Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

Simulering af temperatur i et jordinkubationseksperiment

Published: October 28, 2022 doi: 10.3791/64081
Automatic Translation
1, 1, 1, 1,2, 1
1Department of Agricultural and Environmental Sciences, Tennessee State University, 2Department of Plant Biology and Microbiology, University of Oklahoma, Norman

Summary

Laboratoriejordopvarmningseksperimenter anvender normalt to eller flere konstante temperaturer i flere kamre. Ved at præsentere et sofistikeret miljøkammer giver vi en nøjagtig temperaturkontrolmetode til at efterligne størrelsen og amplituden af in situ jordtemperatur og forbedre det eksperimentelle design af jordinkubationsundersøgelser.

Abstract

Undersøgelsen af opvarmningspåvirkning på jord kræver en realistisk og nøjagtig repræsentation af temperaturen. I laboratorieinkubationsundersøgelser har en bredt anvendt metode været at gengive konstante temperaturer i flere kamre og via sammenligninger af jordresponser mellem lav- og højtemperaturkamre for at udlede opvarmningseffekten på jordændringer. Denne almindeligt anvendte metode kunne imidlertid ikke efterligne både størrelsen og amplituden af de faktiske temperaturer som observeret under feltforhold, hvilket potentielt underminerer gyldigheden af sådanne undersøgelser. Da sofistikerede miljøkamre bliver mere og mere tilgængelige, er det bydende nødvendigt at undersøge alternative metoder til temperaturkontrol til jordinkubationsforskning. Denne protokol vil indføre et avanceret miljøkammer og demonstrere både konventionelle og nye metoder til temperaturkontrol for at forbedre det eksperimentelle design af jordinkubation. Protokollen består hovedsageligt af fire trin: temperaturovervågning og programmering, jordindsamling, laboratorieinkubation og sammenligning af opvarmningseffekt. Et eksempel vil blive præsenteret for at demonstrere forskellige metoder til temperaturkontrol og de resulterende kontrasterende opvarmningsscenarier; det vil sige et konstant temperaturdesign kaldet trinvis opvarmning (SW) og simuleret in situ temperaturdesign som gradvis opvarmning (GW) samt deres virkninger på jordånding, mikrobiel biomasse og ekstracellulære enzymaktiviteter. Derudover præsenterer vi en strategi for at diversificere temperaturændringsscenarier for at imødekomme specifikke forskningsbehov for klimaændringer (f.eks. ekstrem varme). Temperaturkontrolprotokollen og de anbefalede skræddersyede og diversificerede temperaturændringsscenarier vil hjælpe forskere med at etablere pålidelige og realistiske jordinkubationseksperimenter i laboratoriet.

Introduction

Den globale overfladetemperatur forventes at stige i dette århundrede med 1,8-6,4 °C 1,2. Global opvarmning kan øge CO2 -flux fra jord til atmosfæren, hvilket resulterer i positiv feedback med opvarmning 3,4,5,6. Fordi mikrobielle samfund spiller en kritisk rolle i reguleringen af jordens respiratoriske reaktioner på opvarmning7,8, har ændringerne i mikrobiel respiration og de underliggende mikrobielle mekanismer med opvarmning været et forskningsfokus. Selvom jordopvarmningseksperimenter, der blev implementeret i felttilstanden, via et varmekabel9 og et åbent topkammer10, var fordelagtige til at fange naturlige jordfunktioner såsom temperatur11, har deres høje omkostninger til installation og vedligeholdelse begrænset deres anvendelse. Alternativt er jordinkubationseksperimenter underlagt forskellige temperaturer et gunstigt valg. Den primære fordel ved jordinkubation i et laboratorium er, at de velkontrollerede miljøforhold (f.eks. temperatur) er i stand til at adskille enfaktoreffekten fra andre forvirrende faktorer i en felteksperimentel indstilling12,13. På trods af forskelle mellem vækstkammer- og feltforsøg (f.eks. plantevækst) er oversættelse fra laboratorieresultater til marken let tilgængelig14. Inkubering af jordprøver i laboratorieindstilling kan hjælpe med at forbedre vores mekaniske forståelse af jordens reaktion på opvarmning15.

Vores litteraturgennemgang identificerede flere temperaturkontrolmetoder og følgelig forskellige temperaturændringsmetoder i tidligere jordinkubationsundersøgelser (tabel 1). For det første er instrumenter, der bruges til at kontrollere temperaturen, for det meste gennem en inkubator, vækstkammer, vandbad og i sjældne tilfælde varmekabel. På baggrund af disse instrumenter er der genereret tre typiske temperaturændringsmønstre (figur 1). Disse omfatter den mest implementerede tilstand, konstant temperatur (CT), lineær ændring (LC) med en ikke-nul konstant temperaturændringshastighed og ikke-lineær ændring (NC) med en daglig type temperatur. I tilfælde af CT-mønster kan temperaturen variere i størrelse over tid, selvom konstant temperatur forbliver i en vis periode under inkubationen (figur 1B). For LC kan temperaturændringen variere i forskellige undersøgelser i mere end to størrelsesordener (f.eks. 0,1 °C/dag vs. 3,3 °C/h; Tabel 1); I NC-tilfælde var de fleste afhængige af den iboende kapacitet af anvendte instrumenter, hvilket førte til forskellige tilstande. På trods af at en type daglig temperaturændring blev hævdet gennem et varmekabel eller inkubator16,17; Kammertemperaturerne i disse eksperimenter blev imidlertid ikke valideret. Andre større revisionsresultater i tabel 1 omfatter inkubationstemperaturen på 0-40 °C, hvor de fleste ligger mellem 5-25 °C. Varigheden af eksperimenter varierede fra et par timer (<1 dag) til næsten 2 år (~ 725 dage). Også jord, der blev udsat for inkubationer, blev indsamlet fra skov-, græsarealer og afgrødeøkosystemer med dominerende mineralhorisont, organisk horisont og endda forurenet jord, der hovedsagelig ligger i USA, Kina og Europa (tabel 1).

