Name: Estimación Laboratorio de red trófica eficiencias de transferencia de los congéneres de PCB a la trucha de lago ( Salvelinus namaycush) Desde Su Presa (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-08-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 24 s
Description: Aprende a estimar la eficiencia de transferencia trófica de congéneres de PCB a la trucha de lago (Salvelinus namaycush) mediante experimentos de alimentación en laboratorio. Este método evalúa el impacto de la cloración y solubilidad lipídica.

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Este trabajo fue financiado, en parte, por la Comisión de Pesca de los Grandes Lagos y el Instituto de Recursos Hídricos de Annis. El uso de nombres comerciales, de productos o de empresas no implica la aprobación por parte del Gobierno de los Estados Unidos. Este artículo es la contribución 1867 del Centro de Ciencias de los Grandes Lagos del Servicio Geológico de los Estados Unidos.

1. Experimento Laboratorio <ol><li> Obtener los peces presa para la alimentación de los peces depredadores durante el experimento. Preferiblemente estos peces presa deben ser capturados en el campo, congelados, y se almacenaron a aproximadamente -30 ° C. Considere la posibilidad de operaciones de pesca comercial como una fuente potencial para los peces presa. </li><li> Dar a conocer a los peces depredadores en los tanques de laboratorio que se utilizarán para el experimento. Hasta 15 peces depredadores se han introducido en cada uno de los tanques 870-L, y hasta 30 peces depredadores se han introducido en cada uno de los tanques de 2380 L en estudios previos 16,18. </li><li> Aclimatar el pez depredador a una dieta de los peces presa seleccionada. Una vez aclimatados, el pez depredador debe permanecer en esta dieta durante 1-3 meses antes de comenzar el experimento. </li><li> Ponga a un lado las muestras de peces presa con selección aleatoria de 10 a 20 muestras compuestas del lote de peces presa. Número de peces presa en una muestra compuesta puede variar desde 3 a 100, dependiendo del tamaño de la presapeces. Cada muestra compuesta debe ser doble bolsa, congelado, y se almacenan a -30 ° C. </li><li> Iniciar el experimento al sacrificar 30 a 50% de los peces en cada uno de los tanques. <ol><li> Para practicar la eutanasia a los peces, mezclar 8 g de Finquel con 45 litros de agua en un recipiente grande de plástico y luego coloque el pescado en el contenedor con la solución Finquel. </li><li> Una vez sacrificados, coloque todos los peces sacrificados de un tanque en una bolsa, la bolsa luego de matrimonio, y se almacenan a -30 ° C hasta el momento de la tramitación. </li><li> Pesar cada uno de los peces restantes en cada uno de los tanques, y registrar los pesos; es probable que se necesita un anestésico para llevar a cabo el pesaje. </li><li> Para anestesiar a los peces, mezclar 4,6 g de Finquel con 45 litros de agua en un recipiente grande de plástico, y luego coloque el pescado en el contenedor con la solución Finquel. </li><li> Espere unos minutos para que la anestesia surta efecto antes de pesar el pescado. </li></ol></li><li> En cada día del experimento, descongelar uncantidad apropiada de peces presa, y cortar el pescado presa en pedazos que pesan aproximadamente 1 a 5 g. Pesar la cantidad de peces presa que se colocará en cada uno de los tanques, a continuación, colocar los trozos de pescado presa en cada tanque y permitir que el pez depredador alrededor de 1 hora para alimentar. A continuación, retire todos los alimentos no consumidos, permitir que los alimentos se sequen al aire durante aproximadamente 20 minutos, y luego pesar el alimento no consumido para cada uno de los tanques. Registrar la cantidad de alimento colocado en el tanque y la cantidad de alimento no consumido para cada uno de los tanques de cada día. NOTA: Para el experimento representativo, se alimentaron de la trucha del lago tanta comida como ellos consumirían durante un período de alimentación cada día 18. Sin embargo, los peces depredadores también podría