Name: La movilidad electroforética cambio de ensayo (EMSA) para el estudio de las interacciones RNA-proteína: El IRE / IRP Ejemplo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-03T16:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 44 s
Description: Aprende a analizar interacciones ARN-proteína mediante el ensayo de cambio de movilidad electroforética (EMSA) utilizando extractos celulares y sondas de ARN radiomarcadas. Este método permite visualizar complejos específicos en geles de poliacrilamida.

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Este trabajo fue apoyado por una beca de los Institutos Canadienses para la Investigación en Salud (MOP-86514).

Los procedimientos experimentales con ratones fueron aprobados por el Comité de Cuidado de Animales de la Universidad McGill (protocolo 4966). 1. Preparación de extractos de proteínas de las células cultivadas <ol><li> Lavar las células cultivadas dos veces con 10 ml de fosfato enfriada con hielo de solución salina tamponada (PBS). </li><li> Raspe células adherentes ya sea con una goma de policía o un raspador de células de plástico en 1 ml de suspensión de PBS, la transferencia enfriado con hielo en un tubo de microcentrífuga de 1,5 ml. </li><li> Girar en una microcentrífuga durante 5 min a 700 xg, a 4 ° C. Aspirar PBS. </li><li> Añadir 100 l de tampón de lisis citoplasmática helado (Tabla 1) por 10 7 células, y la pipeta hacia arriba y abajo. </li><li> Incubar en hielo durante 20 min. </li><li> Centrifugado durante 10 minutos a toda velocidad en una microcentrífuga a 4 ° C. </li><li> Pellet Descartar. Transferir el sobrenadante a un nuevo tubo de 1.5 ml y mantener en hielo. </li><li> Detconcentración ermine proteína (normalmente 1 - 10 mg / l) utilizando el ensayo de Bradford 23. </li><li> Alícuotas y celulares tienda extractos a -80 ° C hasta su uso. </li></ol> 2. Preparación de extractos de proteínas de ratón hígado y el bazo <ol><li> La eutanasia a un ratón con inhalación de CO2. </li><li> Coloque el animal sacrificado en un cojín limpio sobre una tabla de disección. Abra el abdomen con unas tijeras. </li><li> Diseccionar el hígado y el bazo mediante el uso de tijeras y fórceps, y enjuagar cada tejido en PBS aproximadamente 50 ml de hielo-frío. </li><li> Inmediatamente cortar tejidos en trozos pequeños con un bisturí (por ejemplo: aproximadamente 1 - 2 mm 3). </li><li> Sin demora, poner trozos de tejidos en un criotubo fresco y luego haga presión para congelar en nitrógeno líquido. Tienda complemento congelados alícuotas de tejido a -80 ° C hasta su uso. </li><li> Homogeneizar una pieza de tejido congelado (aproximadamente 1 - 2 mm 3) en 0,25 hasta 0,5 ml detampón de lisis enfriado con hielo citoplásmica (Tabla 1) con un homogeneizador de tejidos durante 10 s. </li><li> Transferencia homogeneizado a 1,5 ml tubo de microcentrífuga y enfriar en hielo durante 20 min. </li><li> Centrifugado durante 10 minutos a toda velocidad en una microcentrífuga a 4 ° C. </li><li> Deseche pellet y transferencia sobrenadante en un nuevo tubo de microcentrífuga de 1,5 ml. Mantener en hielo. </li><li> Determinar la concentración de proteína (normalmente 1 - 10 mg / l) utilizando el ensayo de Bradford 23. </li><li> Alícuotas y celulares tienda extractos a -80 ° C hasta su uso. </li></ol> 3. Preparación de sonda radiomarcada IRE- <ol><li> Linealizar el plásmido I-12.CAT IRE-que contiene 22 mediante la incubación a 37 ° C durante 1 hora con la endonucleasa de restricción XbaI (1 U por g de plásmido), que escinde aguas abajo de la secuencia IRE. El plásmido linealizado se usó como molde para la transcripción in vitro. </li><li> Configurar unan in vitro reacción de transcripción en un volumen total de 20 l. Utilice las soluciones madre se muestran en la Tabla 2 y añadir: 1 l plantilla plásmido linealizado, tampón de transcripción 4 l; 1 l de mezcla de ATP mezcla / CTP / GTP, 10 l [α- 32 P] -UTP, 2 l de ditiotreitol, inhibidor de RNasa 1 l y 1 l de ARN polimerasa T7. Mezclar pipeteando arriba y abajo. </li><li> Incubar a 40 ° C durante 1 hr 24. </li></ol> 4. Purificación de radiomarcado IRE-sonda <ol><li> Terminar vitro reacción de transcripción