Name: Generación de organoides nerviosos motores tridimensionales (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-09-24T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 57 s
Description: Aprende a generar organoides nerviosos motores tridimensionales a partir de células iPS humanas utilizando un microchip de PDMS. Este método permite estudiar el desarrollo axonal y facilita el cribado de fármacos para enfermedades de neuronas motoras.

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Este estudio fue apoyado por las Subvenciones en Ayuda para la Investigación Científica de la Sociedad japonesa para la Promoción de la Ciencia (JSPS) 17H05661 y 18K19903, el programa Core-2-core y el Instituto Beyond AI.

<ol><li>Raper, J., Mason, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+strategies+of+axonal+pathfinding%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Perspective+Biology%22%5BJournal%5D)">Cellular strategies of axonal pathfinding.</a> Cold Spring Harbor Perspective Biology. 2 (9), 001933(2010).</li>
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<li>Fujimori, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+sporadic+ALS+in+iPSC-derived+motor+neurons+identifies+a+potential+therapeutic+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Modeling sporadic ALS in iPSC-derived motor neurons identifies a potential therapeutic agent.</a> Nature Medicine. 24 (10), 1579-1589 (2018).</li>
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<li>Paranjape, S. R., Nagendran, T., Poole, V., Harris, J., Taylor, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compartmentalization+of+Human+Stem+Cell-Derived+Neurons+within+Pre-Assembled+Plastic+Microfluidic+Chips%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE%22%5BJournal%5D)">Compartmentalization of Human Stem Cell-Derived Neurons within Pre-Assembled Plastic Microfluidic Chips.</a> JoVE. (147), e59250(2019).</li>
<li>Chambers, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+small-molecule+inhibition+accelerates+developmental+timing+and+converts+human+pluripotent+stem+cells+into+nociceptors%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Combined small-molecule inhibition accelerates developmental timing and converts human pluripotent stem cells into nociceptors.</a> Nature Biotechnology. 30 (7), 715-720 (2012).</li>
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<li>Giandomenico, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+organoids+at+the+air-liquid+interface+generate+diverse+nerve+tracts+with+functional+output%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neurosciences%22%5BJournal%5D)">Cerebral organoids at the air-liquid interface generate diverse nerve tracts with functional output.</a> Nature Neurosciences. 22 (4), 669-679 (2019).</li>
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<li>Kirihara, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Human+Induced+Pluripotent+Stem+Cell-Derived+Tissue+Model+of+a+Cerebral+Tract+Connecting+Two+Cortical+Regions%5BTitle%5D)+AND+%22iScience%22%5BJournal%5D)">A Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Tissue Model of a Cerebral Tract Connecting Two Cortical Regions.</a> iScience. 14, 301-311 (2019).</li>
<li>Rigamonti, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-Scale+Production+of+Mature+Neurons+from+Human+Pluripotent+Stem+Cells+in+a+Three-Dimensional+Suspension+Culture+System%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Large-Scale Production of Mature Neurons from Human Pluripotent Stem Cells in a Three-Dimensional Suspension Culture System.</a> Stem Cell Reports. 6 (6), 993-1008 (2016).</li>
<li>Yan, Y., Song, L., Madinya, J., Ma, T., Li, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Derivation+of+Cortical+Spheroids+from+Human+Induced+Pluripotent+Stem+Cells+in+a+Suspension+Bioreactor%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Derivation of Cortical Spheroids from Human Induced Pluripotent Stem Cells in a Suspension Bioreactor.</a> Tissue Engineering Part A. 24 (5-6), 418-431 (2017).</li>
</ol>

En parte de este protocolo, se ha autorizado una patente a Jiksak Bioengineering, Inc., fundada por Jiro Kawada.