ser colocado en raciones fijas 16,19. </li><li> Terminar el experimento al sacrificar todos los peces depredador que queda en cada uno de los tanques. Para practicar la eutanasia a los peces, mezclar 8 g de Finquel con 45 litros de agua en un recipiente grande de plástico y luego coloque el pescado en el contenedor con la solución Finquel. Record tque el peso de cada uno de los peces sacrificado. Para obtener resultados fiables, el experimento debe funcionar durante al menos 100 días, preferiblemente durante al menos 130 días. Coloque todos los peces de un tanque en una bolsa, la bolsa luego de matrimonio, y se almacenan a -30 ° C hasta el momento de su procesamiento. </li></ol> Homogeneización 2. Pescado <ol><li> Seleccione un conjunto de peces depredadores y / o compuestos de peces de presa para la descongelación. Permita que los compuestos que se descongele parcialmente. Cada material compuesto puede requerir de 0,5 a 1 h para homogeneizar. </li><li> El uso de los mezcladores de tamaño apropiado, homogeneizar cada uno de los compuestos. Para cada compuesto, colocar una muestra (de 50 a 100 g) del homogeneizado en un frasco de limpiado, se enjuagó-acetona, y etiquetados. Luego tapar el frasco y almacenar el frasco a aproximadamente -30 ° C hasta el momento del procesamiento. </li><li> Lave todo el equipo utilizado para homogeneizar los peces, y luego enjuague bien con agua destilada y metanol, entre las muestras. </li></ol> 3. Extracción <ol><li> Pesar 20,0 gde descongelado tejido de los peces se homogeneizaron en un vaso de 200 ml. </li><li> Añadir aproximadamente 40 g de sulfato de sodio y mezclar bien con una espátula. </li><li> Añadir la solución sustituta que contiene pico congéneres 30, 61, 161, y 166 de Spike a una concentración que produce una concentración final de 20 ng / ml en el extracto. </li><li> Deje que la muestra se seque a temperatura ambiente mientras se mezcla cada 20 minutos. </li><li> Permitir que la muestra alcance una consistencia de arena seca, momento en el que la muestra está lista para la extracción. </li><li> La instalación del equipo de extracción Soxhlet con un frasco de 500 ml que contiene chips de hervir teflón, Soxhlet, y del condensador. </li><li> Añadir la mezcla de pescado seco a un dedal de vidrio con una parte inferior del disco grueso vitrificado o dedal de papel. </li><li> Añadir 150 ml de hexano al 50% y 50% de diclorometano en el vaso utilizado para la muestra y se agita mientras raspar las paredes del vaso de precipitados con una espátula. </li><li> Transfiera el disolvente a la parte superior de la Soxhlet con el frasco adjunto y permitir que el ciclo a través de la Soxhlet y enal matraz. </li><li> Repetir una segunda vez con 150 ml de nuevo. </li><li> Colocar el matraz de Soxhlet con el adjunto en el elemento de calentamiento y conecte el condensador. </li><li> Encienda el elemento de calefacción y llevar el disolvente a ebullición suave, a continuación, extraer durante un mínimo de 16 horas asegurándose de que el agua fría se suministra a los condensadores. </li><li> Después de dejar que el disolvente se enfríe, revise para ver si alguno de los frascos de muestra contienen agua. Para los matraces que contienen agua, añadir sulfato de sodio y agitar hasta que el agua es absorbida por el sulfato de sodio. </li><li> Concentrar la muestra utilizando un concentrador de muestra de nitrógeno o un Kaderna danesa (KD) de instalación de vidrio con un baño de agua caliente. </li><li> Permitir que la muestra se evapore hasta un volumen de menos de 2 ml, y luego llevar a un volumen final de 5 ml mediante el uso de pequeños lavados de hexano para transferir la muestra del material de vidrio utilizado para un matraz volumétrico de 5 ml. </li><li> Pasar a un vial de 10 ml y la etiqueta con información de la muestra. </li></ol><ol><li> Preparar gel de sílice se acidificó mediante la adición de 44 g de ácido sulfúrico concentrado a 100 g de gel de sílice activado. </li><li> Añadir 10 g de gel de sílice acidificado en una columna de cromatografía pequeño