Name: Optimización del método de oclusión de la arteria cerebral media de Longa para la reperfusión completa (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 18 s
Description: Aprenda el método modificado de Longa para oclusión de la arteria cerebral media en ratones. Este protocolo quirúrgico optimiza la reperfusión completa en modelos de accidente cerebrovascular isquémico.

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Todo el manejo y los procedimientos de los animales fueron aprobados por el Comité de Ética de la Facultad de Medicina de la Universidad de Zagreb y el Comité de Ética para la protección de los animales utilizados con fines científicos del Ministerio de Agricultura de la República de Croacia. Los procedimientos experimentales se llevaron a cabo de acuerdo con la Ley de Protección Animal de Croacia (NN 102/17, 32/19), las Enmiendas a la Ley de Protección Animal (NN 37/13) y las Directrices sobre la Protección de los Animales Utilizados con Fines Científicos (NN 55/13) que están en línea con la Guía Europea para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio (Directiva 2010/63/UE).
1. Preparación del animal y del sitio quirúrgico
<ol><li>Coloque al animal en una caja perforadora e induzca la anestesia utilizando un volumen de isoflurano al 5% en una mezcla de oxígeno y nitrógeno (proporción 1:2).</li>
	<li>Después de inspeccionar visualmente el estado de conciencia y la frecuencia respiratoria del animal, llévelo a una báscula de laboratorio y péselo.</li>
	<li>Verifique el reflejo pellizcando la piel interdigital de una extremidad inferior para asegurar la profundidad adecuada de la anestesia.</li>
	<li>Coloque al animal en la mesa de operaciones calentada y lleve su nariz dentro de la máscara de anestesia. Ajuste la temperatura inicial de la mesa de operaciones a 36 °C y ajústela para mantener la temperatura corporal del animal a 37 °C (medida a través de una sonda rectal introducida en pasos posteriores). A lo largo de todos los pasos posteriores, ajuste la fracción de volumen de isoflurano para mantener la frecuencia respiratoria del animal en 100 respiraciones/min. NOTA: Todas las superficies y materiales en contacto directo con el animal deben desinfectarse a fondo antes del procedimiento.</li>
	<li>Aplique ungüento ocular en los ojos del animal para protegerlos de la deshidratación y el gas isoflurano.</li>
	<li>Coloque al animal boca arriba y extienda su cuello colocando una pequeña almohada hecha de cinta quirúrgica debajo.</li>
	<li>Asegure las extremidades del animal en su lugar con cinta quirúrgica. Tenga cuidado de no extender demasiado las extremidades anteriores para no causar una dislocación inadvertida de la articulación del hombro.</li>
	<li>Lubrique la sonda rectal con jalea blanca de petróleo e insértela en el recto para una medición continua de la temperatura corporal. Asegure la sonda en su lugar junto con la cola con cinta quirúrgica.</li>
	<li>Aplicar una inyección preoperatoria de suero fisiológico y buprenorfina (0,5 mg/kg) por vía intraperitoneal para mantener al animal bien hidratado y bajo analgesia durante el procedimiento.</li>
	<li>Afeita el pelaje del animal en la región del cuello con un cortaanimales inalámbrico. Recoja todo el pelaje afeitado con pedazos de cinta quirúrgica. Además, afeita la región con una navaja de afeitar para que quede completamente libre de pelo.</li>
	<li>Elija un filamento MCAO en función del peso y/o la edad del animal medido. Sácalo de su recipiente y colócalo en una placa de Petri en un lugar visible. Pon una gota de solución salina en la parte de silicona del filamento para mantenerlo limpio y libre de polvo. NOTA: El grosor del recubrimiento de silicona del filamento debe elegirse de acuerdo con las recomendaciones oficiales del fabricante en el caso de un ratón de 12 a 16 semanas. Además, la longitud del recubrimiento de silicona debe planificarse cuidadosamente con anticipación, dependiendo del tamaño del área de riego que se va a ocluir (ver Discusión).</li>
	<li>Coloque un paño quirúrgico limpio sobre la mesa de operaciones.</li>