Este protocolo describe la formación de un organoide nervioso motor (MNO) que tiene un paquete de axón extendido a partir de un esferoide de neuronas motora generado a partir de células iPS humanas. El paquete axon formado es grueso, flexible y bien organizado en estructuras unidireccionales. Al diseccionar el paquete de axones, la proteína axonal de alta pureza y el ARN se pueden obtener lo suficiente para análisis bioquímicos. La actividad neuronal se puede medir en haces de axones y esferoides con imágenes de calcio. La contaminación de proteínas nucleares y dendríticas en el lisato axonal no fue detectada por la hinchazón occidental, lo que demuestra que nuestro método separó eficientemente los axones de los cuerpos celulares y los dendritas.
Una de las ventajas de este protocolo es la rápida diferenciación y generación de MNO equipado con un paquete de axones, en el que todos los procesos se pueden realizar en 4 semanas con el protocolo 3D y 5-6 semanas utilizando el protocolo 2D. Esto es corto en comparación con otros protocolos que normalmente tardan 3-4 semanas en diferenciarse simplemente en MN de células madre embrionarias y células iPS17 y toma 2-4 semanas adicionales para obtener alargamiento axonal. El protocolo 3D es generalmente preferido durante el protocolo 2D debido al menor tiempo de diferenciación, menos pasos y menores riesgos técnicos sin el paso de disociación en comparación con el protocolo 2D. El chip de cultivo de tejidos a base de microfluídico fue diseñado de una manera para que los axones de MNS puedan alargar hacia el otro compartimiento a través del microcanal, lo que facilita la formación de un haz de axones induciendo interacciones axo-axoales y afinidad entre axones. Debido a la simple configuración experimental, todos los protocolos descritos aquí no sólo pueden ser realizados por bioingenieros, que están familiarizados con la manipulación de un chip de cultivo de tejidos, sino también biólogos y neurocientíficos que no están familiarizados con microfluídicos y técnicas de microfabricación. Cabe señalar que los pasos 1 y 2 también se pueden realizar mediante un servicio de fabricación externo.
Uno de los pasos críticos para lograr el protocolo es un cambio secuencial del medio de referencia cultural. Se aconseja cambiar por completo el medio de cultivo en cada paso durante la diferenciación para que los factores en el medio gastado no perturben la diferenciación MN. Otro punto crítico de este protocolo es mantener las células iPS indiferenciadas en buena calidad. La calidad del cultivo celular iPS inicial afecta significativamente la eficiencia para obtener neuronas motoras y MNO. Otro punto es que el diámetro de MNS debe ser menor que el tamaño del agujero del chip (1,5 mm). Los esferoides más grandes no pueden entrar en la cámara, y potencialmente experimentan necrosis hipoxica grave en la parte central. El tamaño de los MNS se puede controlar cambiando un número inicial de semillas de células iPS (en protocolo 3D) o neuronas motoras (en protocolo 2D). La densidad de siembra de las celdas debe optimizarse para cada línea de celda iPS.
Los dispositivos microfluídicos compartimentados con microgrooves y filtros de poros pequeños se han utilizado ampliamente para separar axones de cuerpos celulares y dendritas. Esta técnica también puede separar axones de cuerpos celulares y dendrita, con abundancia superior de axones en tejidos agrupados. En comparación con los otros métodos, una limitación importante de este método es que no puede separar dos medios de cultivo diferentes en el diseño actual del chip de cultivo de tejido, lo que dificulta la capacidad de co-cultivo de dos células diferentes que requieren dos medios distintos. Otra limitación es que el chip PDMS puso la restricción predeterminada en el tamaño del tejido. Un esferoide más grande que el agujero no puede entrar en la cámara, y el paquete axón no puede crecer más grueso que el ancho del canal microfluídico.
Este método se puede aplicar a otros tipos de neuronas. Nuestro grupo ha demostrado capacidad para modelar un tracto cerebral mediante el uso de un método modificado combinado con técnicas organoides cerebrales18. Los esferoides corticales se introdujeron en ambos compartimentos y los axones se alargaron espontáneamente recíprocamente hacia cada esferoide, y posteriormente se formó espontáneamente un haz de axón. Como resultado, dos esferoides corticales se pueden conectar a través de un paquete de axón, y el tejido se puede obtener como una sola pieza. Esto demuestra que el enfoque es altamente versátil para formar tejidos de paquete de axón independientemente de los tipos de células neuronales. En este protocolo, se utilizaron células iPS humanas, sin embargo, otras células madre incluyendo células ES humanas y células madre neuronales humanas pueden ser utilizadas con modificaciones al protocolo presentado. Esferoides 3D de neuronas pueden ser generados por diversos protocolos19,20. Este método de fabricación de tejidos con un paquete de axón se puede combinar potencialmente en el futuro con los otros protocolos de diferenciación para hacer esferoide 3D MN. Además, el espesor y la longitud del paquete de axón se pueden controlar simplemente cambiando la anchura y la altura de los microcanales del chip de cultivo de tejidos para futuros desarrollos.
Creemos que este protocolo puede utilizarse para pruebas y pruebas de detección de fármacos y puede contribuir a la comprensión de los mecanismos subyacentes al desarrollo y las enfermedades de los fascículos de axón.