I betragtning af de tre vigtigste temperaturændringsmetoder blev flere forskellige opvarmningsscenarier opnået i de tidligere undersøgelser opsummeret i tabel 2. De omfatter trinvis opvarmning (SW), SW med varierende størrelse (SWv), gradvis opvarmning lineært (GWl), gradvis opvarmning nonlinearly (GWn) og gradvis opvarmning dagligt (GWd).

Sammenfattende fangede tidligere jordinkubationer normalt den gennemsnitlige luft- eller jordtemperatur på et sted. I mange tilfælde, som vist i tabel 1, blev inkubatorer eller kamre manuelt programmeret ved en fast temperatur, men ude af stand til automatisk at justere temperaturen efter ønske, uden evnen til at kontrollere tilstanden og hastigheden af temperaturændringen med tiden (Eq. 1) og dermed føre til vanskeligheder med at efterligne døgntemperaturen i den lokale jord. På den anden side, selvom vi forsøgte i to eksperimenter16,17, identificerede vi ingen undersøgelser, der eksplicit efterlignede gradvis opvarmning dagligt (GWd) i deres inkubationseksperimenter (tabel 1). Baseret på litteraturgennemgangen ligger den største hindring i dårligt eksperimentelt design, især mangler et sofistikeret instrument, der muliggør implementering og validering af daglige eller andre gradvise opvarmningsscenarier.

Equation 1(Arkivfoto)

Hvor ΔT er mængden af temperaturændring, m er tilstanden for temperaturændring, r er temperaturændringshastigheden, og t er varigheden af ændringen.

For at forbedre den eksperimentelle strenghed i jordinkubation præsenteres en nøjagtig og sofistikeret temperaturkontrolmetode i denne undersøgelse. Ved at vedtage et avanceret miljøkammer, der i stigende grad er tilgængeligt og økonomisk levedygtigt, skal det nye design ikke kun muliggøre nøjagtig simulering af jordtemperaturen på stedet (f.eks. døgnmønster), men også ved at tage højde for mulige ekstreme temperaturændringer give en pålidelig måde at minimere artefakterne af instrumentel bias. Det nuværende jordinkubationsdesign skal hjælpe forskere med at identificere optimale strategier, der opfylder deres inkubations- og forskningsbehov. Det overordnede mål med denne metode er at præsentere jordbiogeokemikere for en meget operationel tilgang til reform af jordinkubationsdesign.

Protocol

1. Temperaturovervågning og programmering

  1. Identificer en prøveudtagningszone inden for et forskningsplot. Installer en eller et par automatiske temperatursonder i jord i 10 cm dybde. Tilslut vejrstationen til en computer via datatransmissionskablet, og åbn softwaren på computeren.
  2. Klik på knappen Start / egenskaber for at konfigurere loggeren til de eksterne sensorer, der bruges.
  3. På skærmbilledet Egenskaber skal du angive loggerens/stationsnavnet (dvs. jordinkubationseksp.) og dataindsamlingsintervallet (dvs. 60 min.). Klik derefter på Aktiveret på skærmen Egenskaber på de eksterne sensorporte, der bruges, og vælg sensoren / enheden fra rullemenuen for hver sensorport (dvs. Port A; "Aktiveret": temperatur °C). Til sidst skal du klikke på OK for at gemme indstillingerne.
  4. Overvåg sondernes læsning ugentligt for at undgå funktionsfejl, og download datasættet en gang om måneden. Få en komplet rekord i flere måneder, der dækker vækstsæsonen (dvs. april til september).
  5. Udfør dataanalyse af temperaturregistreringerne. Få den gennemsnitlige timetemperatur i vækstsæsonen ved at beregne gennemsnittet af alle observationer.
    1. Opnå gennemsnitstemperaturen for hver time på daglig basis ved at beregne gennemsnitstemperaturer på samme time på tværs af alle dage i vækstsæsonen.
  6. I det sofistikerede kammer skal du starte softwaren og klikke på profilknappen på hovedmenuskærmen for at oprette en ny fil. I filnavnets inputlinje skal du indtaste "SW low". Ved at klikke på indstillingen Øjeblikkelig ændring skal du indtaste 15,9 ° C som en starttemperatur som opnået i trin 1.5 og indtaste 2 på minutrækken for at opretholde temperaturen i 2 minutter og klikke på knappen Udført . Indtast derefter 15,9 °C som målindstillingspunkt under indstillingen Rampetid , og indtast 850 timer i rækken Timer for at opretholde temperaturen. Fianlly, klik på knappen Udført .
    1. Gentag ovenstående trin i det andet kammer ved at tilføje 5 °C til hver temperaturknude, og opret et nyt filnavn "SW high".
    2. Trin 1.4 gentages i det tredje kammer ved at tilføje 23 yderligere trin svarende til 23 observerede jordtemperaturer pr. time opnået i trin 1.5.1. På det sidste trin, kaldet JUMP, sæt 42 gentagne sløjfer (Jump Count 42). Dette fører til scenariet med gradvis opvarmning eller GW lav.
    3. Gentag ovenstående trin i det fjerde kammer med 5 °C tilsat hver temperaturknude. Dette vil muliggøre en simulering af varierende temperaturer i 42 dage ved et højere temperaturniveau (dvs. GW høj).
  7. Udfør en indledende kørsel i 24 timer og output de temperaturer, der er registreret af de fire kamre. Plot de temperaturer, der er registreret af kamrene, mod dem, der er programmeret (figur 2A-D).
    1. Hvis de temperaturer, der opnås i kammeret, svarer til temperaturerne som programmeret med en temperaturforskel <0,1 °C i løbet af de 24 timer (figur 2A,B,E,F), er kamrene egnede til jordinkubationsforsøget.
    2. Hvis kriterierne ikke var opfyldt i nogen af disse kamre, skal du gentage endnu en 24 timers test eller søge et nyt kammer.