	<li>Aplica una gota de Betadine sobre la piel afeitada del animal. Use un hisopo de algodón para frotar el desinfectante en la piel de manera circular desde adentro hacia afuera. Después, haz lo mismo con un bastoncillo de algodón empapado en etanol. Repita este paso 3 veces con un par de hisopos de algodón estériles para cada repetición.</li>
	<li>Aplique un poco de gel de lidocaína en la región desinfectada del sitio de la futura incisión para la analgesia local de la herida.</li>
</ol>2. Cirugía de inducción de isquemia
<ol><li>Realice una incisión inicial en la piel desinfectada con un bisturí. Mantenga el número de incisiones en la piel al mínimo para facilitar la cicatrización de la herida quirúrgica. NOTA: Todos los instrumentos deben haber sido previamente esterilizados. El lector debe consultar las pautas institucionales para el uso de guantes estériles o quirúrgicos.</li>
	<li>Con pinzas de tipo 7 y 5, corte la fascia superficial y separe las glándulas salivales del tejido subyacente. NOTA: Avance siempre con pinzas cerradas y extiéndalo mientras se aleja para empujar el tejido. De esta manera, los espacios anatómicos se pueden atravesar con un traumatismo tisular mínimo.</li>
	<li>Coloque el retractor de alambre en su posición inicial mientras se asegura de que las glándulas salivales no interfieran con los pasos posteriores.</li>
	<li>Retire la fascia profunda del cuello con pinzas de tipo 7 y separe los músculos esternocleidomastoideos de la región carotídea para reposicionar el retractor.</li>
	<li>Vuelva a colocar el retractor para llegar por debajo de los músculos esternocleidomastoideos para permitir el acceso a la región carotídea.</li>
	<li>Resecar el músculo omohioideo para permitir una visión clara y un acercamiento más fácil a la región carotídea.</li>
	<li>Libere la arteria carótida y sus ramas de la vena carótida y el nervio vago, que se mantienen unidos en la fascia carótida. NOTA: Esta fascia debe retirarse con cuidado para evitar lesionar el nervio vago o causar un sangrado significativo.<ol><li>Pellizque la fascia carótida en el lado lateral de la tríada carotídea y tire suavemente de ella lateralmente para identificar visualmente la arteria, el nervio, la vena y todas las ramas de los vasos sanguíneos circundantes.</li>
		<li>Mientras tira de la fascia lateralmente, con pinzas de tipo 5, separe el CCA del nervio y la vena adyacentes hasta el punto de ramificación y la vena tiroidea superior, que cruza sobre el CCA.</li>
		<li>Separe completamente la parte inferior del CCA del tejido subyacente y la fascia, utilizando pinzas curvas de tipo 7, asegurándose de que esté lista para pinzar en pasos futuros.</li>
		<li>Procediendo cranealmente en la región por encima del punto de ramificación del CCA, abra la fascia carótida con dos pinzas.</li>
		<li>Del mismo modo, tire del extremo suelto de la fascia carótida medial y lateralmente para separar con precisión la ECA y la arteria carótida interna (ACI) de la fascia y el tejido circundante, respectivamente.</li>
		<li>Libere el ECA y el ICA del tejido subyacente con pinzas curvas de tipo 7.</li>
	</ol></li>
	<li>Con el CCA cuidadosamente preparado con sus dos ramas respectivas, eleve el ECA con pinzas curvas de tipo 7 y sujételo con pinzas de cierre automático de tipo N0.</li>
	<li>Baje con cuidado las pinzas de cierre automático tipo N0 sobre la mesa de operaciones. NOTA: Para reposicionar el punto de sujeción del ECA, a veces es necesario soltar ligeramente el agarre y empujar el punto de ramificación del ECA caudalmente. En este punto, es importante asegurarse de que quede más de 1 mm de ECA entre la sujeción del ECA y el punto de ramificación.</li>
	<li>Con el ECA sujetado y sujetado de forma segura con pinzas tipo N0, introduzca dos hilos de seda trenzados detrás del ECA. NOTA: El hilo craneal formará el nudo de ligadura y debe colocarse cranealmente desde el sitio de sujeción.</li>
	<li>Ata el hilo craneal por completo, ya que es permanente, y corta el exceso de hilo con unas tijeras.</li>
