phenotypes.
- Operational Value: Provides a reproducible, high-throughput compatible assay for screening genetic and pharmacological modifiers of motor behavior.
- Scientific Value: Supports biological de-risking by isolating oculomotor circuit function from confounding motor or motivational variables.
Screening & Assay Development
- Scientific Value: Generates quantitative dependent variable measurements (eye velocity, gain, phase) enabling dose-response and genotype-phenotype correlation.
- Operational Value: Standardized calibration and tracking protocols ensure cross-lab reproducibility and assay readiness for compound evaluation.
- Scientific Value: Outputs support mechanistic de-risking by distinguishing vestibular, optokinetic, and visually-enhanced VOR contributions to motor control.
Translational & Preclinical Research
- Scientific Value: Disease-relevant system: mouse models mimicking human vestibular, cerebellar, or ocular pathologies allow direct translational biomarker alignment.
- Operational Value: Enables longitudinal tracking of motor learning and adaptive plasticity, supporting preclinical validation of cognitive and motor therapeutics.
- Scientific Value: Facilitates risk-adjusted advancement decisions by quantifying functional recovery or deficit progression in genetic models.
Pipeline & Workflow Integration
The method integrates into early discovery workflows as a phenotypic screening tool for target validation, with outputs informing lead identification and preclinical progression decisions based on oculomotor system integrity.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing and pathway clarification by isolating vestibular and optokinetic contributions to eye movement control.
- Screening: Delivers assay readiness through standardized head fixation, calibration, and stimulus delivery enabling reliable compound or genotype evaluation.
- Analytics: Provides quantitative readouts (angular eye position, velocity, gain) filtered and fitted to sinusoidal stimuli for comparative analysis across conditions.
- Translational Research: Connects to preclinical continuity via disease-model applicability, allowing assessment of therapeutic impact on motor behavior phenotypes.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable platform for cross-functional teams studying motor learning, balance disorders, and neuropsychiatric indications.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Predictive confidence in target engagement through measurable changes in VOR, OKR, and VVOR gain and phase.
- Operational Value: Standardized surgical preparation, head immobilization, and infrared tracking ensure reproducibility across laboratories and timepoints.
- Strategic Value: Reduces late-stage biological risk by enabling early detection of motor circuit dysfunction in genetic or pharmacological models.
- Portfolio Impact: Informs go/no-go decisions by quantifying oculomotor performance as a biomarker of neural circuit integrity.
Implementation Considerations
- Requires expertise in murine surgery, headplate implantation, and infrared oculomotor tracking systems.
- Dependent on specialized equipment including XY platforms, servo-controlled turntables, infrared emitters, and high-speed CCD cameras.
- Necessitates cross-team standardization of surgical protocols, calibration procedures, and stimulus parameters for reproducible outcomes.
- Adaptation considerations include model-specific adjustments for mouse strain, weight, and ocular pigmentation affecting infrared tracking accuracy.
- Practical limitations include post-surgical recovery time and potential confounds from anesthesia or inflammation affecting baseline oculomotor function.