2. Jordindsamling og homogenisering

  1. I nærheden af temperatursondeområdet skal du indsamle fem jordprøver i 0-20 cm dybde og lægge dem i en plastikpose efter fjernelse af overfladeaffaldslaget.
  2. Bland prøven grundigt ved at vride, trykke og blande materialerne i posen, indtil der ikke er synlig nogen individuel jordprøve.
  3. Opbevar prøverne i en køler fyldt med ispakker og transporter prøverne til laboratoriet med det samme.
  4. Rødderne i hver kerne fjernes, sigtes gennem en jordsigte på 2 mm, og prøven blandes grundigt og homogeniseres inden følgende analyse.

3. Inkubation af laboratorier

  1. Før inkubation vejes 10,0 g frisk jord, ovntørres i 24 timer ved 105 °C, og den tørre jord vejes. Udled forskellen mellem friske og tørre jordprøver, og beregn forholdet mellem forskellen over tør jordvægt for at bestemme jordens fugtighedsindhold i et regneark.
  2. Brug det afledte fugtindhold til at beregne jordens mikrobielle biomassekulstof (MBC), ekstracellulær enzymaktivitet (EEA) og jordens heterotrofe respiration som beskrevet i de følgende trin. Disse data vil hjælpe med at forstå behandlingseffekterne på jordens åndedræt og de underliggende mikrobielle mekanismer.
  3. Før inkubation vejes den markfugtige jordprøve (10 g), og jorden kvantificeres ved chloroformfumigation-K2SO4-ekstraktion og kaliumpersulfatfordøjelsesmetoder18.
  4. Inden inkubation vejes delprøven af markfugtig jord (1,0 g), og jordhydrolytisk og oxidativ EEA måles19.
  5. 16 markfugtige jordprøver (15,0 g svarende til tørvægt) vejes i 16 polyvinylchloridkerner (PVC) (5 cm i diameter, 7,5 cm høj) forseglet med glasfiberpapir i bunden.
  6. Placer PVC-kernerne i Mason krukker (~ 1 L) foret med en seng af glasperler for at sikre, at kernerne ikke absorberer fugt.
  7. Der anbringes fire krukker i hvert af de fire kamre som beskrevet i trin 1.4. Tænd for kamrene og start programmet samtidigt i fire kamre.
  8. Under inkubationen, på 2 timer, dag 1, 2, 7, 14, 21, 28, 35 og 42, tag alle krukker i hvert af fire kamre og brug en bærbar CO2 -gasanalysator til at måle jordens respirationshastighed (R'er) ved at sætte analysatorens krave øverst på hver krukke.
  9. Opsamling destruktivt alle krukker i slutningen af inkubationen (dvs. dag 42) og kvantificer jord MBC som beskrevet i trin 3.3.
  10. Opsamling destruktivt alle krukker ved inkubationens afslutning (dvs. dag 42) og kvantificer jordenzymaktiviteten som beskrevet i trin 3.4.

4. Sammenligning af opvarmningseffekt

  1. Ved at antage en konstant respirationshastighed (Rs) mellem to på hinanden følgende samlinger skal du bruge respirationshastigheden gange varigheden til at udlede den kumulative respiration (Rc).
  2. Udfør en trevejs gentagen målingsanalyse af varians (ANOVA) for at teste de vigtigste og interaktive effekter af tid, temperatur (opvarmning) og temperaturtilstand (opvarmningsscenarie ) på R s og Rc. Derudover skal du gennemføre en tovejs ANOVA for at teste opvarmnings- og opvarmningsscenarieeffekter på MBC og EEA.

Representative Results

De udvalgte avancerede kamre replikerede måltemperaturen med høj præcision (figur 2A, B, E, F) og opfyldte det tekniske krav til inkubationseksperimentet. I betragtning af den lette brug og betjening betød dette teknikken til at forbedre temperatursimuleringen i jordopvarmningsundersøgelser og i andre applikationer såsom planteundersøgelser. Proceduren er blevet anvendt i vores seneste casestudie baseret på et switchgrass-dyrket areal i Middle-Tennessee.