que contiene un pequeño tapón de lana de vidrio en la parte inferior. </li><li> Añadir 1 ml de extracto de la muestra a la columna después de la pre-limpieza de la columna con 10 ml de hexano. </li><li> Se eluye la columna con 20 ml de hexano y recoger en un tubo de vidrio de 20 ml cónico. </li><li> Colocar el tubo de vidrio en el aparato evaporador de nitrógeno (N-Vap) bajo una corriente de nitrógeno y se sumerge en agua caliente. </li><li> Evaporar a menos de 1 ml pero no a sequedad. </li><li> Retirar de la fuente N-Vap y traslado al matraz aforado de 1 ml con pequeños lavados de hexano. </li><li> Pasar a un 1,8 ml vial automuestreador etiquetado con información de la muestra. </li><li> Pico 4 l de estándar interno en el vial. La muestra está lista para su análisis. </li></ol> 5. Analanalysis por cromatografía de gases - espectrometría de masas de ionización química negativa Uso <ol><li> Utilice estándares para calibrar el instrumento: Las normas están disponibles en las mezclas que consisten en grupos de congéneres bien separados. Mezclas 1-5 consisten en casi todos los congéneres que se encuentran en arocloros 1016, 1221, 1232, 1242, 1248, 1254, y 1260 Mix 1 se utiliza como una mezcla de calibración multi-nivel, y la linealidad del sistema se confirma mediante la preparación de al menos cinco niveles de calibración en concentraciones entre 2 y 100 ng / ml. Mezclas 2-5 se utilizan como calibraciones de un solo punto para cada congénere. </li><li> Configurar el cromatografía - sistema de espectrometría de masas en el modo de ionización química negativa con hidrógeno como gas portador (1 ml / min) y metano como gas reactivo. </li><li> Utilice una de sílice fundida, columna capilar (60 m × 0,25 mm de diámetro interior) recubiertas con DB-XLB al espesor de la película de 0,25 micras para la separación. Programa de temperatura del horno 60 a 212 ° C a 25 ° C / min, luego a 260 ° C a 1 ° C / min, y luego a 280 ° C a 4 ° C / min, con un tiempo de retención final de 4 min. Las temperaturas del inyector y línea de transferencia deben establecerse a 280 ° C. Inyectar 1 a 2 l de la muestra usando el modo de inyección sin división. </li><li> Analizar todos los estándares y las muestras por el método estándar interno utilizando 13 decaclorobifenilo C-etiquetados. </li><li> Lleve a cabo una comprobación de la calibración inicial mediante la ejecución de un segundo estándar de código y Aroclors 1242 y 1260, y luego comparar los valores previstos para los congéneres Aroclor con las cantidades observadas de este procedimiento de revisión. </li><li> Una vez que el procedimiento de calibración inicial se ha realizado con éxito, el análisis completo de todas las muestras. Ejecute una comprobación de una calibración cada diez muestras, utilizando cualquiera de las mezclas de calibración de la calibración inicial. </li></ol> 6. Cálculo del Patrimonio trófico Eficiencia de Transferencia <ol><li> Calcular la eficiencia neta de transferencia trófica, γ, para cada combinación of tanque y congénere PCB utilizando la siguiente ecuación: <img alt="Ecuación 1" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/51496/51496eq1.jpg" /> , Donde [PCB f] es la concentración promedio de los congéneres de PCB de los peces depredadores en el tanque al final del experimento, f W es el peso medio de los peces depredadores en el tanque al final del experimento, [PCB i] es la concentración media de los congéneres de PCB de los peces depredadores en el recipiente al inicio del experimento, W i es el peso medio de los peces depredador al comienzo del experimento, y la cantidad de congénere PCB ingerido se refiere al peso de la congénere PCB ingiere, en promedio, por cada una trucha de lago en el tanque durante el curso del experimento. </li><li> Calcular el denominador en la ecuación anterior, multiplicando la concentración media del congénere PCB en los materiales compuestos de peces presa por la cantidad promedio (peso) de los peces presa comido por pez depredador en el dur tanqueing todo el curso del experimento. </li></ol>