Las neuronas motoras espinales (MN) extienden los axones a los músculos esqueléticos para controlar el movimiento corporal. Sus trayectorias axoales están altamente organizadas y reguladas en el proceso de desarrollo. A pesar de muchos estudios sobre la extensión del axón y la orientación1,los mecanismos para la formación de paquetes de axones organizados todavía están siendo investigados. Los axones de las neuronas motoras a menudo son dañados por enfermedades neurodegenerativas como la esclerosis lateral amiotrófica (ELA)2,pero los mecanismos fisiofisiológicos del daño en los fascículos del axón son mal entendidos. Por lo tanto, se requiere un modelo fisiológico y patológico para recapitular la formación y regresión del haz axón en el campo.
Una neurona motora derivada de células madre humanas es una plataforma prometedora para entender el desarrollo y enfermedades como la ELA3. Las células madre pluripotentes inducidas por el hombre (células iPS) se pueden utilizar para modelar enfermedades utilizando células derivadas del paciente. Hasta la fecha, se han notificado varios métodos de diferenciación de células madre pluripotentes en MN4,5,6. Sin embargo, los axones de las neuronas en el cultivo bidimensional están orientados aleatoriamente y no recapitulan el microambiente vivo dentro de los nervios en desarrollo en los que los axones se ensamblan unidireccionalmente a través de interacciones axo-axoales densas7. Para superar este problema, hemos desarrollado una técnica para generar un tejido tridimensional que se asemeja al nervio motor de las células iPS humanas8,y hemos nombrado el tejido como organoide nervioso motor (MNO). El MNO consiste en cuerpos celulares ubicados en un esferoide de neuronas motoras (MNS) y un fascículo axonal extendido desde el esferoide. Los axones en la fascículo están orientados unidireccionalmente, que se asemeja a los axones en el desarrollo de nervios motores. Por lo tanto, los MNO proporcionan de forma única un microambiente axonal fisiológico, que no fue realizado por ningún otro método de cultivo neuronal previamente desarrollado.
En este protocolo, describimos métodos para la fabricación de chips de cultivo de tejidos, la diferenciación rápida de las neuronas motoras y la formación de organoides nerviosos motores en chips desarrollados. Nuestro chip de cultivo de tejidos es muy simple, y sólo contiene un compartimento para aceptar un esferoide, un microcanal para formar un paquete de axones y un compartimento para albergar terminales de axón. El dispositivo no contiene estructuras complejas incluyendo microgrooves o filtros de micropore que se utilizan a menudo para separar axones y cuerpos celulares por tamaño9,10. Por lo tanto, nuestros dispositivos se pueden fabricar fácilmente siguiendo los pasos descritos en este protocolo si hay una configuración de fotolitografía disponible.
La rápida diferenciación de las células iPS humanas se logra con una combinación optimizada de factores de inducción y patrón (SB431542, LDN-193189, ácido retinoico (AR) y agonista suavizado (SAG)) y factores de aceleración (SU5402 y DAPT). Se ha informado que la combinación de SU5402 y DAPT acelera la diferenciación de las neuronas periféricas y las células de cresta neural11. En este protocolo, ofrecemos tres métodos diferentes para generar MNOs, para que los lectores puedan decidir sobre un método más adecuado a sus necesidades. Recomendamos realizar la diferenciación de las células iPS humanas después de formar un esferoide (el método 3D), ya que el MNS diferenciado se puede transferir directamente a un chip de cultivo de tejido. Alternativamente, las células iPS humanas se pueden diferenciar en neuronas motoras en cultivo monocapa (2D), y luego se crean en esferoides de neuronas motoras tridimensionales como informamos previamente8. Hemos actualizado el protocolo, y con el método de diferenciación tridimensional descrito en este protocolo, se puede evitar la transición de 2D a 3D y se pueden obtener MNO con un tiempo de diferenciación más corto, menos pasos y riesgos técnicos reducidos sin el paso de disociación. Las neuronas disponibles comercialmente también se pueden utilizar para generar MNS para reducir el tiempo de diferenciación.
Para generar un MNO, cultivamos un MNS en el chip de cultivo de tejidos. Los axones se alargan del esferoide y se extienden hasta el microcanal en el que los axones se reúnen y se alinean unidireccionalmente. Esto facilita la interacción axo-axonal y la formación espontánea de un tejido de haz unidireccional estrechamente montado de axones en el microcanal, que se logra de forma única mediante este protocolo, mientras que la formación espontánea de paquetes o la orientación axonal guiada por sí sola se puede lograr mediante otros protocolos12,13,14. En un experimento típico, pocas células migran de esferoides al microcanal y la mayoría de las células permanecen cerca de los esferoides. Este método permite separar espontáneamente los axones de los esferoides sin utilizar barreras físicas dependientes del tamaño (por ejemplo, microgrooves o filtros de micropobras) para separar los axones de los cuerpos celulares.
El MNO resultante puede ser sometido a varios exámenes, incluyendo análisis morfológicos, bioquímicos y físicos. El cuerpo celular y el paquete de axón extendido se pueden aislar físicamente mediante el corte y se pueden analizar por separado para experimentos posteriores, por ejemplo, ensayos bioquímicos. Los materiales biológicos, incluyendo ARN y proteínas, pueden aislarse de sólo unos pocos haces de axón para ensayos bioquímicos regulares, incluyendo RT-PCR y hinchazón occidental. Aquí, describimos un protocolo para generar organoide nervioso motor a partir de células iPS, que ofrece un modelo fisiológico y patológico atractivo para estudiar el mecanismo subyacente al desarrollo y la enfermedad de los fascículos de axón.