Forskningsresultater viste, at i forhold til kontrolbehandling førte opvarmning til signifikant større åndedrætstab (R s og R c) i begge opvarmningsscenarier (SW og GW), og GW fordoblede detopvarmningsinducerede åndedrætstab (Rc) i forhold til SW, 81% vs. 40% (figur 3). På dag 42 var MBC og EEA også signifikant forskellige mellem SW og GW, således at MBC var højere i SW end i GW (69% mod 38%; Figur 4) og glycosidaser og peroxidase (f.eks. AG, BG, BX, CBH, NAG, AP, LAP) var signifikant højere i GW end i SW-scenarier (figur 5).

Figure 1
Figur 1: Illustrationen af temperaturændringstilstand i et jordopvarmningseksperiment som konceptualiseret fra tabel 1. (A) Konstant temperatur (CT) vedtaget af de fleste undersøgelser. (B) Konstant temperatur med varierende størrelse (CTv). (C,D) Lineær ændring (LC) med positive og negative renter. (E,F) Ikke-lineær ændring (NC) med uregelmæssigt mønster og dagligt mønster. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 2
Figur 2: Temperaturmål via programmering og kammertemperatur i en testperiode på 24 timer. (A,B) Måltemperatur (grå linje) og kammertemperaturregistreringer (stiplet linje) under kontrol og opvarmningsbehandlinger af trinvis opvarmning (SW) (C,D) Måltemperatur (grå linje) og kammertemperaturregistreringer (stiplet linje) under kontrol og opvarmningsbehandlinger af gradvis opvarmning (GW); (E, F) Temperaturforskellen afledt for poster i panel C og D. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 3
Figur 3: Gennemsnitlig (± SE) kumulativ jordrespirationshastighed (Rc, μg CO2-C·gjord-1) under kontrol (hul) og opvarmning (mørk) behandlinger i SW og GW i et 42-dages jordinkubationseksperiment. Indsatserne viser jordåndingshastigheder (R s, μg CO2-C·h-1·g jord-1) anvendt til at estimere kumulativ respiration, forudsat at Rs var konstant indtil følgende måling. (A) Trinvis opvarmning (SW) og (B) gradvis opvarmning (GW). N = 4 i hver samling. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 4
Figur 4: Gennemsnitlig (± SE) MBC under kontrol og opvarmningsbehandlinger i SW og GW i et 42-dages jordinkubationseksperiment. MBC = mikrobielt biomassekulstof; N = 4 i hver samling. S angiver signifikant effekt af opvarmningsscenariet (SW vs. GW) ved p < 0,05, baseret på en trevejs gentagen måling ANOVA. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 5
Figur 5: Gennemsnitlige (± SE) glycosidaser og peroxidase (μmolaktivitet h-1·gsoil-1) under kontrol og opvarmningsbehandlinger i SW og GW i et 42-dages inkubationseksperiment. BX =β1,4-xylosidase; AP = syrephosphatase; LAP = Leucin aminopeptidase; NAG =β-1,4-N-acetyl-glucosaminidase; OX = Oxidative enzymer; PHO = Phenoloxidase; PER = Peroxidase. N = 4 i hver samling. S angiver signifikant effekt af opvarmningsscenariet (SW vs. GW) ved p < 0,05 baseret på en trevejs gentagen måling ANOVA. Klik her for at se en større version af denne figur.

Tabel 1: Litteraturgennemgang af temperaturreguleringsmetoder og temperaturændringsmetoder i jordinkubationsundersøgelser 12,13,16,17,20,21,22,23,24,25,2 6,27,28,29, 30,31,32,
33,34,35,36,37,38,39,40,41,42,43,44,45,46,47,48,49,50, 51,
52,53,54,55,56,57,58,59,60,61,62.
I alt blev 46 undersøgelser inkluderet i gennemgangen. Klik her for at downloade denne tabel.

Tabel 2: Større temperaturændringstilstande og de tilsvarende opvarmningsscenarier baseret på en litteraturgennemgang (tabel 1). Fem tilstande og scenarier blev etableret for at repræsentere en bred vifte af mulige temperaturændringer og opvarmningsforhold. Klik her for at downloade denne tabel.

Discussion

Metoden til konstant temperaturregulering er blevet anvendt bredt (tabel 1). Imidlertid simulerer størrelsen og det tidsmæssige temperaturmønster, der er implementeret i disse procedurer, dårligt jordtemperaturen observeret i marktilstanden. På trods af de nye bestræbelser, der efterlignede det daglige mønster i fortiden, var sådanne undersøgelser knappe og undlod at afklare udstyret og proceduren; de validerede heller ikke temperatursimuleringen med hensyn til nøjagtighed og pålidelighed16,17. Da samfundet stræbte efter at forbedre sin forståelse af jordopvarmningsresponser, er det bydende nødvendigt at optimere jordinkubationsproceduren med realistisk temperatur og gennemførlig kontrol. Ikke desto mindre er sådanne nye metoder ikke udviklet, og derfor er en standardmetode til fremtidige inkubationseksperimenter stadig uden for rækkevidde. I lyset af den stigende kompleksitet af globale temperaturændringer i størrelse, amplitude, sæsonbestemthed, varighed og ekstremitet er en omfattende procedure i høj efterspørgsel.