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Para las estimaciones más exactas de γ, el experimentador debe ser capaz de rastrear con precisión tanto la cantidad de alimento colocado en cada uno de los tanques y la cantidad de alimento no consumido en cada uno de los tanques durante el curso del experimento. Para lograr esto, el experimentador debe ser capaz de eliminar todos los restos de comida de los tanques y determinar con precisión su peso. Además de un seguimiento preciso de la comida en realidad comido por el pez depredador, estimación precisa de γ también...

De todos los factores que afectan la velocidad a la que los peces acumulan contaminantes, la eficiencia con la que los peces retienen los contaminantes de los alimentos que comen es uno de los más importantes1-3. Se han desarrollado modelos de evaluación de riesgos para predecir los riesgos futuros tanto para las personas como para la fauna silvestre que comen pescado contaminado en diversos escenarios de contaminación ambiental, y la fiabilidad de estas predicciones depende fundamentalmente de la precisión de las estimaciones de la eficiencia con la que los peces retienen los contaminantes de sus alimentos4.
La eficiencia con la que el contaminante en el alimento ingerido por el depredador se transporta a través de la pared intestinal se conoce como eficiencia bruta de transferencia trófica5. Una parte de la cantidad de contaminante transportada a través de la pared intestinal del depredador puede eventualmente perderse a través de la depuración y/o la transformación metabólica. La eficiencia con la que el contaminante en el alimento ingerido por el depredador es retenido por el depredador, incluidas las pérdidas debidas a la eliminación y la transformación metabólica, se conoce como eficiencia de transferencia trófica neta6.
La eficiencia bruta de transferencia trófica de contaminantes orgánicos a los peces desde sus presas parece variar con las propiedades químicas del contaminante, incluida la afiliación lipídica medida por el coeficiente de partición octanol-agua, Kow3,7. De acuerdo con una relación empírica desarrollada por Thomann3, la eficiencia bruta de transferencia trófica es relativamente alta cuando log Kow es igual a un valor entre 5 y 6. La eficiencia bruta de transferencia trófica disminuye exponencialmente a una tasa del 50% por unidad de logK ow a medida que el log Kow aumenta de 6 a 10, de acuerdo con la relación de Thomann3.
Sin embargo, las eficiencias brutas y netas de transferencia trófica de los congéneres de bifenilo policlorado (PCB) a los peces de sus presas no parecen seguir la relación de Thomann3 en la mayoría de los casos. Aunque las eficiencias de transferencia trófica de los congéneres de PCB al pescado blanco de lago (Coregonus clupeaformis) desde su alimento siguieron la relación propuesta por Thomann8, las eficiencias de transferencia trófica de los congéneres de PCB estuvieron débilmente relacionadas o no se relacionaron en absoluto con el registro de Kow para el salmón del Atlántico (Salmo salar)9, la trucha arco iris (Oncorhynchus mykiss)10, el salmón coho (Oncorhynchus kisutch)11y el lucio del norte (Esox lucius)11.
El objetivo general de este estudio fue presentar una técnica de laboratorio para estimar las eficiencias netas de transferencia trófica de los congéneres de PCB a un pez piscívoro desde su presa. La trucha de lago (Salvelinus namaycush) fue elegida como el pez piscívoro para nuestro experimento porque las truchas de lago son relativamente fáciles de mantener en tanques de laboratorio. El bloater (Coregonus hoyi) fue seleccionado como el pez presa para alimentar a la trucha de lago, ya que el bloater es consumido por la trucha de lago en su entorno natural12. Además, determinamos si las eficiencias netas de transferencia trófica para la trucha de lago estimadas a partir de nuestro experimento de laboratorio seguían la relación de Thomann3. También determinamos si el grado de actividad de la trucha de lago tenía un efecto significativo en la eficiencia neta de transferencia trófica (γ) de los congéneres de PCB. Se cree que la actividad de la trucha de lago en los Grandes Lagos Laurentinos ha aumentado recientemente debido a los cambios en las redes alimentarias que han hecho que la trucha de lago asigne más energía a la búsquedade alimento. Las truchas de lago se vieron obligadas a ejercitarse en un conjunto de tanques sometiendo a estas truchas de lago a caudales relativamente altos, mientras que a las otras truchas de lago se les permitió permanecer relativamente inactivas sometiéndolas a caudales relativamente bajos. Finalmente, se discuten los detalles específicos de nuestro procedimiento de laboratorio que deben seguirse cuidadosamente para garantizar el más alto grado de precisión en las estimaciones de γ y para que los resultados de laboratorio sean aplicables al campo, así como las direcciones futuras para la investigación basada en nuestra técnica de laboratorio. La eficiencia neta de la transferencia trófica se puede estimar tanto en el laboratorio como en el campo, y las ventajas y desventajas están asociadas con ambos enfoques. La precisión en la estimación de la γ depende de la exactitud de la estimación del consumo de alimentos. La cantidad de alimento que consumen los peces en el laboratorio se puede determinar con precisión cuando se siguen los protocolos adecuados, mientras que la cantidad de alimento que consumen los peces en el campo generalmente se estima mediante modelos bioenergéticos. El uso de modelos bioenergéticos para derivar la cantidad de alimentos consumidos tiene el potencial de introducir una cantidad sustancial de incertidumbre en las estimaciones del consumo de alimentos. Se ha demostrado que los modelos bioenergéticos de peces estiman el consumo de alimentos sin sesgos detectables para el caso de la trucha de lago14,15, pero se ha detectado un sesgo considerable en las estimaciones del consumo de alimentos de los modelos bioenergéticos para el caso del pescado blanco de lago15,16. Por otro lado, las estimaciones de la eficiencia neta de transferencia trófica estimada en el laboratorio pueden no ser aplicables al campo debido a una diferencia en las tasas de alimentación entre el laboratorio y el campo17. La evidencia tanto de laboratorio como de campo sugiere que la tasa de alimentación puede influir en γ14,17.
La metodología utilizada en el presente estudio para estimar γ en el laboratorio es aplicable a situaciones en las que el pez depredador se alimenta con peces presa, y la cantidad de peces presa que come el depredador se puede rastrear con precisión. Para lograr esto, el experimentador debe pesar todos los alimentos antes de colocarlos en el tanque; Y el experimentador debe ser capaz de retirar toda la comida no consumida del tanque, y luego pesar la comida no consumida. Además, debe disponerse de un conjunto adecuado de mezcladores y mezcladores para obtener un grado suficiente de homogeneización de las muestras de peces depredadores y de presa. Por último, la instrumentación de cromatografía de gases-espectrometría de masas utilizada para determinar las concentraciones de congéneres de PCB debe ser capaz de detectar y cuantificar congéneres individuales de PCB a concentraciones relativamente bajas.

<table><tbody><tr><td>Tanques de fibra de vidrio de 870 L Unidades</td><td>Frígidas</td><td>RT-430-1</td><td></td></tr><tr><td>Tanques de fibra de vidrio de 2,380 L Unidades</td><td>Frígidas</td><td>RT-630-1</td><td></td></tr><tr><td>Metanosulfonato de tricaína (Finquel)</td><td>Argent Chemical Laboratories, Inc.</td><td>C-FINQ-UE-100G</td><td>Eugenol también podría usarse como anestésico.</td></tr><tr><td>Cuchillo de chef Ashland</td><td>Cubiertos de Chicago SKU</td><td>1106336</td><td></td></tr><tr><td>Tabla de cortar</td><td>Williams-Sonoma</td><td>3863586</td><td></td></tr><tr><td>Batidora de verduras Hobart (40 cuartos)</td>Procesador de alimentos <td>Hobart Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1.9-L</td><td>Robot Coupe, Inc.</td><td>RSI 2Y1&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Bolsas de polietileno (varios tamaños)</td><td>Arcan Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Frascos I-Chem</td><td>I-Chem</td><td>220-0125</td><td></td></tr><tr><td>Balanza electrónica de carga superior</td><td>Mettler Toledo</td><td>Mettler PM 6000&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Sulfato de sodio, anhidro - granular</td><td>EMD</td><td>SX0760E-3</td><td></td></tr><tr><td>Dedales de extracción de vidrio (45 mm x 130 mm)</td><td>Wilmad-Lab Glass</td><td>LG-7070-114</td><td></td></tr><tr><td>Virutas de teflón</td><td>Chemware</td><td>919120</td><td></td></tr><tr><td>Rapid Vap concentrador de muestras de nitrógeno</td><td>Labconco</td><td>7910000</td><td></td></tr><tr><td>Concentrador de nitrógeno N-Vap</td><td>Organomation</td><td>112</td><td></td></tr><tr><td>Cristalería de extracción Soxhlet (500 ml)</td><td>Wilmad-Lab Glass</td><td>&nbsp; LG-6900-104</td><td></td></tr><tr><td>Hexano</td><td>Burdick & Jackson&nbsp;</td><td>Cat. 211-4</td><td></td></tr><tr><td>Diclorometano</td><td>Burdick & Jackson&nbsp;</td><td>Cat. 300-4</td><td></td></tr><tr><td>Gel de sílice</td><td>BDH</td><td>Cat. BDH9004-1KG</td><td></td></tr><tr><td>Labl Line 5000 calentador de extracción de unidades múltiples</td><td>Lab Line Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agilent 5973 GC/MS con ionización química</td><td>Agilent</td><td>5973N</td><td></td></tr><tr><td>Solución estándar interna&nbsp;</td><td>Cambridge Isotope Laboratories</td><td>EC-1410-1.2</td><td></td></tr><tr><td>Patrones de calibración de congéneres de PCB</td><td>Columna Accustandard</td><td>C-CSQ-SET</td><td></td></tr><tr><td>DB-XLB (60 m x 0,25 mm, 0,25 micras)</td><td>Agilent/ J& W</td><td>122-1262</td><td></td></tr></tbody></table>

estimación laboratorio de red trófica eficiencias de transferencia de los congéneres de pcb a la trucha de lago (<em&gt; salvelinus namaycush</em&gt;) desde su presa