	<li>Ata el hilo caudal en un nudo de seguridad suelto. NOTA: Debe colocarse cerca del punto de ramificación de la ECA y mantenerse suelto para que pase el filamento MCAO.</li>
	<li>Con el uso de microclips vasculares, cierre con pinza el CCA y el ICA para evitar el sangrado después de la arteriotomía. NOTA: Es crucial asegurarse de que el microclip aplicado al CCA tenga un agarre lo suficientemente fuerte, ya que el CCA es una arteria pulsante de alto rendimiento, y si no lo hace, puede provocar una hemorragia profusa y la muerte del animal en los pasos posteriores.</li>
	<li>Con unas tijeras de microresorte, haga una pequeña arteriotomía justo debajo del sitio de pinzamiento de la ECA. NOTA: La arteriotomía debe ser lo suficientemente grande para que la parte de silicona del filamento entre, pero no más de la mitad de la circunferencia del ECA para no comprometer la tensión mantenida por las pinzas de tipo N0.</li>
	<li>Con un ángulo que coincida con el del ECA, inserte el filamento en el sitio de la arteriotomía en dirección proximal al CCA, pasando a través del nudo de seguridad suelto en el sitio de ramificación del ECA y pegándose en la luz del CCA con el filamento.</li>
	<li>Apriete el nudo de seguridad alrededor de la parte de silicona del filamento. NOTA: Hay que tener mucho cuidado en este punto, ya que el filamento tiende a salirse del ECA a mitad de la última maniobra, y volver a colocarlo en ese punto es muy difícil.</li>
	<li>Abra con cuidado el microclip ICA y retírelo.</li>
	<li>Con el filamento parcialmente insertado en el ECA y asegurado, realice una arteriotomía completa, aflojando así el muñón del ECA con el filamento MCAO en su interior. En este punto, suelte las pinzas de cierre automático tipo N0 y retírelas.</li>
	<li>Con un juego de pinzas tipo 5, pellizque firmemente el muñón ECA y levántelo ligeramente. Mientras sujeta el filamento parcialmente insertado con otra pinza, baje y tire suavemente del muñón ECA para orientar el extremo interior del filamento hacia el ICA. Nunca pellizques la parte de silicona del filamento.</li>
	<li>Con las pinzas sujetando el filamento, avance lentamente el filamento a través del ICA hacia el círculo de las voluntades. NOTA: El primer punto de ramificación del ICA es también el único en el que el operador puede pasar por alto el punto de ramificación MCA deseado. Por lo tanto, es necesario un ligero ángulo lateral de avance para guiar el filamento hasta el punto de ramificación del MCA. Con el ligero ángulo lateral de avance, el filamento se curva alejándose de la arteria pterigopalatina (PPA) y hace que el extremo que avanza sea más probable que entre en el círculo de Willis (Figura 1).</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig01.jpg"> Figura 1: Ilustración del avance del filamento de oclusión de la arteria cerebral media más allá del punto de ramificación de la arteria pterigopalatina. El avance adecuado del filamento (a la izquierda) se logra orientando el filamento MCAO de tal manera que retroceda contra la pared lateral del ICA y se curve alejándose del punto de ramificación del PPA. Si no lo hace (a la derecha), el filamento puede entrar en el PPA y no provocar un derrame cerebral. En este último caso, el filamento no podrá avanzar tanto como debería y el cirujano deberá retirar el filamento hasta que su extremo se haga visible en el punto de ramificación del ICA y comience a avanzar el filamento de nuevo. Las arterias de color verde representan las arterias comunicantes posteriores (PcomA), en su mayoría no patentes en ratones. Creado con BioRender.com. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<ol start="21"><li>Avance lentamente el filamento MCAO a través del círculo de Willis hasta que se sienta un aumento repentino de la resistencia. NOTA: En este punto, es importante observar la longitud restante del filamento. El filamento debe avanzar sin esfuerzo al menos 7 mm desde el punto de ramificación ICA en un ratón adulto.</li>
	<li>Apriete el nudo de seguridad para asegurarse de que el filamento no se desplace durante la isquemia.</li>
	<li>Retire el clip CCA y tome nota de la hora. NOTA: Esto marca el inicio de la aparición de la isquemia.</li>
	<li>Coloque el extremo suelto del filamento MCAO en el surco entre el triángulo carotídeo y el músculo esternocleidomastoideo ipsilateral para que no sobresalga de la herida quirúrgica.</li>
	<li>Retire el retractor de alambre y acerque los bordes de la herida quirúrgica entre sí. Deje que el sitio quirúrgico se asiente durante unos segundos para que el tejido vuelva a su posición anatómica.</li>
	<li>Cierre la herida quirúrgica con cierres de herida con cinta adhesiva para facilitar una reapertura más rápida de la herida después del período de isquemia. NOTA: Si un investigador desea dejar que el animal despierte durante el período de isquemia, se recomienda suturar la herida para evitar la reapertura prematura de la herida.</li>
</ol>3. Período de isquemia
<ol><li>Validar el éxito de la cirugía mediante resonancia magnética o algún otro método cuantitativo de medición de la perfusión. NOTA: En caso de realizar una resonancia magnética, las imágenes ponderadas por perfusión (PWI) deben mostrar isquemia crítica en la región amplia de MCA y las imágenes ponderadas por difusión (DWI) deben describir el sitio del coeficiente de difusión aparente (ADC) reducido debido al edema celular.</li>
	<li>Colocar al animal en una jaula limpia hasta que termine el período de isquemia.</li>
</ol>4. Cirugía de retirada de filamentos
<ol><li>Aproximadamente 5 minutos antes de que finalice el tiempo de isquemia asignado, coloque al animal y asegúrelo nuevamente en la mesa de operaciones.</li>
	<li>Retire los cierres de la herida con cinta y vuelva a abrir la herida quirúrgica con el retractor de alambre.</li>
	<li>Libere el extremo suelto del filamento MCAO del tejido circundante y de los extremos del hilo del nudo de seguridad.</li>
	<li>Con las pinzas de tipo N0, pellizque y tire ventralmente del borde del muñón ECA para ponerle tensión. Baje con cuidado las pinzas de apriete hacia abajo, de manera similar al primer procedimiento quirúrgico. NOTA: El operador debe evitar pellizcar el nudo de seguridad, ya que eso hará que el nudo no pueda desatarse.</li>
	<li>Vuelva a sujetar el CCA con una pinza microvascular.</li>
	<li>Con pinzas de tipo 5, afloje el nudo de seguridad para permitir la extracción del filamento. NOTA: La mejor manera de comenzar a aflojar el nudo es seguir pellizcándolo hasta que se separe en partes individuales y luego empujar los extremos del hilo hacia el nudo.</li>
	<li>Retire lentamente el filamento MCAO hasta que la parte de silicona comience a sobresalir del muñón ECA. Apriete ligeramente el nudo de seguridad para prepararse para la retirada completa del filamento.</li>
	<li>Cuando esté cerca del extremo de silicona del filamento, apriete el nudo de seguridad para que empuje el filamento MCAO y cierre el muñón ECA en una sola maniobra. Aprieta el nudo completamente después de que el filamento se deslice.</li>
	<li>Abra y retire las pinzas de apriete junto con el clip CCA. NOTA: Esto marca el final del período de isquemia y el inicio del proceso de reperfusión.</li>
	<li>Retire el retractor de alambre y vuelva a juntar los bordes de la herida quirúrgica.</li>
	<li>Suturar la herida quirúrgica comenzando desde la periferia, cerrando la herida completamente sin que se vea ningún tejido subyacente. NOTA: El número de suturas necesarias depende del tamaño de la herida quirúrgica.</li>
	<li>Limpie y desinfecte el sitio quirúrgico con toallitas con alcohol isopropílico.</li>
</ol>5. Cuidados postquirúrgicos
<ol><li>Coloque al animal en una jaula limpia y permita que se despierte espontáneamente de la anestesia.</li>
	<li>Coloque la comida granulada en el fondo de la jaula para facilitar su alcance. Ablande los gránulos de comida con agua potable. Llena una pequeña placa de Petri con agua potable y llévala también al suelo de la jaula.</li>
	<li>En las siguientes 48 h, inyectar 0,25 mL de solución salina con buprenorfina (0,5 mg/kg) cada 24 h por vía intraperitoneal.</li>
</ol>

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<li>Trueman, R. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+re-examination+of+the+intraluminal+filament+mcao+model%3A+impact+of+external+carotid+artery+transection%5BTitle%5D)+AND+%22Transl+Stroke+Res%22%5BJournal%5D)">A critical re-examination of the intraluminal filament mcao model: impact of external carotid artery transection.</a> Transl Stroke Res. 2 (4), 651-661 (2011).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Betadine solución cutánea 10g/100ml</td><td>Alcaloide Skopje</td><td>N/A Sutura</td><td></td></tr> de <tr><td>seda trenzada</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>Sutura Dafilon 5/0 DS16</td><td>B. Braun</td><td>C0936154</td><td></td></tr><tr><td>Dolokain 20 mg/g gel</td><td>Jadran-Galenski Laboratorij</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pinza Dumont #5</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td>2 piezas</td></tr><tr><td>Pinza Dumont #7</td><td>Fine Science Tools</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de cierre automático Dumont N0</td><td>Fine Science Tools</td><td>11480-11</td><td></td></tr><tr><td>Durapore Cinta Quirúrgica 1,25cm x 9,1m</td><td>3M</td><td>7100057169</td><td></td></tr><tr><td>Durapore Cinta Quirúrgica 2,5cm x 9,1m</td><td>3M</td><td>7100057168</td><td></td></tr><tr><td>Termostato externo</td><td>Petnap</td><td>1012536</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas Halsey</td><td>Fine Science Tools</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Esterilizador de perlas calientes</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-50</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de iris</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-10</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano USP</td><td>Piramal cuidados críticos</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Monitor Doppler láser</td><td>Moor</td><td>MOORVMS-LDF2</td><td></td></tr><tr><td>Almohadilla térmica metálica para mascotas</td><td>Petnap</td><td></td><td></td>1012525</tr><tr><td>Tijeras de resorte Micro Vannas</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>Retractor Mini-colibri</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-01</td><td></td></tr><tr><td>Ungüento oftálmico Recugel</td><td>Bausch& Lomb</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>S& T B-1 micro abrazadera de vaso&nbsp;</td><td>Herramientas de Ciencia Fina</td><td>00396-01</td><td>2 piezas</td></tr><tr><td>S& Pinza de aplicación T micro clamp</td><td>Fine Science Tools</td><td>00071-14</td><td></td></tr><tr><td>Schwartz micro serrefines</td><td>Fine Science Tools</td><td>18052-01</td><td></td></tr><tr><td>Stemi DV4 Microscopio estereoscópico puntual</td><td>Zeiss</td><td>000000-1018-453</td><td></td></tr><tr><td>Steri-Strip Adhesivo reforzado Cierres cutáneos 3 mm x 75 mm</td><td>3M</td><td>7100236545</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de tejido recto</td><td>Fine Science Tools</td><td>11023-10</td><td></td></tr><tr><td>SZX Stand Arm</td><td>Olympus</td><td>SZ2-STS</td><td></td></tr><tr><td>Tec III serie 300 vaporizador calibrado</td><td>Ventas y servicio de vaporizadores inc.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Soporte Universal Tipo 2</td><td>Olympus</td><td>SZ2-STU2</td><td></td></tr><tr><td>VetFlo Soporte de Anestesia de Seis Canales</td><td>Kent Scientific</td><td>VetFlo-1225</td><td>Modificado para mezcla de O2/N2</td></tr></tbody></table>

optimización del método de oclusión de la arteria cerebral media de longa para la reperfusión completa

Optimization of the Longa Middle Cerebral Artery Occlusion Method for Complete Reperfusion

Las resonancias magnéticas intraoperatorias o postoperatorias, específicamente las imágenes ponderadas por perfusión (PWI) y/o las imágenes ponderadas por difusión (DWI) (Figura 2) pueden ofrecer una prueba definitiva de un procedimiento exitoso. La PWI intraoperatoria muestra isquemia crítica en la región MCA ipsilateral, lo que confirma que la colocación del filamento resultó en una oclusión completa. La PWI postoperatoria de un procedimiento exitoso muestra hiperperfusión en el núcleo de la lesión, así como cierto grado de reperfusión en los bordes de la región MCA. Las lesiones intraoperatorias de DWI corresponden a las regiones isquémicas observadas en el PWI intraoperatorio. Las lesiones postoperatorias de DWI exhiben una contracción hacia el núcleo de la lesión isquémica, acompañada de una disminución significativa en el coeficiente de difusión aparente de la lesión, lo que la hace más oscura que las lesiones de DWI intraoperatorias y el tejido cerebral reperfundido circundante. Las exploraciones anatómicas T2 estándar, tanto intraoperatorias como postoperatorias, generalmente no muestran nada notable a menos que ocurra una hemorragia inducida por filamentos
(Figura 3). En tales casos, las exploraciones PWI y DWI revelan isquemia incompleta o nula.
El proceso de reperfusión sigue en las siguientes 48 horas, y se confirma que ha tenido lugar en las resonancias magnéticas realizadas el segundo día después del procedimiento (Figura 2, CBF el día 2). Las exploraciones PWI muestran una reperfusión completa en el sitio de la lesión con una ligera hiperperfusión en el núcleo de la lesión. Las exploraciones DWI muestran múltiples regiones de coeficientes de difusión aparente disminuidos debido a la formación de edema cerebral. Las exploraciones anatómicas T2 indican regiones hiperintensas de edema que envuelven regiones de ACM, sin afectación de regiones no ACM como el hipocampo.
Al despertar, el animal muestra signos claros de accidente cerebrovascular agudo. Los síntomas conductuales comunes incluyen un aumento del tono muscular en el costado de la lesión, lo que hace que el animal flexione su torso hacia esa dirección. Dar vueltas y rotar en la dirección ipsilateral también son signos claros de un accidente cerebrovascular agudo. La ataxia de la marcha a menudo sugiere la participación del hipocampo en el volumen de la lesión isquémica. Sin embargo, este síntoma puede carecer de especificidad en la fase hiperaguda debido a los efectos secundarios de la anestesia con isoflurano. En los días siguientes, el animal debería desarrollar una flexión de la extremidad anterior ipsilateralmente y un empeoramiento de su estado postural, acompañado de una ausencia de reflejo de bigotes. La tasa de mortalidad alcanza su punto máximo alrededor de 3 días después del procedimiento debido al edema cerebral. La fase crónica comienza después de que el edema cerebral comienza a resolverse. Durante este tiempo, el animal puede presentar retención de orina. Por esta razón, es importante inspeccionar al animal para ver si tiene rigidez en la vejiga, así como una tapa firme en la salida uretral. La mayoría de las veces, este problema se puede resolver masajeando suavemente la vejiga para facilitar la micción. Los signos de recuperación de peso suelen aparecer dentro de los 7 días iniciales después de la aparición del accidente cerebrovascular.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig02.jpg"> Figura 2: Ejemplo representativo de un ACMM exitoso con reperfusión completa confirmada con resonancias magnéticas. CBF, ADC y T2w representan mapas de flujo sanguíneo cerebral, mapas de coeficiente de difusión aparente y exploraciones anatómicas ponderadas en T2, respectivamente. IntraOP, postoperatorio y D02 significan 3 puntos temporales diferentes de imagen después del inicio de la isquemia, después del inicio de la reperfusión y en el segundo día después de la MCAO, respectivamente. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig03.jpg"> Figura 3: Resonancias magnéticas representativas de una hemorragia inducida por filamentos durante el procedimiento MCAO. CBF, ADC y T2w representan mapas de flujo sanguíneo cerebral, mapas de coeficiente de difusión aparente y exploraciones anatómicas ponderadas en T2, respectivamente. IntraOP, postOP y D02 significan 3 puntos de tiempo diferentes de la imagen: después del inicio de la isquemia, después del inicio de la reperfusión y en el segundo día después de la MCAO, respectivamente. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig04.jpg"> Figura 4: Ilustración de la colocación adecuada del filamento en la rama media de la arteria cerebral. En la mayoría de los casos, la parte de silicona del filamento (de color blanco) se aloja en la parte proximal de la arteria cerebral anterior (ACA) unos 2 mm más allá del punto de ramificación del MCA. Normalmente, la región del cerebro ACA no se ve afectada en los ratones, ya que la ACA se une con la contralateral en un ACA ácigos singular. Las arterias afectadas se muestran en gris. A la izquierda, el CCA se deja permeable durante el período de isquemia, suministrando así sangre a todas las ramas del ICA hasta el MCA que se ocluye con la parte de silicio del filamento. A la derecha, el filamento se coloca de forma idéntica, excepto que la ligadura CCA se mantiene durante el período de isquemia. Debido a que PcomA (de color verde) no es patente en la mayoría de los casos, si se mantiene la ligadura de CCA, el trazo envuelve de forma no selectiva la mayor parte del hemisferio ipsilateral a través de MCA, AchA, VTA, HTA y PCA. En esos casos, también se pueden observar signos de infarto agudo del ojo (leucocoria y anisocoria) debido a la obstrucción de la PPA. Creado con BioRender.com. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Optimización del método de oclusión de la arteria cerebral media de Longa para la reperfusión completa

The middle cerebral artery occlusion model serves as the primary animal model for studying ischemic stroke. Despite being used in research for over three ...

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

El intraluminal de arteria cerebral media oclusión (MCAO) es el modelo más empleado entre los modelos experimentales de ictus isquémico. Aquí vamos a demostrar todo el modelo en detalle con la guía de la flujometría láser Doppler, y sus resultados representativos.

Intraluminal la arteria cerebral media de oclusión (MCAO) Modelo para el ictus isquémico con Orientación flujometría láser Doppler en ratones

Hay evidencia acumulada, que el precondicionamiento isquémico (PC) - un reto isquémico no perjudicial para el cerebro - confiere una protección transitoria a una posterior lesión isquémica perjudicial. Hemos establecido oclusión de la arteria carótida común bilateral (BCCAO) como un estímulo para inducir la tolerancia de preacondicionamiento isquémico temprano (IT) de la isquemia cerebral focal transitoria (inducida por la oclusión de la arteria cerebral media, OACM) en ratones C57BL6 / J.

Bilateral Común oclusión de la arteria carótida como un estímulo de preacondicionamiento adecuado para inducir la tolerancia isquémica precoz de isquemia cerebral focal

Se describe un método altamente reproducible para la oclusión permanente de un vaso sanguíneo principal cerebral de roedor. Esta técnica se puede lograr con muy poco daño periférico, mínima pérdida de sangre, una alta tasa de supervivencia a largo plazo, y el volumen del infarto coherente acorde con la población clínica humana.

Permanente oclusión vascular cerebral<em&gt; Vía</em&gt; Ligadura doble y transección

Este protocolo describe el precondicionamiento hipóxico repetitivo, o exposiciones breves a la hipoxia sistémica que reducen los volúmenes de infarto y la interrupción de la barrera hematoencefálica después de una oclusión transitoria de la arteria cerebral media en ratones. También detalla la cuantificación dual del volumen del infarto y la alteración de la barrera hematoencefálica después de un accidente cerebrovascular para evaluar la eficacia de la protección neurovascular.

Cuantificación de Protección neurovascular Siguiendo repetitivo hipóxico Precondicionamiento y transitoria cerebral media oclusión de la arteria en ratones

Con el fin de entender la fisiopatología del accidente cerebrovascular, es importante utilizar modelos fiables. En este trabajo se va a describir uno de los modelos de accidente cerebrovascular de uso más frecuente en los ratones, llamado el medio modelo de oclusión de la arteria cerebral (MCAO) (también llamado el filamento de sutura intraluminal o modelo) con reperfusión.

Técnica quirúrgica para la oclusión de la arteria cerebral media y la reperfusión del movimiento inducidos en ratones

Describimos un modelo de ratón de accidente cerebrovascular inducido por la oclusión de la arteria cerebral media utilizando una sutura recubierta de silicona. El protocolo se puede aplicar para inducir una oclusión permanente o una isquemia temporal, seguida de reperfusión.

La inducción de ictus isquémico y la isquemia-reperfusión en ratones con la técnica de oclusión de la arteria Medio y Visualización de un infarto Área

El accidente cerebrovascular neonatal es una causa significativa de lesión cerebral temprana que requiere un modelo traslacional con patrones de lesión focal consistentes y alta reproducibilidad para permitir el estudio. Este estudio describe el procedimiento quirúrgico detallado para crear una lesión focal no hemorrágica, unilateral por isquemia-reperfusión en roedores equivalentes a término.

Transitoria de la arteria cerebral media oclusión Modelo de accidente cerebrovascular neonatal en ratas P10

Obstrucción de filamento intraluminal de la arteria cerebral media es el modelo más frecuentemente utilizado en vivo del movimiento experimental en roedores. Una alternativa quirúrgica para permitir la reparación de la arteria carótida común se realiza aquí, lo que permite la reperfusión de la arteria carótida común y una reperfusión completa para el territorio de la arteria cerebral media.

Oclusión de la arteria Cerebral Media permitiendo la reperfusión mediante la reparación de la arteria carótida común en ratones

Un modelo murino de isquemia-reperfusión cerebral es establecido para investigar la patofisiología del accidente cerebrovascular. Distal, ligar la arteria cerebral media derecha y la arteria carótida común derecha y restablecer el flujo sanguíneo después de 10 o 40 min de isquemia.

Oclusión de los vasos dos ratón modelo de isquemia-reperfusión Cerebral

Este protocolo describe el modelo de isquemia cerebral focal transitoria en ratones a través de la oclusión intraluminal de la arteria cerebral media. Además, se muestran ejemplos de evaluación de resultados mediante resonancia magnética y pruebas de comportamiento.

Modelo de oclusión transitoria de la arteria cerebral media de accidente cerebrovascular

Este protocolo describe el proceso de preparación para la reperfusión de la oclusión de la arteria cerebral media a través de la arteria carótida común.

Un modelo modificado de preparación para la reperfusión de oclusión de la arteria cerebral media

Aprenda el método modificado de Longa para oclusión de la arteria cerebral media en ratones. Este protocolo quirúrgico optimiza la reperfusión completa en modelos de accidente cerebrovascular isquémico.

Optimización del método de oclusión de la arteria cerebral media de Longa para la reperfusión completa

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