Her blev en metode til manipulation af en daglig temperaturændringsprocedure præsenteret på grundlag af det sofistikerede kammer for at tilbyde kapacitet til at etablere konstant, lineær og ikke-lineær temperaturændring og efterfølgende forskellige opvarmningsscenarier for at imødekomme fremtidige forskningsbehov. Der er fire kritiske trin i protokollen. Den første er at bestemme jordtemperaturen i marktilstanden. Da jordtypen og interessedybden samt arealanvendelsestypen kan variere fra den ene undersøgelse til den anden, bør antallet af temperatursonder, der er nødvendige for det specifikke forskningssted, ændres, så de passer bedst muligt til de faktiske forhold. Generelt skal jorddybden for temperatursonder opfylde de fleste forskningsbehov ved 0-20 cm, og antallet af sonder, der repræsenterer jordtemperaturen, bør begrænses til en til tre. Nøglen er at opnå en langsigtet kontinuerlig og på hinanden følgende temperaturrekord på mindst en typisk jordplacering.

Det andet kritiske trin er at oprette programmet for at opnå den målrettede temperaturstørrelse og mønster i kammeret. På grund af kammerets høje følsomhed og nøjagtighed (figur 4) er det muligt at programmere til en nøjagtig repræsentation af temperaturen som observeret i felttilstanden. Selvom den nuværende protokol kun præsenterede den observerede timetemperatur som målrettet i kammeret, kan en hyppigere jordtemperaturovervågning, såsom 30 min, 15 minutter eller endnu kortere, opnås gennem denne procedure. Ikke desto mindre skal der udføres en test af mål- og kammertemperaturer over 24 timer, og inden forsøget skal testresultaterne opfylde kriterierne på mindre end 0,1 °C mellem mål- og kammertemperaturer på alle tidspunkter. Jo hyppigere temperaturobservationen vælges for at simulere, jo flere trin er nødvendige for at oprette programmet i kammeret forud for eksperimentet.

Det tredje kritiske trin er at udføre inkubationen selv. For at reducere indflydelsen af jordens heterogeniteter63 er homogenisering af jordprøver nøglen, og mindst tre replikater for hver behandling anbefales. Før inkubation kræves en præinkubationsbehandling, og den nuværende procedure kan lette forbehandlingen ved at programmere temperaturen og varigheden inden den officielle start af eksperimentet. Dette er fordelagtigt for en at reducere den eksperimentelle forstyrrelse og orkestrere hele inkubationen problemfrit. Det sidste kritiske skridt er at inkludere både konstant temperatur og varierende temperaturbehandlinger, så der kan foretages en sammenligning med jordens opvarmningsresponser.

Denne protokol kan let ændres, så man kan manipulere størrelsen, amplituden og varigheden af temperaturændringen. For eksempel kan ekstreme temperaturer under en hedebølge om sommeren og pludselig frost i det tidlige forår på grund af klimaændringer repræsenteres ved hjælp af denne procedure ud over dens evne til at tage højde for deres varierende varighed og intensitet. Simulering af de regelmæssige og uregelmæssige temperaturer i kombination gør det også muligt at simulere langsigtede komplekse temperaturændringseffekter som forventet i fremtiden. Som opsummeret i tabel 2 kan de opvarmningsscenarier, der er blevet undersøgt i mange forskellige undersøgelser, opnås samlet i en undersøgelse. Denne protokol forventes at give en sofistikeret metode til at simulere temperatur i jordinkubationsundersøgelser. Med håb om en bred anvendelse vil vedtagelsen af denne protokol hjælpe med at identificere eller validere en mere præcis metode til fremtidige jordopvarmningsundersøgelser baseret på laboratorieinkubation.

En vigtig begrænsning af proceduren er, at det kammer, der anvendes i den nuværende protokol, har et relativt lille volumen og derfor kun er i stand til at rumme ni inkubationsglas i hvert kammer. Selvom en mindre krukke vil øge kammerets kapacitet, anbefales et stort volumen kammer. En ny model (f.eks. TestEquity 1007) vil tilbyde otte gange mere kapacitet og anbefales derfor til store eksperimenter. På trods af forbedringen af temperaturkontrolproceduren i jordinkubationer vil de potentielle komplikationer med fugt og jordhomogenisering ikke blive lettet ved at vedtage den nuværende protokol.

Vi demonstrerer betydelige fordele ved den sofistikerede temperaturkontrolprocedure. Det giver en pålidelig og overkommelig temperaturkontrolstrategi for at opnå nøjagtig temperatursimulering og tilbyder en mulig måde at forbedre jordinkubationseksperimentet, der kræves for en bedre forståelse af jordopvarmningsresponser. Selvom den konstante temperaturkontrol er bredt accepteret og logistisk let at betjene, kan artefakterne af langvarig konstant temperatur på jordmikrobielle samfund aflede bestræbelserne på at fange de ægte jordresponser. De andre rapporterede laboratorieopvarmningsmetoder er stort set mindre kontrollerbare og replikerbare. Den nuværende protokol er overlegen på grund af dens nemme betjening, høje nøjagtighed og replikabilitet af temperatursimulering, eksplicit programmering og kapacitet til at kombinere forskellige temperaturændringsscenarier i et enkelt eksperiment. Gennemførligheden af temperaturkontrol med høj nøjagtighed vil give forskere mulighed for at udforske forskellige temperaturændringsscenarier.