Laboratory Estimation of Net Trophic Transfer Efficiencies of PCB Congeners to Lake Trout (Salvelinus namaycush) from Its Prey

Una técnica para la estimación de la eficiencia de laboratorio red trófica de transferencia (γ) de bifenilos policlorados (PCB) congéneres para los peces piscívoros de sus presas se describe en este documento. Durante un experimento de laboratorio de 135 días, nos alimentamos bloater (Coregonus hoyi) que habían sido capturados en el Lago Michigan para la trucha de lago (Salvelinus namaycush) mantenido en ocho tanques de laboratorio. Bloater es una presa natural para la trucha de lago. En cuatro de los tanques, se utilizó una velocidad de flujo relativamente alta para asegurar una actividad relativamente alta por la trucha de lago, mientras que se utilizó un caudal bajo en los otros cuatro tanques, lo que permite una baja actividad trucha de lago. Sobre una base del tanque por tanque, se registró la cantidad de alimento ingerido por la trucha de lago en cada día del experimento. Cada trucha de lago se pesó al comienzo y al final del experimento. Cuatro a nueve trucha de lago de cada uno de los ocho tanques fueron sacrificados al inicio del experimento, y todo trucha 10 lago que queda en cada uno de los tanques fueron euthanzado al final del experimento. Se determinó la concentración de 75 congéneres de PCB en la trucha de lago en el inicio del experimento, en la trucha de lago, al final del experimento, y en bloaters alimentamos a la trucha de lago durante el experimento. En base a estas mediciones, γ se calculó para cada uno de 75 congéneres de PCB en cada uno de los ocho tanques. Significan γ se calculó para cada uno de los 75 congéneres de PCB para la trucha de lago activa e inactiva. Debido a que el experimento se repitió en ocho tanques, el error estándar de decir γ podría estimarse. Los resultados de este tipo de experimentos son útiles en los modelos de evaluación de riesgo para predecir el riesgo futuro de los seres humanos y la vida silvestre que comen peces contaminados en diversos escenarios de la contaminación ambiental.

Trucha de lago mostró una cantidad sustancial de crecimiento durante el experimento, como la trucha iniciales lago significan pesos oscilaron desde 694 hasta 907 g, mientras que las truchas finales lago significan pesos variaron de 853 a 1.566 g (Tabla 1). El importe medio de los alimentos consumidos por una trucha de lago durante el curso del experimento de 135 días osciló entre 641 a 2.649 g. La media de las concentraciones de congéneres de PCB en la trucha de lago aumentó durante el experimento, como...

Se presenta una técnica para la estimación de laboratorio de eficiencia de transferencia trófica neto de bifenilos policlorados (PCB) congéneres para los peces piscívoros de sus presas. Para maximizar la aplicabilidad de los resultados de laboratorio al campo, los peces piscívoros se debe alimentar peces presa que normalmente se come en el campo.

Estimación Laboratorio de red trófica eficiencias de transferencia de los congéneres de PCB a la trucha de lago (<em&gt; Salvelinus namaycush</em&gt;) Desde Su Presa

A technique for laboratory estimation of net trophic transfer efficiency (&#947;) of polychlorinated biphenyl (PCB) congeners to piscivorous fish from ...

El objetivo general del siguiente experimento es estimar la eficiencia de la transferencia trófica neta de los congéneres de PCB a la trucha de lago desde sus presas, y luego determinar si el grado de cloración o el grado de solubilidad lipídica del congénere de PCB tiene un efecto en su eficiencia de transferencia trófica neta. Esto se logra realizando primero un experimento de laboratorio en el que las truchas de lago son alimentadas con un alimento natural como el blo durante un período de al menos cuatro meses. Como segundo paso, la extracción y limpieza se utiliza para extraer los PCB de los tejidos de trucha de lago y blo y preparar los extractos para el procedimiento de cuantificación.A continuación, se utiliza la espectrometría de masas por cromatografía de gases mediante ionización química negativa para determinar las concentraciones de congéneres de PCB en los tejidos de los peces. Los resultados muestran que la eficiencia de la transferencia trófica neta de los congéneres de PCB a la trucha de lago desde sus presas no se ve afectada significativamente por el grado de cloración de los congéneres de PCB. Los resultados también muestran que la actividad de la trucha de lago no parece tener un efecto significativo en la eficiencia de la transferencia trófica neta.La principal ventaja de esta técnica sobre los métodos existentes, como la inyección del contaminante directamente en los peces SIV o en la comida de los peces SIV, es que el pez SS acumula el contaminante de una manera que imita mejor el proceso de acumulación de contaminantes en los peces feroces en su entorno natural. La demostración visual de este método es fundamental, ya que los pasos de concentración y extracción requieren mucho cuidado para realizarse correctamente. Estos pasos se aprenden mejor a través de la observación visual.El demostrador de este procedimiento será Jim O'Keefe, un químico de mi laboratorio. Primero, descongele una cantidad adecuada de peces presa previamente almacenados en un congelador a 30 grados centígrados negativos. Corta el pescado de presa descongelado en trozos que pesen aproximadamente de uno a cinco gramos con un cuchillo de chef.Después de esto, pesa la cantidad de peces presa que se colocarán en cada uno de los tanques y deja caer las piezas en cada tanque. Después de permitir que el pez depredador se alimente durante aproximadamente una hora, retire la comida y deje que se seque al aire durante unos 20 minutos. Una vez que se haya pesado el alimento, registre la cantidad de alimento colocado en cada tanque y la cantidad de alimento ingerido para cada uno de los tanques.Después de sacrificar y congelar los peces depredadores, seleccione un conjunto de compuestos de peces depredadores, peces y/o presas para descongelar, y permita que los compuestos se descongelen parcialmente utilizando el homogeneizador del tamaño adecuado. Cada uno de los compuestos. Para cada compuesto, coloque una muestra de 50 a 100 gramos del homogeneizado en un frasco limpio, con acetona, enjuagado y etiquetado.Después de tapar el frasco, guárdelo a menos 30 grados centígrados hasta el momento del procesamiento para la extracción. Pesar 20 gramos de tejido de pescado homogeneizado descongelado en un vaso de precipitados de 200 mililitros, luego aproximadamente 40 gramos de sulfato de sodio y mezclar bien con una espátula. Agregue una solución de pico sustituto que contenga CONGÉNERES 30, 61, 161 y 166 a una concentración que produzca una concentración final de 20 nanogramos por mililitro.En el extracto. Deje que la muestra se seque a temperatura ambiente mientras mezcla Cada 20 minutos después de que la muestra haya alcanzado una consistencia de arena seca. Instale un aparato de extracción de soli con un matraz de 500 mililitros que contenga chips de teflón hirviendo, un calcetín, sl y un condensador.Luego agregue la mezcla de pescado seco a un dedal de vidrio con un fondo de disco fritado grueso. Añada 150 mililitros de una solución premezclada de 50% de hexano y 50% de clorometano al vaso de precipitados utilizado para la muestra y revuelva mientras raspa las paredes del vaso de precipitados. Con una espátula, transfiera el solvente a la parte superior del solit, permitiendo que circule a través del solit y dentro del matraz.Después de repetir el paso anterior, coloque el calcetín encendido con el matraz adjunto en un elemento calefactor y conecte un condensador. A continuación, encienda el elemento calefactor, llevando el disolvente a ebullición suave. A continuación, extraiga el disolvente durante un mínimo de 16 horas, asegurándose de que se suministra agua fría a los condensadores.Una vez que el disolvente se haya enfriado, compruebe si alguno de los matraces de muestra contiene agua. Para los matraces que contienen agua, agregue sulfato de sodio y revuelva hasta que se absorba el agua. A continuación, concentre la muestra utilizando un concentrador de muestras de nitrógeno.Después de que la muestra tenga un volumen de menos de dos mililitros, transfiera la muestra a un matraz aforado de cinco mililitros. A continuación, lleve el volumen final a cinco mililitros utilizando de cinco a siete pequeños lavados de hexano para transferir la muestra residual de la cristalería anterior al matraz aforado. En este punto, transfiera la muestra a un vial de 10 mililitros y etiquételo con la información de la muestra.Prepare gel de sílice acidificado agregando 44 gramos de ácido sulfúrico concentrado a 100 gramos de gel de sílice activado. A continuación, añada 10 gramos de gel de sílice acidificada en una pequeña columna de cromatografía que contenga un pequeño tapón de lana de vidrio en la parte inferior. Después de limpiar previamente la columna con 10 mililitros de hexano, agregue un mililitro del extracto de muestra, eluya la columna con 20 mililitros de hexano y recoja la muestra en un tubo de vidrio cónico de 20 mililitros.A continuación, coloque el tubo de vidrio en un evaporador de nitrógeno o un aparato NVAP bajo un chorro de nitrógeno y sumérjalo en agua caliente. Una vez que la muestra se haya concentrado a menos de un mililitro, transfiérala a un matraz aforado de un mililitro. A continuación, lleve el volumen final a un mililitro utilizando dos o tres pequeños lavados de hexano para transferir la muestra residual del tubo al matraz aforado.Después de esto, transfiera la muestra a un vial de muestreo automático de 1,8 mililitros etiquetado con la información de la muestra. Agregue cuatro microlitros del patrón interno apropiado, que en este caso es deca cloro hinojo al vial. Se utilizan los estándares adecuados para calibrar el instrumento.A continuación, configure el sistema de espectrometría de masas de cromatografía en el modo de ionización química negativa con hidrógeno como gas portador a un mililitro por minuto y metano como gas reactivo. Utilice una columna capilar de sílice fundida recubierta con DB XLB a 0,25. Espesor de película micrométrico para separación.Inyecte uno o dos microlitros de la muestra utilizando el modo de inyección dividida. En este punto, analice todos los patrones y muestras por el método estándar interno utilizando carbono 13 marcado con hinojo cloro b DECA. Realice una comprobación de la calibración inicial ejecutando un segundo patrón de fuente y flecha Cloro 1242 y 1260, y luego compare los valores previstos para los congéneres de cloro flecha con las cantidades observadas de este procedimiento de comprobación.Una vez que el procedimiento de calibración inicial se haya realizado con éxito, complete el análisis de todas las muestras. Ejecute una comprobación de calibración cada 10 muestras utilizando cualquiera de las mezclas de calibración de la calibración inicial. La trucha de lago Tre mostró un crecimiento sustancial como la trucha de lago inicial.Los pesos medios oscilaron entre 694 y 907 gramos, mientras que los pesos medios finales de las truchas de lago oscilaron entre 853 y 1.566 gramos. Las concentraciones medias de congéneres de PCB en la trucha de lago aumentaron durante el experimento para todos los congéneres de PCB. La eficiencia media de la transferencia trófica neta para la trucha de lago activa no difirió significativamente de la trucha de lago inactiva.La trucha de lago activa retuvo los congéneres de PCB del alimento que habían consumido con casi la misma eficiencia que la trucha de lago inactiva para 66 de los 75 congéneres de PCB. El error estándar sobre la estimación media de la eficiencia de transferencia trófica neta fue pequeño para seis de los otros nueve congéneres de PCB. Los errores estándar sobre la estimación media de la eficiencia de la transferencia trófica neta fueron bastante bajos, ya que el grado de cloración aumentó, las estimaciones de la eficiencia de la transferencia trófica neta mostraron una ligera disminución.Sin embargo, la eficiencia de la transferencia trófica neta no varió significativamente con el grado de cloración de los congéneres de PCB AS log KOW aumentado, la eficiencia de la transferencia trófica neta disminuyó exponencialmente. Esta tasa de disminución fue significativamente diferente de cero, pero fue igual al 7% por unidad de log KOW. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo estimar las eficiencias de transferencia trófica neta de los congéneres CB a los peces de sus presas utilizando un experimento de laboratorio en el que los peces ous se alimentan con un alimento natural.No olvide que trabajar con solventes orgánicos como el hexano y el diclorometano puede ser peligroso y siempre se deben tomar precauciones como la ventilación adecuada al realizar este procedimiento.

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Estimación Laboratorio de red trófica eficiencias de transferencia de los congéneres de PCB a la trucha de lago ( Salvelinus namaycush) Desde Su Presa (Video) | JoVE Journal

Estimación Laboratorio de red trófica eficiencias de transferencia de los congéneres de PCB a la trucha de lago (

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