in mediante la adición de 1 l de 0,5 M EDTA, pH 8. Mix pipeteando arriba y abajo. </li><li> Añadir 10 l de 10 mg / ml tRNA, como vehículo para una mejor precipitación. Mezclar pipeteando arriba y abajo. </li><li> Añadir 82,5 l de acetato de amonio 3 M. Mezclar por agitación. </li><li> Añadir 273 l de etanol. Mezclar por agitación. </li><li> Dejar reposar a temperatura ambiente durante 5 min. </li><li> Haga girar durante 10 minutos a toda velocidad en una microcentrífuga a RT. Sobrenadante Descartar. </li><li> Lavar el precipitado con 100 l de etanol al 70%. </li><li> Haga girar durante 10 minutos a toda velocidad en una microcentrífuga a RT. Sobrenadante Descartar. </li><li> Aire pellet seco durante 10 min. </li><li> Resuspender pellet en 100 l de doble destilada, autoclave previamente H 2 O. </li><li> Cuantificar la radiactividad en un contador de centelleo líquido, sonda IRE radiomarcado alícuota y almacenar a -80 ° C hasta su uso. Alícuotas congeladas se pueden utilizar durante un máximo de 3 semanas. </li></ol> 5. Preparación de un gel de poliacrilamida nativo para EMSA <ol><li> Montar el gel (16 x 16 cm) mediante el uso de espaciadores 1,5 mm y un peine. </li><li> Para preparar un gel de poliacrilamida nativo 6%, utilice las soluciones de reserva que se muestran en la Tabla 3 Mezclar 7,5 ml de 40% de acrilamida:. Bisacrilamida, 5 ml de 5x TBE y 37,5 mldoble H2O destilada </li><li> Añadir 0,5 ml de persulfato 10% recién preparada de amonio (APS) y 25 l tetrametiletilendiamina (TEMED). </li><li> Inmediatamente vierta la solución de acrilamida al gel y se deja polimerizar. Espere aproximadamente 30 min. </li><li> Montar el aparato de electroforesis con gel, llenar los tanques con TBE 0,5x y conectar con la fuente de alimentación. </li></ol> Ensayo de cambio de movilidad electroforética 6. <ol><li> Diluir 25 g de extracto de proteína a partir de células o tejidos con tampón de lisis citoplásmica (Tabla 1) en un volumen total de 10 l en (concentraciones de proteína más bajas también se pueden utilizar). Mantener en hielo. Si es necesario, añadir 1 l de 1: 4 diluido 2-mercaptoetanol (2-ME) para activar IRP1 latente (concentración final: 2%) 25. </li><li> Diluir la sonda IRE radiomarcado en doble H 2 O destilada a 200.000 cpm / l, desnaturalización por calor a 95 °C durante 1 minuto, y se enfríe a temperatura ambiente durante al menos 5 minutos. </li><li> Configurar una reacción EMSA añadiendo 1 l de sonda IRE radiomarcado al extracto de proteínas. </li><li> Incubar durante 20 min a TA. </li><li> Añadir 1 l de 50 mg / ml de heparina a la reacción (para inhibir las interacciones no específicas de proteínas con la sonda 9) y continuar la incubación durante otros 10 min. Alícuota de la solución madre de heparina (50 mg / ml) y se almacena a -80 ° C. </li><li> Cuando se utilizan sondas radiomarcadas largos (&gt; 60 nucleótidos), añadir 1 l de RNasa T1 (1 U / l) y se incuba durante 10 min a RT para reducir la proteína de unión no específica a la sonda, y para permitir una mejor separación de la ARN / proteína complejo durante la electroforesis. </li><li> Añadir 3 l de tampón de carga (80% de glicerol + azul de bromofenol), mezcla y carga sobre la no desnaturalización gel de poliacrilamida al 6%. </li><li> Ejecutar el gel durante 60 min a 130 V (5 V / cm). </li><li> Transfer el gel sobre un papel de filtro grande y seco. </li><li> Exponer a una película y desarrollar autorradiografía. El tiempo de exposición puede variar de 1 hr (o menos) hasta O / N. </li></ol>

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</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

En este documento, se describe un protocolo que se ha desarrollado para estudiar las actividades IRE-unión de IRP1 y IRP2, y mostramos datos representativos. Mediante el uso de diferentes sondas, este protocolo también se puede ajustar para el estudio de otras proteínas de unión al ARN. Un paso crítico es el tamaño de la sonda. El uso de sondas largas, que es común cuando el sitio de unión exacto es desconocido, puede dar lugar a complejos de ARN / proteína que no migran de manera diferente que el ARN libre. En este cas...

La EMSA se desarrolló originalmente para estudiar la asociación de las proteínas de unión al ADN con secuencias de ADN diana 1,2. El principio es similar para las interacciones RNA / proteína 3, que es el foco de este artículo. Brevemente, el ARN está cargado negativamente y migrará hacia el ánodo durante la electroforesis no desnaturalizante de poliacrilamida en (o agarosa) geles. La migración dentro del gel depende del tamaño de la ARN, que es proporcional a su carga. La unión específica de una proteína de ARN altera su movilidad, y los complejos migra más lento en comparación con el RNA libre. Esto se debe principalmente a un aumento en la masa molecular, pero también a alteraciones en la carga y posiblemente conformación. Utilizando un ARN marcado como sonda permite un fácil monitoreo del &quot;retardo en gel&quot; o &quot;bandshift&quot;. El uso de 32 sondas de ARN P-etiquetados es muy común y ofrece una alta sensibilidad. La migración de ARN / complejos de proteínas y ARN libre se detectanpor autorradiografía. Los inconvenientes son la corta vida media de 32 P (14,29 días), el deterioro progresivo de la calidad de la sonda debido a radiólisis, la exigencia de una licencia de radiactividad y la infraestructura para el trabajo de la radiactividad, y posibles problemas de seguridad de la biotecnología. Por lo tanto, los métodos no isotópicos alternativos para marcar la sonda de ARN se han desarrollado, por ejemplo, con fluoróforos o biotina, que permiten la detección mediante formación de imágenes fluorescente o quimioluminiscente 4,5. Las limitaciones de estos métodos son el mayor costo y, a menudo sensibilidad reducida en comparación con marcaje isotópico, y el potencial de marcadores no isotópicos para interferir con la interacción de ARN / proteína. Geles de poliacrilamida no desnaturalizantes son adecuados para la mayoría de aplicaciones EMSA y se usan comúnmente. En ocasiones, geles de agarosa pueden representar una alternativa para el análisis de grandes complejos. La principal ventaja de EMSA es que combina la simplicidad, sensibilidad y robustez 4 &lt;/ Sup&gt;. El ensayo puede completarse en unas pocas horas y no requiere instrumentación sofisticada. Interacciones ARN / proteína pueden ser detectados por la EMSA, en concentraciones tan bajas como 0,1 nM o menos, y dentro de una amplia gama de condiciones de unión (pH 4,0 a 9,5, la concentración de sal monovalente 1 - 300 mM, y la temperatura de 0 - 60 ° C). La formación de complejos de ARN / proteína también puede ser estudiada por el filtro obligatorio de ensayo. Este es un procedimiento simple, rápido y barato basado en la retención de los complejos de ARN / proteína en un filtro de nitrocelulosa, mientras que una sonda de ARN libre pasa a través de 6. En comparación con EMSA, se limita en los casos en que la sonda de ARN contiene múltiples sitios de unión, o el extracto crudo contiene más de una proteínas de unión al ARN que se unen a la sonda en el mismo sitio. Mientras múltiples interacciones RNA / proteína no se detectarán por el filtro obligatorio de ensayo, que se pueden visualizar fácilmente por EMSA. En algunos casos, la visualización es vísperan posible cuando dos complejos de ARN / proteína co-migran (por ejemplo, humano IRP1 / IRE y complejos IRP2 / IRE), mediante la adición de un anticuerpo contra una de las proteínas de unión al ARN a la reacción de EMSA, produciendo más retraso en el gel ( &quot;supershift&quot;) 7. El EMSA se ha utilizado ampliamente para estudiar IRP1 y IRP2, que son reguladores post-transcripcional del metabolismo del hierro 8-10. Operan mediante la unión a IRE, estructuras de horquilla conservadas filogenéticamente dentro de los UTRs de varios mRNAs 11. IREs fueron descubiertos por primera vez en los ARNm que codifican la ferritina y transferrina 12 receptor 1 (TfR1) 13, las proteínas de almacenamiento de hierro y la absorción, respectivamente. Más tarde, IREs se encontraron en erythroid específicos aminolevulinato sintasa (ALAS2) 14, aconitasa mitocondrial 15, ferroportina 16, transportador de metales divalentes 1 (DMT1) 17, factor inducible por hipoxia 2 <em&gt; α (HIF2α) 18, y otra ARNm 19-21. El H- prototipo y ARNm de L-ferritina contienen uno IRE en sus 5 &#39;UTR, mientras TfR1 ARNm contiene múltiples IREs en su extremo 3&#39; UTR. Interacciones IRE / IRP inhiben específicamente ferritina traducción de ARNm bloqueando estéricamente su asociación de los 43S subunidad ribosomal; además, se estabilizan mRNA TfR1 contra la escisión endonucleolítica. IRP1 y compartir IRP2 extensa similitud de secuencia y exhiben alta actividad de unión IRE-en las células hierro de hambre. En las células de hierro repleta, IRP1 reúne un cubane Fe-S clúster que convierte a la aconitasa citosólica a expensas de su actividad de unión a IRE, mientras IRP2 sufre degradación proteasomal. Por lo tanto, las interacciones IRE / IRP dependen del estado del hierro celular, sino que también están regulados por otras señales, tales como H 2 O 2, el óxido nítrico (NO) o hipoxia. Aquí se describe el protocolo para evaluar la actividad de unión a IRE a partir de extractos crudos de células y tejidos por EMSA. Se utilizó una sonda de IRE marcado con 32P H-ferritina que se ha generado mediante transcripción in vitro a partir de una plantilla de ADN plásmido (I-12.CAT), donde la secuencia IRE se introdujo originalmente en orientación sentido aguas abajo del sitio de la polimerasa T7 RNA por clonación de los oligonucleótidos sintéticos hibridados 22.

<table><tbody><tr><td>leupeptina</td><td>SIGMA</td><td>L2884</td><td></td></tr><tr><td>PMSF</td><td>SIGMA</td><td>78830</td><td></td></tr><tr><td>BioRad Ensayo de proteínas</td><td>BIORAD</td><td>500-0006</td><td></td></tr><tr><td>T7 ARN polimerasa</td><td>Thermoscientific</td><td>EPO111</td><td></td></tr><tr><td>Inhibidor de RNasa</td><td>Invitrogen</td><td>15518-012</td><td></td></tr><tr><td>UTP [alfa-32P]</td><td>Perkin-Elmer</td><td></td><td></td>NEG507H</tr><tr><td>Líquido de centelleo</td><td>Beckman Coulter</td><td>141349</td><td></td></tr><tr><td>heparina</td><td>SIGMA</td><td>H0777</td><td></td></tr><tr><td>Rnase T1</td><td>Thermoscientific</td><td>EN0541</td><td></td></tr><tr><td>Nombre del equipo</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ruptor de tejidos</td><td>Qiagen</td><td>9001271</td><td></td></tr><tr><td>Contador de centelleo</td><td>Beckman Coulter</td><td>LS6500</td><td></td></tr><tr><td>Protean II xi Cell</td><td>BIORAD</td><td>165-1834</td><td></td></tr><tr><td>20 peines de pocillos</td><td>BIORAD</td><td>165-1868</td><td>1,5 mm de espesor</td></tr><tr><td>Espaciadores de 1,5 mm</td><td>BIORAD</td><td>165-1849</td><td></td></tr><tr><td>PowerPac</td><td>BIORAD</td><td>164-5070</td><td></td></tr></tbody></table>

la movilidad electroforética cambio de ensayo (emsa) para el estudio de las interacciones rna-proteína: el ire / irp ejemplo

Electrophoretic Mobility Shift Assay (EMSA) for the Study of RNA-Protein Interactions: The IRE/IRP Example

Interacciones RNA / proteína son críticos para las vías de regulación post-transcripcional. Entre las proteínas de unión al ARN citosólicos mejor caracterizados son proteínas reguladoras del hierro, IRP1 y IRP2. Se unen al hierro elementos de respuesta (IRES) dentro de las regiones no traducidas (UTRs) de varios mRNAs objetivo, controlando así la traducción o la estabilidad ARNm. Interacciones IRE / IRP han sido ampliamente estudiados por la EMSA. Aquí se describe el protocolo de EMSA para analizar la actividad de unión a IRE de IRP1 y IRP2, que se puede generalizar para evaluar la actividad de otras proteínas de unión al ARN también. Un lisado de proteína cruda que contiene una proteína de unión al ARN, o una preparación purificada de esta proteína, se incuba con un exceso de 32 sonda de ARN marcado con P, lo que permite la formación de complejos. La heparina se añade para impedir la proteína no específica a la unión de la sonda. Posteriormente, la mezcla se analizó por electroforesis no desnaturalizante en gel de poliacrilamida. La sonda libremigra rápido, mientras que el ARN / proteína exposiciones complejas movilidad retrasados; por lo tanto, el procedimiento se denomina también &quot;retardo en gel&quot; o ensayo &quot;bandshift&quot;. Después de la finalización de la electroforesis, el gel se seca y complejos de ARN / proteína, así como sonda libre, se detectan por autorradiografía. El objetivo general del protocolo es detectar y cuantificar IRE / IRP y otras interacciones RNA / proteína. Por otra parte, EMSA también se puede utilizar para determinar la especificidad, afinidad de unión, y la estequiometría de la interacción de ARN / proteína bajo investigación.

Una sonda IRE radiomarcado se prepara, como se describe en las secciones 3 y 4 del protocolo. La secuencia de la sonda era 5'-GGGCGAAUUC GAGCUCGGUA CCCGGGGAUC CUG C UUCAA C AGUGC UUGGA CGGAUCCU-3 '; los nucleótidos en negrita representan un residuo C desapareado y el bucle, que son características críticas de IRE. La radiactividad específica de la sonda fue de 4,5 x 10 9 cpm / g de ARN. Para evaluar los efectos de las perturbaciones de hierro sobr...

Aquí se presenta un protocolo para analizar las interacciones RNA / proteína. El ensayo de cambio de movilidad electroforética (EMSA) se basa en la migración diferencial de los complejos de ARN / proteína y ARN libre durante la electroforesis en gel nativo. Mediante el uso de una sonda de RNA radiomarcada, complejos / proteína de ARN pueden ser visualizados por autorradiografía.

La movilidad electroforética cambio de ensayo (EMSA) para el estudio de las interacciones RNA-proteína: El IRE / IRP Ejemplo

RNA/protein interactions are critical for post-transcriptional regulatory pathways. Among the best-characterized cytosolic RNA-binding proteins are iron ...

El objetivo general del siguiente experimento es analizar las interacciones de las proteínas de ARN de extractos celulares mediante un ensayo de cambio de movilidad electroforética. Esto se logra preparando primero un extracto de proteína de células o tejidos en un paso separado, se sintetiza y purifica una sonda de ARN marcada con radio específica de un gen. A continuación, el extracto de proteína se mezcla con la sonda de ARN marcada para permitir la formación de complejos de proteínas de ARN específicos.Finalmente, el producto de la reacción se carga en un gel de poliacrilamida no desnaturalizante y se analiza mediante electroforesis. La sonda de ARN libre se separa de los complejos de proteínas de ARN en virtud de su mayor movilidad. El ensayo de cambio de movilidad electroforética se usa ampliamente para analizar las interacciones de proteínas de ARN. Podríamos analizar la unión de las proteínas reguladoras del hierro, IRP uno e IRP dos a su elemento de ARN diana.Pero el método también se puede aplicar para el estudio de otras proteínas de unión al ARN, lo que demuestra que este procedimiento será realizado por el Dr. Kain, investigador asociado filipino en mi laboratorio y po

electrophoretic-mobility-shift-assay-emsa-for-study-rna-protein

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Debido a la naturaleza transitoria de la pre-ARNm, que pueden ser difíciles de aislar y...

Un rápido de alto rendimiento para el método de asignación de Ribonucleoproteínas (RNP) de Derechos Humanos pre-mRNA

En este video, demostramos el ensayo de cambio de movilidad electroforética para detectar interacciones proteína-ADN utilizando sondas de ADN marcadas con fluorescentes infrarrojos. Cuando la proteína se une a la sonda de ADN, forma un gran complejo que migra lentamente y aparece como una banda desplazada en el gel.

Ensayo de desplazamiento de movilidad electroforética para la detección de complejos de factor de transcripción-ADN

En este video, describimos la evolución sistemática de ligandos mediante el método de enriquecimiento exponencial (SELEX) para identificar secuencias específicas de unión a ARN para una proteína diana de interés. La proteína se incuba con un gran grupo de secuencias de ARN aleatorias, y las secuencias de ARN de unión a proteínas se aíslan, se amplifican por PCR y se secuencian para identificar sus sitios de unión a proteínas.

Ensayo de unión in vitro basado en SELEX para identificar interacciones ARN-proteína

Presentamos un plan estratégico y un protocolo para identificar variantes genéticas no codificantes que afectan la unión al ADN del factor de transcripción (TF). Se proporciona un protocolo experimental detallado para el análisis del ensayo de cambio de movilidad electroforética (EMSA) y el ensayo de precipitación de afinidad del ADN (DAPA) de la unión al ADN TF dependiente del genotipo.

La detección de funcional no codificante-variantes genéticas Uso de movilidad electroforética Shift ensayo (EMSA) y el ADN afinidad Precipitación Ensayo (DAPA)

Se describe aquí un protocolo optimizado de ensayos fluorescentes cambio de movilidad electroforética (FEMSA) utilizando purificados Sox-2 proteínas, junto con sondas fluorescentes infrarrojos marcado tinte de ADN como un estudio de caso para hacer frente a una importante cuestión biológica.

Un protocolo optimizado para el ensayo de cambio de movilidad electroforética utilizando oligonucleótidos marcados con colorante fluorescente infrarrojo

La electroforesis en gel de poliacrilamida nativa es una herramienta fundamental para analizar las interacciones ARN-proteína. Tradicionalmente, la mayoría de los experimentos han utilizado geles verticales. Sin embargo, los geles horizontales proporcionan varias ventajas, tales como la oportunidad de monitorizar complejos durante la electroforesis. Proporcionamos un protocolo detallado para generar y usar electroforesis en gel nativa horizontal.

Electroforesis en gel horizontal para la detección mejorada de los complejos proteína-ARN

Mutagénesis sitio-dirigida es una técnica utilizada para introducir mutaciones específicas en el ácido desoxirribonucleico (ADN). Este protocolo describe cómo realizar mutagénesis sitio-dirigida con un 2-paso y enfoque, que es aplicable a cualquier fragmento de ADN de interés basado en la reacción en cadena de polimerasa de 3 pasos (PCR).

Mutagénesis sitio-dirigida para In Vitro e In Vivo experimentos, ejemplificados con las interacciones de la ARN en Escherichia Coli

En este método, cuantificamos la afinidad de unión de proteínas de unión al ARN (RBP) a sitios de unión cognados y no cognados utilizando un ensayo de reportero simple, vivo y en células bacterianas. El ensayo se basa en la represión de un gen reportero.

Un ensayo para cuantificar la unión de proteínas y ARN en bacterias

Aquí se presentan protocolos para ensayos bioquímicos in vitro utilizando etiquetas de biotina que pueden ser ampliamente aplicables para el estudio de interacciones entre proteínas y ácidos nucleicos.

Ensayos bioquímicos in Vitro utilizando etiquetas de biotina para estudiar las interacciones entre proteínas y ácidos nucleicos

Aquí, presentamos un protocolo para enriquecer los sitios endógenos de unión al ARN o "huellas" de los complejos de ARN:proteína (RNP) de células de mamíferos. Este enfoque implica dos inmunoprecipitaciones de subunidades RNP y por lo tanto se denomina inmunoprecipitación de ARN en tándem (RIPiT).

Identificación de Huellas de ARN:Complejos proteicos a través de la inmunoprecipitación de ARN en tándem seguido de secuenciación (RIPiT-Seq)

Aprende a analizar interacciones ARN-proteína mediante el ensayo de cambio de movilidad electroforética (EMSA) utilizando extractos celulares y sondas de ARN radiomarcadas. Este método permite visualizar complejos específicos en geles de poliacrilamida.

La movilidad electroforética cambio de ensayo (EMSA) para el estudio de las interacciones RNA-proteína: El IRE / IRP Ejemplo

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