Disclosures

Forfatteren har intet at afsløre.

Acknowledgments

Finansieringskilder, der bruges til at støtte forskningen, omfatter en US National Science Foundation (NSF) HBCU − EiR (nr. 1900885), en US Department of Agriculture (USDA) Agricultural Research Service (ARS) 1890'erne Faculty Research Sabbatical Program (nr. 58-3098-9-005), et USDA NIFA-tilskud (nr. 2021-67020-34933) og et USDA Evans - Allen Grant (nr. 1017802). Vi takker for hjælp fra medarbejdere på TSU's Main Campus Agriculture Research and Extension Center (AREC) i Nashville, Tennessee.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10 mL-Syringe Fisher Scientific 14-826-13 for soil respiration measurement
Composer Software TestEquity Model #107 for incubation temperature setup
Environmental chamber TestEquity Model #107 for soil incubation
Environmental gas analyzer PP Systems EGM5 for soil respiration measurement
Filter paper Fisher Scientific 1005-125 for soil incubation
Mason jar Ball 15381-3 for soil incubation
Oven Fisher Scientific 15-103-0520 for soil moisture measurement
Plastic Zipper Seal Storage Bag Fisher Scientific 09-800-16 for soil collection
Plate reader Molecular devices FilterMax F5 for soil extracellular enzyme analysis
R Software The R Foundation R version 4.1.3 (2022-03-10) For statistical computing
Refrigerator/Freezer Fisher Scientific 13-991-898 for soil storation
Screwdriver Fisher Scientific 19-313-447 for soil collection
Sharpie Fisher Scientific 50-111-3135 for soil collection
Sieve Fisher Scientific 04-881G  for sieving soil sample
Silicone Septa Duran Wheaton kimble 224100-070 for mason jars used for soil incubation
Soil auger AMS 350.05 for soil collection
SpecWare Software Spectrum Technologies WatchDog E2700 (3340WD2) for temperature collection interval setup
Temperature probe Spectrum Technologies WatchDog E2700 (3340WD2) for soil temperature measurements
TOC/TN analyzer Shimadzu TOC-L series for soil microbial biomass analysis