<table><tbody><tr><td>(Tridecafluoro-1,1,2,2-tetrahidrooctilo)-1-triclorosilano</td><td>Sigma</td><td>440302</td><td></td></tr><tr><td>16% Solución acuosa de paraformaldehído (formaldehído)</td><td>Ciencias de la Microscopía Electrónica</td><td>15710</td><td></td></tr><tr><td>200&micro; l Puntas de pipeta de diámetro ancho</td><td>BMBio</td><td>BMT-200WRS</td><td></td></tr><tr><td>Placas de 6 pocillos</td><td>Violamo</td><td>2-8588-01</td><td></td></tr><tr><td>Accutase</td><td>ICT</td><td>AT104</td><td></td></tr><tr><td>B-27 Suplemento (50X)</td><td>Gibco</td><td>17504044</td><td></td></tr><tr><td>Albúmina sérica bovina</td><td>Sigma</td><td>A6003</td><td></td></tr><tr><td>Factor neurotrófico derivado del cerebro (BDNF)</td><td>Wako</td><td>020-12913</td><td></td></tr><tr><td>Incubadora de CO2</td><td>Panasonic</td><td>MCO-18AIC</td><td></td></tr><tr><td>Cryostor CS10</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>07959</td><td></td></tr><tr><td>DAPT</td><td>Sigma</td><td>D5942</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F12</td><td>Sigma</td><td>D8437</td><td></td></tr><tr><td>Fluo-4 AM</td><td>Dojindo Laboratories</td><td>CS22</td><td></td></tr><tr><td>GlutaMAX Suplemento</td><td>Gibco</td><td>35050-061</td><td></td></tr><tr><td>Factor de crecimiento reducido Matrigel (matriz de membrana basal)</td><td>Corning</td><td>354230</td><td></td></tr><tr><td>HB9 Anticuerpo</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-22542</td><td></td></tr><tr><td>HBSS</td><td>Wako</td><td>085-09355</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>Sigma</td><td>14533</td><td></td></tr><tr><td>Neurona motora iCell (neuronas motoras derivadas de células iPS humanas disponibles comercialmente)</td><td>Cellular Dynamics</td><td>R1051</td><td></td></tr><tr><td>Alcohol isopropílico (IPA)</td><td>Wako</td><td>166-04836</td><td></td></tr><tr><td>Knock Out Serum Reemplazo</td><td>Gibco</td><td>10828028</td><td></td></tr><tr><td>LDN193189</td><td>Sigma</td><td>SML0559</td><td></td></tr><tr><td>Sonda MEA</td><td>Alpha MED Scientific inc</td><td>MED-P5004A</td><td></td></tr><tr><td>MEM Solución de aminoácidos no esenciales (100x) (NEAA)</td><td>Sigma</td><td>M7145</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio de vidrio</td><td>Matsunami</td><td>S9111</td><td></td></tr><tr><td>mTeSR Plus</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>05825</td><td></td></tr><tr><td>N2 suplemento</td><td>Wako</td><td>141-08941</td><td></td></tr><tr><td>Medio neurobasal</td><td>Gibco</td><td>21103049</td><td></td></tr><tr><td>Penicilina-estreptomicina</td><td>Gibco</td><td>15140122</td><td></td></tr><tr><td>Photoresist SU-8 2100</td><td>Microchem</td><td>#SU-8 2100</td><td></td></tr><tr><td>Superficie Prime 96U</td><td>Sumitomo Baquelita</td><td>MS-9096U</td><td></td></tr><tr><td>ReLeSR (reactivo de paso)</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>05872</td><td></td></tr><tr><td>Ácido retinoico</td><td>Wako</td><td>186-01114</td><td></td></tr><tr><td>SAG</td><td>Sigma</td><td>SML1314</td><td></td></tr><tr><td>SB431542</td><td>Wako</td><td>192-16541</td><td></td></tr><tr><td>Oblea de silicona</td><td>SUMCO</td><td>PW-100-100</td><td></td></tr><tr><td>Silpot 184 w/c kit</td><td>Dow Toray</td><td>Silpot 184 c/c kit</td><td></td></tr><tr><td>Smi32 Anticuerpo</td><td>Biolegend</td><td>801701</td><td></td></tr><tr><td>SU5402</td><td>Sigma</td><td>SML0443</td><td></td></tr><tr><td>SU-8 Revelador</td><td>Microchem</td><td>Y020100</td><td></td></tr><tr><td>Sinapsina I Anticuerpo</td><td>Millipore</td><td>Ab1543</td><td></td></tr><tr><td>TrypLE Express líquido sin rojo fenol (solución de disociación)</td><td>Gibco</td><td>12604-021</td><td></td></tr><tr><td>Tuj1 Anticuerpo</td><td>Biolegend</td><td>801202</td><td></td></tr><tr><td>Y-27632</td><td>Wako</td><td>030-24021</td><td></td></tr></tbody></table>

generación de organoides nerviosos motores tridimensionales

Three-Dimensional Motor Nerve Organoid Generation

Un fascículo de axones es uno de los principales motivos estructurales observados en el sistema nervioso. La interrupción de los fascículos de axón podría causar enfermedades del desarrollo y neurodegenerativas. Aunque se han realizado numerosos estudios de axones, nuestra comprensión de la formación y disfunción de los fascículos de axón sigue siendo limitada debido a la falta de modelos in vitro tridimensionales robustos. Aquí, describimos un protocolo paso a paso para la rápida generación de un organoide nervioso motor (MNO) a partir de células madre pluripotentes inducidas por humanos (iPS) en un chip de cultivo de tejido a base de microfluídico. En primer lugar, se describe la fabricación de chips utilizados para el método. A partir de células iPS humanas, se forma un esferoide de neuronas motoras (MNS). A continuación, el MNS diferenciado se transfiere al chip. A partir de entonces, los axones crecen espontáneamente a partir del esferoide y se ensamblan en un fascículo dentro de un microcanal equipado en el chip, que genera un tejido MNO que lleva un paquete de axones extendidos desde el esferoide. Para el análisis posterior, los MNO se pueden sacar del chip para que se fije para análisis morfológicos o se diseccione para análisis bioquímicos, así como imágenes de calcio y grabaciones de matrices multi-electrodos. Las MNO generadas con este protocolo pueden facilitar las pruebas y el cribado de fármacos y pueden contribuir a comprender los mecanismos subyacentes al desarrollo y las enfermedades de los fascículos de axón.

Las neuronas motoras se diferenciaron en un plazo de 12-14 días en procedimientos de diferenciación 3D(Figura 4 y Figura 5). Es importante destacar que más del 60% de las células expresaron marcador de neurona motorA HB9 durante la diferenciación. La inmunohistoquímica reveló que aproximadamente el 80% de las células en el MNS eran neuronas motoras SMI32 positivas. HB9 y SMI32 son los marcadores de neuronas motoras de etapa temprana establecidos15,16. La expresión de HB9 y SMI32 son los parámetros clave que deben confirmarse para garantizar la identidad celular de las neuronas motoras. Después de la introducción de un MNS en el chip de referencia cultural, los axones se extienden en el canal y se forma un paquete de axones. Debido a los microcanales que sirven como guías físicas, los axones se alargan del MNS y forman un paquete por interacción axo-axonal (Figura 6A). Es esencial confirmar la formación del paquete de axón mediante observación microscópica para confirmar la generación de un MNO. Un MNO exitoso lleva un paquete de axones de más de 50 μm y pocos axones aislados fuera del paquete en el canal. La alargamiento inicial de los axones se puede observar 24 horas después de la introducción del esferoide. En los siguientes 3-4 días, los axones llegaron al centro del microcanal y luego llegan al otro extremo dentro de 10 días adicionales(Figura 6A). En consecuencia, los axones ensamblaron y formaron un paquete recto y unidireccional en 2-3 semanas en un chip, y las actividades neuronales se observaron a partir de entonces.
Los organoides nerviosos motores se pueden recoger del chip desvinculando el PDMS del vidrio del microscopio para su análisis biológico(Figura 6B). Los haces de axón y los cuerpos celulares se pueden diseccionar y aislar cortando con un cuchillo quirúrgico o pinza bajo un microscopio(Figura 6B). Estos materiales biológicos, incluyendo ARN y proteínas, se pueden utilizar para ensayos bioquímicos regulares como RT-PCR y hinchazón occidental. En los paquetes de axones de MNO, las proteínas nucleares o dendriticas no se detectan en la hinchazón occidental (Figura 6C).
En combinación con un indicador de calcio (Fluo-4 AM), la actividad neuronal se puede capturar en el chip de cultivo de tejido. Se observó actividad espontánea de las neuronas motoras en el esferoide y el haz de axón dentro de la MNO. Además, las actividades neuronales se observaron mediante el uso de un sistema de matriz multi-electrodos.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61544/61544fig01.jpg"> Figura 1: La dimensión del chip de cultivo de tejido PDMS. (A) Fotomasa del chip de cultivo de tejido. (B) Dimensiones del microcanal en el chip de cultivo de tejido. El diámetro de la cámara base para sostener esferoide de neurona motora es de 2 mm y el agujero de PDMS por encima de la cámara es de 1,5 mm. La anchura y la altura de un microcanal que puentea dos cámaras son de 150 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61544/61544fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61544/61544fig02.jpg"> Figura 2: Ilustración esquemática de la diferenciación de las neuronas motoras. (A) Los pasos de diferenciación implicaron inducción neuronal, patrón en linaje de neuronas motoras, y maduración de las neuronas motoras. (B) Dos opciones para crear esferoides de neuronas motoras (MNS) a partir de células iPS: protocolo 3D, y un protocolo 2D con paso de disociación de las neuronas motoras. El organoide nervioso motor (MNO) se puede obtener mediante ambos protocolos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61544/61544fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61544/61544fig03.jpg"> Figura 3: Protocolo paso a paso para el recubrimiento de matriz de membrana del sótano y la introducción de esferoides de neuronas motoras. (A) Recubrimiento de matriz de membrana del sótano en el canal del chip de cultivo de tejido. (B) Introducción MNS en el agujero del chip. (C) Cultura medio cambio por aspiración de medio agotado. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61544/61544fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61544/61544fig04.jpg"> Figura 4: Diferenciación de neuronas motoras 2D y 3D. (A) Curso de tiempo de diferenciación 3D MNS representativa (protocolo 3D). El tamaño del MNS aumentó gradualmente con el tiempo. Escala: 500 μm. (B) Curso de tiempo de diferenciación 2D en -D2, D0, D1, D6, D12 (protocolo 2D). Escala: 500 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61544/61544fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61544/61544fig05.jpg"> Figura 5: Caracterización de las neuronas motoras. (A) (Izquierda) Una criosección de un MNS manchado con anticuerpos SMI-32 y DAPI. (Medio) Imagen de contraste de fase del MNS recabierto en una superficie recubierta de matriz de membrana del sótano. Se observó alargamiento axonal. (Derecha) Axones de MNS recaídos manchados con anticuerpos Synapsin I y Tuj1. Barra de escala: 500 μm (izquierda y media) y 50μm (derecha). B) Una imagen representativa de las neuronas motoras 2D inmunodeprimido con anticuerpos Tuj y HB9. Escala: 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61544/61544fig05large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61544/61544fig06.jpg"> Figura 6: Caracterización de un organoide nervioso motor (MNO) generado en un chip de cultivo. (A) Imágenes representativas de alargamiento de axón y formación gruesa de paquetes de axón en D32. Escala: 500 μm. (B) Inmunodetención del organoide nervioso motor (MNO) por SMI-32 y DAPI. Los axones y los cuerpos celulares pueden aislarse cortando físicamente. Barra de escala: 1 mm. (C) Pureza de la proteína de axones y cuerpos celulares cuantificados por la hinchazón occidental. MAP2, un marcador dendrítico, no se detectó en la proteína axonal, mientras que el marcador axonal Tau1 se enriquece en la proteína axonal. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61544/61544fig06large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Este protocolo proporciona un procedimiento integral para fabricar organoide nervioso motor derivado de células iPS humanas a través del montaje espontáneo de un robusto conjunto de axones extendidos a partir de un esferoide en un chip de cultivo de tejido.

Generación de organoides nerviosos motores tridimensionales

A fascicle of axons is one of the major structural motifs observed in the nervous system. Disruption of axon fascicles could cause developmental and ...

Este protocolo facilita la investigación de los mecanismos subyacentes al desarrollo y la enfermedad de los haces de axones utilizando organoides nerviosos motores derivados de las células iPS humanas fuera de los cuerpos. Simplemente cultivando esferoides neuronales y chips de microcultivo hechos a medida, se pueden generar espontáneamente haces de axones unidireccionales y utilizarlos para varios experimentos posteriores. El organoide nervioso motor puede facilitar la detección y las pruebas de los fármacos para las enfermedades de las neuronas motoras, incluida la LS, al proporcionar un modelo más fisiológico que los sistemas in vitro anteriores.En una campana extractora, y con el EPP adecuado, dispense tres mililitros de SU-8 2100 en una oblea de silicona limpia con acetona y coloque la oblea en el centro de un recubridor giratorio. Fije la oblea al vacío y haga girar la oblea a 500 revoluciones por minuto durante 10 segundos para cubrir el SU-8 uniformemente a través de la superficie de la oblea, luego gire la oblea a 1.500 revoluciones por minuto durante 30 segundos con una aceleración de 300 revoluciones por segundo para obtener una capa de fotorresistencia de 150 micras de espesor en la oblea. Después de hornear suavemente, coloque la fotomáscara en el alineador de máscaras y exponga la oblea a la luz ultravioleta durante 60 segundos.Después de hornear en una placa caliente, revele la oblea durante 10 a 20 minutos en revelador fotorresistente con agitación en un agitador orbital, cambiando la solución de revelado una vez durante el proceso. Para preparar la capa inferior del chip para el cultivo de tejidos, vierta PDMS recién preparado en la oblea hasta el grosor deseado y desgasifique la mezcla en una cámara de vacío. Cura el PDMS en un horno durante al menos tres horas a 60 grados centígrados.Después de enfriar, use una cuchilla para cortar el PDMS curado de la oblea, luego use PDMS sin curar con horneado para unir un depósito mediano a la capa inferior de PDMS para obtener el chip de cultivo de tejido PDMS ensamblado. Para preparar el chip PDMS para la formación de organoides nerviosos motores, esterilice el chip y un vaso de microscopio de 76 por 52 milímetros en una placa de Petri que contenga 70% de etanol durante al menos una hora. Al final de la incubación, coloque el chip en el cristal húmedo del microscopio.Después del secado durante la noche, el chip debe adherirse al vidrio. Coloque una gota de 30 microlitros de matriz de membrana basal diluida en DMEM/F12 en un lado de la entrada del canal y aspire la solución desde el otro lado de la entrada para cubrir la superficie del microcanal con la matriz. A continuación, incube el chip PDMS con la solución de recubrimiento en una placa de Petri durante una hora a temperatura ambiente.Para inducir la diferenciación de células iPS 3D en neuronas motoras, siembre cuatro veces 10 a la cuarta células iPS por pocillo en el número apropiado de pocillos de una placa inferior en U de 96 pocillos en 100 microlitros de alimentador y medio de cultivo celular sin suero suplementado con 10 micromolares Y-27632. Al día siguiente, reemplace el sobrenadante en cada pocillo con 100 microlitros de medio KSR suplementado con 10 SB431542 micromolares y 100 nanomolares LDN-193189. En los días dos y tres, reemplace los sobrenadantes con 100 microlitros de medio KSR suplementado con 10 SB431542 micromolares, 100 nanomolares LDN-193189, cinco micromolares DAPT, cinco micromolares SU5402, un micromolar de ácido retinoico y un agonista suavizado de micromolares.En los días cuatro y cinco, reemplace los sobrenadantes con una mezcla de 75% de medio KSR y 25% de medio N2 suplementado con 10 SB431542 micromolares, 100 LDN193189 nanomolares, cinco micromolares DAPT, cinco micromolares SU5402, un micromolar de ácido retinoico y un micromolar de agonistas suavizados. En los días seis y siete, reemplace los sobrenadantes con una mezcla de 50% de medio KSR y 50% de medio N2 suplementado con cinco micromolares DAPT, cinco micromolares SU5402, un micromolar de ácido retinoico y un agonista alisado de micromolares. En los días ocho y nueve, reemplace los sobrenadantes con una mezcla de 25% de medio KSR y 75% de medio N2 suplementado con cinco micromolares DAPT, cinco micromolares SU5402, un micromolar de ácido retinoico y un agonista alisado de micromolares.En los días 10 y 11, reemplace los sobrenadantes con medio N2 suplementado con TAPT de cinco micromolares, SU5402 de cinco micromolares, un ácido retinoico micromolar y un agonista suavizado de micromolares. En el día 12, reemplace los sobrenadantes en cada pocillo con 100 microlitros de medio de maduración suplementado con 20 nanogramos por mililitro de factor neurotrófico derivado del cerebro por pocillo. Para inducir la formación de organoides nerviosos motores, reemplace la solución de recubrimiento en el chip PDMS con 150 microlitros de medio de maduración complementado con 20 nanogramos por mililitro de factor neurotrófico derivado del cerebro y use una punta de micropipeta de diámetro ancho para agregar suavemente esferoides de neuronas motoras de un pocillo de la placa de 96 pocillos a la entrada del microcanal del chip.Coloque un pequeño depósito de agua estéril cerca del chip de cultivo de tejidos en la placa para evitar la evaporación del medio y coloque la placa en una incubadora de 37 grados Celsius y 5% de dióxido de carbono. Cada dos o tres días, reemplace la mitad del medio de cultivo agotado desde el centro del depósito del medio con un medio de maduración fresco suplementado con 20 nanogramos por mililitro de factor neurotrófico derivado del cerebro. Los axones crecerán desde el esferoide de la neurona motora hasta el canal, ensamblándose espontáneamente en un solo haz durante un período de dos a tres semanas para formar un organoide nervioso motor.Las neuronas motoras se diferencian en un plazo de 12 a 14 días en procedimientos de diferenciación 3D. Es importante destacar que más del 60% de las células expresan el marcador de neurona motora HB9 durante la diferenciación y aproximadamente el 80% de las células del esferoide de la neurona motora son positivas para SMI32. Con el microcanal sirviendo como guías físicas, los axones se alargan desde el esferoide de la neurona motora para formar un agrupamiento por interacción axo-axonal dentro de las 24 horas posteriores a la introducción al esferoide.Los axones alcanzaron el centro del microcanal en los siguientes tres o cuatro días, extendiéndose al otro extremo del microcanal después de 10 días adicionales. Los organoides nerviosos motores se pueden recolectar del chip para su análisis biológico separando el PDMS del vidrio del microscopio. Los haces de axones y los cuerpos celulares se pueden diseccionar y aislar bajo un microscopio con un bisturí quirúrgico o pinzas.En los haces de axones de los organoides nerviosos motores, las proteínas marcadoras dendríticas no se detectan mediante Western blot. Es importante asegurarse de que los esferoides caigan completamente al fondo dentro del chip de cultivo. Mostramos que el examen de los sitios y la parte inferior puede ayudar a determinar la ubicación del esferoide en el chip.Los haces de axones aislados se pueden examinar para varios métodos adicionales. Se puede obtener una gran cantidad de axones y utilizarlos para ensayos bioquímicos que requieren materiales sustanciales.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

El video muestra la formación de uniones neuromusculares utilizando un dispositivo microfluídico. Las células precursoras neurales y las células progenitoras musculares se siembran en diferentes pocillos dentro del dispositivo y se dejan madurar en neuronas motoras y miotubos, respectivamente. La creación de un gradiente químico y de volumen conduce al desarrollo de uniones neuromusculares activas.

Generación de uniones neuromusculares mediante un dispositivo microfluídico

Este video demuestra el método de creación de organoides nerviosos motores cultivando primero células madre pluripotentes inducidas humanas en un medio especial para formar esferoides, luego diferenciándolas en neuronas motoras usando inhibidores específicos, y finalmente cultivándolas en un chip microfluídico para extender axones y formar organoides nerviosos motores.

Desarrollo de organoides nerviosos motores derivados de iPSC humanos utilizando un chip microfluídico

Este video demuestra la diferenciación de células madre embrionarias humanas (hESCs) en neuronas dopaminérgicas, para proporcionar un modelo para el estudio de la enfermedad de Parkinson. Las hESCs se cultivan en un medio de inducción neural en una placa de micropocillos para formar neuroesferas 3D. A continuación, se cultivan en un medio de inducción neuronal para promover la diferenciación en neuronas progenitoras dopaminérgicas. La maduración final de las neuronas se produce en un inserto de...

Generación de organoides neuronales dopaminérgicos a partir de células madre embrionarias humanas

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Organoides neuronales humanos para el estudio del cáncer cerebral y las enfermedades neurodegenerativas

Describimos un método para generar unidades motoras humanas en dispositivos microfluídicos disponibles comercialmente mediante el cocultivo de neuronas motoras derivadas de células madre pluripotentes inducidas por humanos con miotubos derivados de mesoangioblastos primarios humanos, lo que resulta en la formación de uniones neuromusculares funcionalmente activas.

Generación de Unidades Motoras Humanas con Uniones Neuromusculares Funcionales en Dispositivos Microfluídicos

Aquí describimos un protocolo para generar organoides cerebrales a partir de células madre pluripotentes inducidas por humanos (iPSC). Para obtener organoides cerebrales en grandes cantidades y de alta calidad, utilizamos mini biorreactores caseros.

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En este estudio, proporcionamos una técnica detallada para un sistema de cultivo de organoides corticales simple pero robusto utilizando cultivos hPSC estándar sin alimentador. Este es un protocolo rápido, eficiente y reproducible para generar organoides que modelan aspectos de la senescencia cerebral in vitro.

Generación robusta y altamente reproducible de organoides cerebrales corticales para modelar la senescencia neuronal cerebral in vitro

Aunque el sistema nervioso periférico (SNP) es capaz de reparación después de una lesión significativa, poco se sabe acerca de los mecanismos celulares y moleculares que rigen este fenómeno. El uso directo, el pez cebra transgénico y un ensayo de corte transversal del nervio reproducible, podemos estudiar los comportamientos de células gliales dinámicos durante la degeneración del nervio y la regeneración.

Motor transección del nervio y Time-lapse de imágenes de Conductas de células gliales en el pez cebra en vivo

Los astrocitos en el SNC cambian sus propiedades funcionales y estructurales en respuesta a estímulos dañinos. Este informe presenta un protocolo para la evaluación de la morfología tridimensional de los astrocitos en condiciones de enfermedad o después de intervenciones terapéuticas.

Protocolo para tridimensional confocal morfométrico Análisis de astrocitos

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Proyección de imagen tridimensional y análisis de las mitocondrias en las fibras de nervio humano Intraepidermal

Aprende a generar organoides nerviosos motores tridimensionales a partir de células iPS humanas utilizando un microchip de PDMS. Este método permite estudiar el desarrollo axonal y facilita el cribado de fármacos para enfermedades de neuronas motoras.

Generación de organoides nerviosos motores tridimensionales

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