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Chatterjee, D., Saha, S. Response of Soil Properties and Soil Microbial Communities to the Projected Climate Change. Advances in Crop Environment Interaction. Bal, S., Mukherjee, J., Choudhury, B., Dhawan, A. , Springer. Singapore. 87-136 (2018).
  2. Feral, J. Climate Change 2014: Synthesis Report. Contribution of Working Groups I, II and III to the Fifth Assessment Report of the Intergovernmental Panel on Climate. Pachauri, R. K., Meyer, L. A. , IPCC. Geneva, Switzerland. 151 (2014).
  3. Davidson, E. A. Carbon dioxide loss from tropical soils increases on warming. Nature. 584 (7820), 198-199 (2020).
  4. Davidson, E. A., Janssens, I. A. Temperature sensitivity of soil carbon decomposition and feedbacks to climate change. Nature. 440 (7081), 165-173 (2006).
  5. Van Gestel, N., et al. Predicting soil carbon loss with warming. Nature. 554 (7693), 4-5 (2018).
  6. Tarnocai, C., et al. Soil organic carbon pools in the northern circumpolar permafrost region. Global Biogeochemical Cycles. 23 (2), 2023 (2009).
  7. Allison, S. D., Treseder, K. K. Warming and drying suppress microbial activity and carbon cycling in boreal forest soils. Global Change Biology. 14 (12), 2898-2909 (2008).
  8. Allison, S. D., Wallenstein, M. D., Bradford, M. A. Soil-carbon response to warming dependent on microbial physiology. Nature Geoscience. 3 (5), 336-340 (2010).
  9. Melillo, J. M., et al. Soil warming, carbon-nitrogen interactions, and forest carbon budgets. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (23), 9508-9512 (2011).
  10. Pelini, S. L., et al. Heating up the forest: open-top chamber warming manipulation of arthropod communities at Harvard and Duke Forests. Methods in Ecology and Evolution. 2 (5), 534-540 (2011).
  11. Hamdi, S., Moyano, F., Sall, S., Bernoux, M., Chevallier, T. Synthesis analysis of the temperature sensitivity of soil respiration from laboratory studies in relation to incubation methods and soil conditions. Soil Biology and Biochemistry. 58, 115-126 (2013).
  12. Benton, T. G., Solan, M., Travis, J. M., Sait, S. M. Microcosm experiments can inform global ecological problems. Trends in Ecology & Evolution. 22 (10), 516-521 (2007).
  13. Schädel, C., et al. Decomposability of soil organic matter over time: the Soil Incubation Database (SIDb, version 1.0) and guidance for incubation procedures. Earth System Science Data. 12 (3), 1511-1524 (2020).
  14. Poorter, H., et al. Pampered inside, pestered outside? Differences and similarities between plants growing in controlled conditions and in the field. New Phytologist. 212 (4), 838-855 (2016).
  15. Jian, S., et al. Multi-year incubation experiments boost confidence in model projections of long-term soil carbon dynamics. Nature Communications. 11 (1), 5864 (2020).
  16. Zhu, B., Cheng, W. Constant and diurnally-varying temperature regimes lead to different temperature sensitivities of soil organic carbon decomposition. Soil Biology and Biochemistry. 43 (4), 866-869 (2011).
  17. Whitby, T. G., Madritch, M. D. Native temperature regime influences soil response to simulated warming. Soil Biology and Biochemistry. 60, 202-209 (2013).
  18. Brookes, P. C., Landman, A., Pruden, G., Jenkinson, D. S. Chloroform fumigation and the release of soil nitrogen: A rapid direct extraction method to measure microbial biomass nitrogen in soil. Soil Biology and Biochemistry. 17 (6), 837-842 (1985).
  19. Saiya-Cork, K., Sinsabaugh, R., Zak, D. The effects of long term nitrogen deposition on extracellular enzyme activity in an Acer saccharum forest soil. Soil Biology and Biochemistry. 34 (9), 1309-1315 (2002).
  20. Adekanmbi, A. A., Shu, X., Zhou, Y., Shaw, L. J., Sizmur, T. Legacy effect of constant and diurnally oscillating temperatures on soil respiration and microbial community structure. bioRxiv. , (2021).
  21. Akbari, A., Ghoshal, S. Effects of diurnal temperature variation on microbial community and petroleum hydrocarbon biodegradation in contaminated soils from a sub-Arctic site. Environmental Microbiology. 17 (12), 4916-4928 (2015).
  22. Bai, Z., et al. Shifts in microbial trophic strategy explain different temperature sensitivity of CO2 flux under constant and diurnally varying temperature regimes. FEMS Microbiology Ecology. 93 (5), (2017).
  23. Bao, X., et al. Effects of soil temperature and moisture on soil respiration on the Tibetan plateau. PLoS One. 11 (10), 0165212 (2016).
  24. Chang, X., et al. Temperature and moisture effects on soil respiration in alpine grasslands. Soil science. 177 (9), 554-560 (2012).
  25. Chen, X., et al. Evaluating the impacts of incubation procedures on estimated Q10 values of soil respiration. Soil Biology and Biochemistry. 42 (12), 2282-2288 (2010).
  26. Conant, R. T., Dalla-Betta, P., Klopatek, C. C., Klopatek, J. M. Controls on soil respiration in semiarid soils. Soil Biology and Biochemistry. 36 (6), 945-951 (2004).
  27. Conant, R. T., et al. Sensitivity of organic matter decomposition to warming varies with its quality. Global Change Biology. 14 (4), 868-877 (2008).
  28. Ding, J., et al. Linking temperature sensitivity of soil CO2 release to substrate, environmental, and microbial properties across alpine ecosystems. Global Biogeochemical Cycles. 30 (9), 1310-1323 (2016).
  29. En, C., Al-Kaisi, M. M., Liange, W., Changhuan, D., Deti, X. Soil organic carbon mineralization as affected by cyclical temperature fluctuations in a karst region of southwestern China. Pedosphere. 25 (4), 512-523 (2015).
  30. Fang, C., Moncrieff, J. The dependence of soil CO2 efflux on temperature. Soil Biology and Biochemistry. 33 (2), 155-165 (2001).
  31. Fierer, N., Colman, B. P., Schimel, J. P., Jackson, R. B. Predicting the temperature dependence of microbial respiration in soil: A continental-scale analysis. Global Biogeochemical Cycles. 20 (3), 3026 (2006).
  32. Guntinas, M., Gil-Sotres, F., Leiros, M., Trasar-Cepeda, C. Sensitivity of soil respiration to moisture and temperature. Journal of Soil Science and Plant Nutrition. 13 (2), 445-461 (2013).
  33. Kittredge, H. A., Cannone, T., Funk, J., Chapman, S. K. Soil respiration and extracellular enzyme production respond differently across seasons to elevated temperatures. Plant and Soil. 425 (1), 351-361 (2018).
  34. Knorr, W., Prentice, I. C., House, J., Holland, E. Long-term sensitivity of soil carbon turnover to warming. Nature. 433 (7023), 298-301 (2005).
  35. Lefevre, R., et al. Higher temperature sensitivity for stable than for labile soil organic carbon-Evidence from incubations of long-term bare fallow soils. Global Change Biology. 20 (2), 633-640 (2014).
  36. Li, J., et al. Asymmetric responses of soil heterotrophic respiration to rising and decreasing temperatures. Soil Biology and Biochemistry. 106, 18-27 (2017).
  37. Li, J., et al. Biogeographic variation in temperature sensitivity of decomposition in forest soils. Global Change Biology. 26 (3), 1873-1885 (2020).
  38. Li, J., et al. Rising temperature may trigger deep soil carbon loss across forest ecosystems. Advanced Science. 7 (19), 2001242 (2020).
  39. Liang, J., et al. Methods for estimating temperature sensitivity of soil organic matter based on incubation data: A comparative evaluation. Soil Biology and Biochemistry. 80, 127-135 (2015).
  40. Lin, J., Zhu, B., Cheng, W. Decadally cycling soil carbon is more sensitive to warming than faster-cycling soil carbon. Global Change Biology. 21 (12), 4602-4612 (2015).
  41. Liu, H., et al. Differential response of soil respiration to nitrogen and phosphorus addition in a highly phosphorus-limited subtropical forest, China. Forest Ecology and Management. 448, 499-508 (2019).
  42. Liu, H. S., et al. Respiratory substrate availability plays a crucial role in the response of soil respiration to environmental factors. Applied Soil Ecology. 32 (3), 284-292 (2006).
  43. Liu, Y., et al. A new incubation and measurement approach to estimate the temperature response of soil organic matter decomposition. Soil Biology and Biochemistry. 138, 107596 (2019).
  44. Meyer, N., Welp, G., Amelung, W. The temperature sensitivity (Q10) of soil respiration: Controlling factors and spatial prediction at regional scale based on environmental soil classes. Global Biogeochemical Cycles. 32 (2), 306-323 (2018).
  45. Mikan, C. J., Schimel, J. P., Doyle, A. P. Temperature controls of microbial respiration in arctic tundra soils above and below freezing. Soil Biology and Biochemistry. 34 (11), 1785-1795 (2002).
  46. Podrebarac, F. A., Laganière, J., Billings, S. A., Edwards, K. A., Ziegler, S. E. Soils isolated during incubation underestimate temperature sensitivity of respiration and its response to climate history. Soil Biology and Biochemistry. 93, 60-68 (2016).
  47. Quan, Q., et al. type affects the coupled relationships of soil C and N mineralization in the temperate forests of northern China. Scientific Reports. 4 (1), 6584 (2014).
  48. Robinson, J., et al. Rapid laboratory measurement of the temperature dependence of soil respiration and application to changes in three diverse soils through the year. Biogeochemistry. 133 (1), 101-112 (2017).
  49. Sierra, C. A., Trumbore, S. E., Davidson, E. A., Vicca, S., Janssens, I. Sensitivity of decomposition rates of soil organic matter with respect to simultaneous changes in temperature and moisture. Journal of Advances in Modeling Earth Systems. 7 (1), 335-356 (2015).
  50. Sihi, D., Inglett, P. W., Gerber, S., Inglett, K. S. Rate of warming affects temperature sensitivity of anaerobic peat decomposition and greenhouse gas production. Global Change Biology. 24 (1), 259-274 (2018).
  51. Sihi, D., Inglett, P. W., Inglett, K. S. Warming rate drives microbial nutrient demand and enzyme expression during peat decomposition. Geoderma. 336, 12-21 (2019).
  52. Subke, J. -A., Bahn, M. On the 'temperature sensitivity'of soil respiration: can we use the immeasurable to predict the unknown. Soil Biology and Biochemistry. 42 (9), 1653-1656 (2010).
  53. Tucker, C. L., Bell, J., Pendall, E., Ogle, K. Does declining carbon-use efficiency explain thermal acclimation of soil respiration with warming. Global Change Biology. 19 (1), 252-263 (2013).
  54. Wang, J., et al. Temperature sensitivity of soil carbon decomposition due to shifts in soil extracellular enzymes after afforestation. Geoderma. 374, 114426 (2020).
  55. Wang, Q., et al. Important interaction of chemicals, microbial biomass and dissolved substrates in the diel hysteresis loop of soil heterotrophic respiration. Plant and Soil. 428 (1), 279-290 (2018).
  56. Wang, Q., et al. Differences in SOM decomposition and temperature sensitivity among soil aggregate size classes in a temperate grasslands. PLoS One. 10 (2), 0117033 (2015).
  57. Weedon, J. T., et al. Temperature sensitivity of peatland C and N cycling: does substrate supply play a role. Soil Biology and Biochemistry. 61, 109-120 (2013).
  58. Wei, L., et al. Labile carbon matters more than temperature for enzyme activity in paddy soil. Soil Biology and Biochemistry. 135, 134-143 (2019).
  59. Wetterstedt, J. M., Persson, T., Ågren, G. I. Temperature sensitivity and substrate quality in soil organic matter decomposition: results of an incubation study with three substrates. Global Change Biology. 16 (6), 1806-1819 (2010).
  60. Winkler, J. P., Cherry, R. S., Schlesinger, W. H. The Q10 relationship of microbial respiration in a temperate forest soil. Soil Biology and Biochemistry. 28 (8), 1067-1072 (1996).
  61. Yan, D., et al. The temperature sensitivity of soil organic carbon decomposition is greater in subsoil than in topsoil during laboratory incubation. Scientific Reports. 7, 5181 (2017).
  62. Yang, K., et al. Temperature response of soil carbon decomposition depends strongly on forest management practice and soil layer on the eastern Tibetan Plateau. Scientific Reports. 7, 4777 (2017).
  63. Li, J. W. Sampling soils in a heterogeneous research plot. Journal of Visualized Experiments. (143), e58519 (2019).

Tags

Miljøvidenskab udgave 188
Simulering af temperatur i et jordinkubationseksperiment
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Li, J., Areeveso, P., Wang, X.,… More

Li, J., Areeveso, P., Wang, X., Jian, S., Gamage, L. Simulating Temperature in a Soil Incubation Experiment. J. Vis. Exp. (188), e64081, doi:10.3791/64081 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter