Summary
本文描述了一种改良的异位血管化心脏移植技术，包括更新的无菌技术、镇痛和麻醉。
Abstract
动物心脏移植实验模型的发展为免疫学和实体器官移植领域的许多进展做出了贡献。虽然异位血管化鼠心脏移植模型最初用于使用不匹配的近交小鼠品系组合的移植排斥反应研究，但获得转基因菌株和治疗方式可以提供强大的新临床前见解。从根本上说，该技术的手术方法自开发以来没有改变，特别是在无菌技术、麻醉和镇痛等重要因素方面，这些因素对术后发病率和死亡率产生重大影响。此外，围手术期管理的改善有望改善动物福利和实验结果。本文报告了与兽医麻醉主题专家合作制定的方案，并描述了手术技术，重点是围手术期管理。此外，我们还讨论了这些改进的含义，并提供了有关排除此手术关键手术步骤的详细信息。
Introduction
我们对免疫学和移植的理解很大程度上归功于基于使用动物受试者的实体器官移植实验模型的研究。自从首次描述哺乳动物血管化心脏移植1以来，这些模型为广泛领域的知识做出了贡献，包括低温的治疗应用2，使用专用缝合线的益处3以及全肺和心脏同源移植技术4。由于不同育种系的可用性，大鼠5,6中心脏移植模型的开发为免疫学实验提供了更广泛的空间。可用的近交和突变小鼠品系的范围要广泛得多，导致Corry等人7开发了一种小鼠异位心脏移植技术，因为该技术范围为移植研究带来了相当大的优势。该模型已被广泛使用，有助于更好地了解移植排斥反应8和治疗9。然而，自首次描述以来，该技术除了一些次要的技术细节（例如调整吻合口位置10,11）外，基本保持不变。
自从将Corry等人7的技术整合到我们的实验中以来 ，我们已经确定了改进该方案的希望领域，即无菌技术，麻醉和镇痛。预计这些领域的改进将对实验结果产生积极影响并改善动物福利。以前，当无菌技术用于小动物手术时，已经证明了这一点，因为它有助于减少术后感染12，这不仅会影响发病率和死亡率，而且还可能损害旨在评估移植手术后免疫反应的实验。从麻醉和镇痛的角度来看，使用精细的方案有助于降低动物的成本，并通过减轻实验对象的痛苦和痛苦来平衡这种手术模型的伦理论点。此外，适当的麻醉和镇痛限制了与疼痛相关的应激反应，提高了术后恢复的质量，并最终提高了手术成功率13。
为了改善动物福利和实验结果，制定了一项方案，并进行了调整以弥合这些差距。该方案已根据Corry等人最初描述的方案进行了改编，并咨询了兽医麻醉师，并适当考虑了麻醉和镇痛方案中使用的药物干预的效果和持续时间。该方法基于平衡麻醉和多模式镇痛的原则，以确保适当的围手术期护理14。除了应用无菌技术外，还先发制人地给予阿片类药物丁丙诺啡和局部麻醉剂布比卡因。全身麻醉使用吸入麻醉剂异氟醚进行。
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Protocol
这项研究是根据《科学目的照顾和使用动物业务守则》15 进行的，并根据动物伦理协议RA/3/100/1568和AE173（分别是西澳大利亚大学动物伦理委员会和哈里·珀金斯医学研究所动物伦理委员会）批准。有关本协议中使用的所有材料、仪器和动物的详细信息，请参阅 材料表 。
1. 准备手术动物
注意：人员致力于在整个过程中执行手术或监测麻醉的作用。
- 对于术前镇痛，在开始接受手术前至少1小时向受体小鼠皮下施用一定剂量的丁丙诺啡（0.05-0.1mg / kg，用0.9%氯化钠稀释至0.03mg / mL）。在麻醉记录中输入与药物管理，剂量，给药时间和效果相关的所有详细信息。
注意：这种方法不一定是供体所必需的，因为它是一种非恢复手术，供体在摘取器官后立即在全身麻醉下被安乐死。 - 诱导麻醉
- 将小鼠置于麻醉呼吸系统的诱导室中，氧气流量为1-2L·min-1 ，含4%异氟醚。通过观察卧位、矫正反射丧失和呼吸频率降低来确认充分麻醉。
- 充分麻醉后，将鼠标从诱导室中取出，并使用剪刀仔细剃除腹腹部以去除毛发。对于捐赠者，剃掉从生殖器延伸到腹侧胸上缘的区域。如果是接受者，请剃掉从生殖器延伸到肋缘的区域。在这两种情况下，请确保剃光的区域横向到达腋下中线。
- 为了维持麻醉，将小鼠置于背卧位，以从呼吸系统的鼻锥（非再呼吸）接收麻醉剂和氧气，其以1L·min-1和异氟醚（1.5%- 2.5%）的速率输送氧气。
注意：手术工作表面是加热垫上的手术板，鼠标的每个肢体都使用微孔胶带固定。 - 鉴于难以全面监测与小鼠麻醉相关的生理变化，监测和记录有限的参数。在麻醉期间至少每 5 分钟监测一次温度、麻醉深度和呼吸频率。
- 为防止严重的体温过低和体温过高（由加热垫主动加热），请在整个过程中监测体温。将干净、润滑的直肠探头插入动物的直肠，然后使用微孔胶带将其固定在手术板上。
注意：该探头反馈到动态系统（麻醉剂输送系统的一个功能），该系统修改加热垫温度以管理体温。 - 让负责麻醉的人员通过观察无创伤钳施加的压力对爪子或尾巴刺激的反应、睑反射和肌张力来评估麻醉深度。
- 通过观察胸壁的运动来测量呼吸频率，同时主观观察呼吸努力以评估潮气量。通过计算 10-15 秒内的呼吸并分别乘以 6 或 4 来确定呼吸频率/分钟来计算呼吸频率。
- 为防止严重的体温过低和体温过高（由加热垫主动加热），请在整个过程中监测体温。将干净、润滑的直肠探头插入动物的直肠，然后使用微孔胶带将其固定在手术板上。
- 要准备皮肤，请使用无菌棉头涂抹器对手术部位进行消毒。以圆形、扩展的运动涂抹氯己定，从手术部位的中心到边缘。重复此过程 3 次（每次使用新的棉尖涂抹器），然后最终施用洗必泰和乙醇的组合，以及以相同模式使用新的无菌棉头涂抹器，从手术部位的中心移动到边缘。
- 让外科医生在穿上无菌手术服和无菌手术手套之前涂抹乙醇基洗手液。
- 要准备手术区域，请将无菌手术单（预切至 25 cm x 25 cm）放在手术板的两侧，作为放置无菌器械的部位。使用无菌剪刀开窗较宽的 25 厘米 x 40 厘米无菌窗帘，切开一个小（比切口部位略长）椭圆形开口。将此悬垂物放在动物的顶部，使开窗位于建议的切口部位。确保第三个窗帘的侧端与两侧的两个较小的窗帘重叠，以形成连续的手术区域。
2. 供体手术
注意：有关供体手术的关键方面，请参阅 补充图S1 。
- 在手术双目显微镜的帮助下进行供体手术。首先，使用8倍的放大倍率，并使用手术刀刀片（#23）进行腹侧中线皮肤切口。确保切口从剃光区域的尾端延伸到肋缘，两端都有完整的准备好的皮肤边缘。
注意：选择8倍的起始放大倍率，以便在手术开始时能够充分可视化受试者的宏观结构。从这一点开始，放大倍率由操作员自行决定，应选择在较低放大倍率提供的态势感知与可以通过较高放大倍率可视化的精细细节之间提供适当的平衡。 - 使用两个用温热生理盐水润湿的无菌棉头涂抹器，移动小肠以暴露腹主动脉和下腔静脉 （IVC）。使用施药器将这些血管从周围组织中钝化。
- 使用带有30 G，0.5英寸针头的3.0 mL注射器吸取2.5 mL的100 IU·mL−1 肝素化氯化钠0.9%溶液（保持在4°C直至手术期间需要）。使用直尖圆形缝合钳和非惯用手将腹主动脉固定在膈下区域，用惯用手沿心脏方向将 1.5 mL 溶液注入主动脉。用棉头涂抹器的压力密封产生的主动脉切开术。
- 使用直头显微手术剪刀横断IVC，以便放血。
- 使用手术剪刀在双侧腋中线做两个切口进行开胸手术。此时，确认动物死亡并关闭异氟烷蒸发器。
- 使用微型斗牛犬夹固定胸壁的正中段。将其传递给非无菌手术助理，他可以使用微孔手术胶带将其固定在鼻锥上。
注意：目标是在这一段胸部提供牵引力，这有助于心脏组织的暴露。 - 使用圆形缝合钳，识别并活动胸内IVC。
注意：理想情况下，直尖镊子应该在非惯用手上，弯曲的镊子应该在惯用手上。 - 将IVC固定在非惯用手的镊子中，用惯用手将剩余的1.5mL的100IU·mL−1 肝素化氯化钠0.9%溶液注射到心脏中。
- 使用两组镊子，使用7厘米长的2/0编织丝连接IVC。使用器械系带外科医生的结和两个额外的投掷以确保安全。使这个结尽可能沿着血管到心脏的近端。
- 使用动脉钳固定该结的两端。放置这些镊子，使它们在尾部方向轻轻地牵引心脏，以促进随后解剖的最佳血管定位。
- 识别心脏前上侧的胸腺。使用镊子从供体中解剖该器官，以识别上腔静脉（SVC）。
- 使用镊子去除SVC的外膜和相关组织。使用弯曲的镊子钝地解剖并在血管后方形成一个小通道。确保该通道尽可能靠近心脏。
- 使用镊子将一块 7/0 长度为 2 厘米的编织丝绸穿过该通道，然后使用上述技术将其绑扎。
- 在距离该结扎约2毫米的点（在心脏相对的一侧），使用弯曲的显微外科剪刀分割SVC。
- 使用棉头涂抹器，将心脏向解剖学右侧翻转。
- 识别心脏左侧解剖学上的合静脉。使用镊子，将其与周围结构直接解剖。和以前一样，使用弯曲的镊子在该容器的后方创建一个小通道。
- 使用第三块 7/0 编织丝切割成 2 厘米，使用相同的打结技术在最靠近心脏的地方结扎颌静脉。将血管从远离心脏一侧的结扎处切开 2 毫米。
- 使用棉头涂抹器，将心脏的顶点翻转回解剖学左侧。使用镊子识别和调动升主动脉。将弯曲的镊子穿过主动脉弓下方，在升主动脉和降主动脉之间形成通道。
- 使用直头显微外科剪刀，将主动脉弓近端横断到其分支。
- 使用镊子，识别并调动肺动脉。使用弯曲的镊子，在血管后方形成一个通道。
- 使用直头显微外科剪刀，在动脉分叉近端的点横断动脉。
- 使用 Rycroft 冲洗套管通过肺动脉和升主动脉轻轻注射 2 mL 的 10 IU·mL−1 肝素化氯化钠 0.9%，以冲洗心脏中残留的血液。
注意：从冠状动脉血管中清除可见血液表明足够的冲洗。 - 使用一块 3 厘米的 7/0 编织丝绸，使用外科医生的结将剩余的后血管（肺静脉） 整体 结扎，随后进行两次投掷。使用手术剪刀小心地切割，将心脏与后胸壁分开。
- 轻轻地将心脏从胸部取出，将其浸入威斯康星大学溶液（UWS）中，然后将其放在冰上储存（在4°C）。
3. 接受者手术
- 按照第1节所述准备动物后，涂抹眼睛润滑剂。沿计划的切口部位将基于体重的剂量（8 mg/kg）布比卡因（0.25% 稀释至 0.625 mg/mL 氯化钠 0.9% 溶液）注入腹腹皮下组织。使用29G胰岛素注射器进行注射，并寻找覆盖计划切口范围的可见气泡直线（补充图S2A-C）。
注意：应给予五到七分钟，以便有时间达到局部麻醉剂的峰值效果。 - 将显微镜设置为8倍放大倍率，使用无菌手术刀刀片（#23）进行腹侧中线皮肤切口。确保剖腹手术从下腹部延伸到肋缘。插入牵开器以最大化手术区域（补充图S2D）。
- 用温热的0.9%氯化钠溶液润湿5厘米x 5厘米的无菌纱布段，并将其放置在手术部位的上侧。使用潮湿的无菌棉签，轻轻地掏空肠道，将它们放在纱布的顶部，然后将纱布缠绕在器官周围（补充图S3A）。
注意：此过程有助于减少手术过程中不显性的液体流失并有助于回缩。 - 使用钝性解剖技术从周围组织中释放和动员腹主动脉和IVC。在此步骤中，使用棉头涂抹器和圆体缝合钳的组合。确保间隙区域位于血管的肾下一侧和主动脉分叉上方（补充图S3B）。
注意：此时适当的可视化将有助于高质量的血管吻合。 - 识别后腹部血管。使用镊子，轻轻地将主动脉拉向远离椎柱的方向（即纵向到腹血管的轴线）。
注意：重要的是，由于后者的易碎性，只有主动脉而不是IVC以这种方式处理。 - 结扎在计划吻合口区确定的每个腹部血管。通过将弯曲的镊子向后传递到两侧的腹部血管，在这些血管的两侧头尾部形成一个通道。使用10/0尼龙的长度，用器械绑在外科医生的结中，以这种方式连接以这种方式识别和动员的每个血管，再投掷一次（补充图S3C）。
- 将吻合口部位与循环隔离。为此，请在腹部血管的头部和尾端安装手术夹（重要的是，按该精确顺序）。确保夹子穿过两个容器的程度足以确保完全遮挡。
- 使用非惯用手的镊子稳定主动脉，在主动脉前侧使用 30 G 针进行主动脉切开术。使用直头显微外科剪刀将其扩展（补充图S3D）。
- 进行静脉切开术。使用直镊子，在与主动脉切开术中间对齐的点处对IVC进行轻柔的前牵引。使用弯曲的显微外科剪刀，凹面朝前，取出一段与主动脉切开术长度相等的IVC（补充图S4A）。
- 使用10 IU·mL−1 肝素氯化钠溶液，洗涤剩余血液打开的血管内部。
- 将供体心脏放入腹部。确保位置使升主动脉直接位于腹主动脉切开术旁边，并且心脏旋转，以便可以抽取肺动脉进行第二次吻合。
- 使用10/0尼龙，在主动脉切开术的12点钟位置和升主动脉管腔的相应肢体之间放置一条固定缝合线。使用直头镊子和显微手术针架执行此操作，并使用外科医生的结将其绑住，随后三次投掷。切开末端，留下大约 2 毫米的缝合线。
- 在主动脉切开术的 6 点钟位置和升主动脉的相应方面之间放置第二条停留缝合线。由于这条缝合线也将作为后续跑步缝合线的基础，因此至少留下 10 毫米的尾巴以进行最终的绑扎。
- 以升序方式放置10/0尼龙的连续运行缝合线，以对立主动脉切开术的解剖学右边缘和升主动脉的相应自由边缘。为此行使用大约四次投掷。
- 将缝合线的自由端穿过远端保持缝合线，然后沿着解剖左侧放置第二条连续的缝合线，以影响与主动脉切开术剩余自由边缘的对位。用外科医生的结将缝合线绑在尾巴上，再投掷两次。
- 在IVC静脉切开术的12点钟位置和肺动脉腔的相应肢体之间放置一条保持缝合线。
- 从这个锚点开始，在肺动脉的解剖学左边缘和静脉切开术的相应边缘之间以下降方式放置连续的跑步缝合线。平均对这条线使用四次投掷，然后在静脉切开术的 6 点钟位置和肺动脉腔的相应肢体之间使用一次。再投掷四次，将肺动脉和静脉切开术的最后自由边缘拉在一起。
- 使用器械系带外科医生的结将缝合线的自由端绑在锚端，并额外投掷两次。
- 使用棉签将心脏重新定位为腹部中央。检查血管是否扭曲，这会干扰血液流动。
- 将凝胶泡沫定位在所有缝合线上（补充图S4B）。在它们周围放置并模制两块约 2 毫米的缝合线，以便覆盖所有可见的缝合线。
- 松开血管夹：首先是尾部夹，然后是头夹。由于预计会有少量出血，因此应先发制人地将棉尖涂抹器放在吻合口部位以提供压力。
- 一旦没有可观察到的泄漏，评估心脏的搏动（补充图S4C）。如果没有发生这种情况，请检查以确保没有发生心脏血管扭曲（尤其是IVC）。
- 现在重新定位肠道在心脏上方和周围。如果看起来干燥，请使用温热的氯化钠溶液润湿腹膜腔。
- 使用不可吸收的6/0肛门单丝逐层关闭腹腔：
首先是肌肉层，然后是皮肤（补充图S4D）。使用连续不间断技术。 - 轻轻地将受体从手术板上取出并将其从麻醉剂中取出。
- 皮下施用1mL温盐水，并将受体置于预先准备好的笼子中，根据术后恢复方案进行观察（补充图S4E）。
4. 术后护理
- 手术后，立即将接受者放在加热垫上的干净笼子中，密切观察至少3小时。在此期间，至少每30分钟监测一次各种参数（活动，身体姿势，外套状况，面部表情，步态，通气，手术部位的外观，可触及的腹心跳）。为每个参数分配分数（0 = 正常，1 = 轻微或间歇性异常，2 = 中度或持续异常）。
注意：干预是由监测参数的总和超过与此模型相关的伦理协议规定的福利分数触发的。 - 将接受者移至保持在25°C的加热柜中，直到术后第7天。在前 3 天内，每天至少监测 2 次。在剩下的 4 天内，每天至少监测 1 次。对于术后镇痛，在术后晚上皮下给予受体小鼠一剂丁丙诺啡（0.5-0.1mg / kg，用氯化钠稀释至0.03mg / mL），并在接下来的3个术后天每天两次。
- 从加热的柜子中取出后，每周至少监测接受者 2 次，直到达到适当的实验终点。
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Representative Results
为了确定手术技术在促进伤口愈合和小鼠恢复的良好结果方面的有效性，实验室的早期实验确定了一系列具有不同免疫原性的心脏移植物对受体的存活特征。这些包括同源（n = 5）和同源（n = 5）移植物，它们与受体共享相同的主要组织相容性复合体（MHC）标记，以及主要错配移植物（n = 9），其中移植物和受体具有不同的MHC标记。我们使用异位腹心跳的直接触诊来评估正在进行的移植功能和活力，这是排斥与耐受的代理标志。
在两个对照组中，所有移植物在100天的实验时间终点（平均值未定义）都是可行的。不匹配组的平均生存时间为9天。 图1 显示了Kaplan-Meier存活曲线，显示了不匹配和对照心脏移植物之间移植物存活率的鲜明对比16。这些数据表明该技术足以促进手术后的适当愈合反应。然而，在病理性炎症的存在下，在这种情况下以错配条件下的移植排斥反应为代表，组织破坏导致功能迅速丧失。
图1：错配对原位心脏移植存活率的影响。 生存曲线说明了术后至少 100 天同源 （n = 5） 和同源 （n = 5） 异位鼠心脏移植的完全恢复和接受，与早在手术后第 7 天就快速排斥主要不匹配 （n = 7） 异位鼠心脏移植形成鲜明对比。这些数据发表在Prosser等人16上。 请点击此处查看此图的大图。
| 手术阶段 | 冷缺血时间 | 温暖缺血时间 |
| 施主 | 13 – 15 分钟 | |
| 储存 4 °C | 20-25 分钟 | |
| 收件人 | 22 – 25 分钟 |
表1：与原位心脏移植相关的供体和受体手术的热缺血和冷缺血时间范围。
补充图S1：供体手术的关键方面。 （a） 异氟烷麻醉;（二）肝素注射液;（三）供体心脏暴露的;（D）用肝素化盐水冲洗心脏;（五）绑船;（六）供体心脏用于冷缺血贮存。 请点击此处下载此文件。
补充图S2：受者手术准备和切割皮肤血管烧灼的关键方面。 （一）受者手术部位准备;（二）布比卡因注射液;（三）手术部位无菌手术悬垂;（四）割破皮肤血管的烧灼。 请点击此处下载此文件。
补充图S3：受体手术的关键方面 - 从肠道重新定位到主动脉切开术。 （a） 肠道的临时重新定位;（二）下腔静脉暴露并夹紧的;（三）放置支架缝合线;（四）第一阶段：主动脉切开术。 请点击此处下载此文件。
补充图S4：受体手术的关键方面 - 从静脉切开术到恢复。 （A） 第二阶段：静脉切开术;（二）放置凝胶泡沫;（三）再灌注;（四）手术闭合;（五）恢复。 请点击此处下载此文件。
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Discussion
小鼠原位心脏移植模型是一种强大的临床前模型，主要用于研究MHC错配对免疫排斥反应水平和性质的影响，以及最近移植对移植物组织驻留免疫保留的影响16。虽然最初严格遵循Corry等人7方案， 但我们改进了该方案，以纳入无菌技术，镇痛和麻醉的最佳实践标准。这些新做法的更新是通过额外的培训、提供无菌手术手套、长袍和手术单、应用额外的麻醉以及更新镇痛剂量来实现的。这些变化导致手术设置时间略有增加，每次手术的额外成本。
根据研究人员与动物伦理委员会（AEC）之间的合同，允许使用动物来解决重要的研究问题，以保持开展此类工作的社会许可。AEC的决定基于明确的道德准则15，其首要原则是平衡动物的成本与社会的利益。三个R（减少、更换和改进）的概念对于解决如何降低项目成本至关重要。
通过采用适合物种的围手术期镇痛和麻醉将涉及的动物伤害降至最低，在手术的动物模型中具有不可替代的作用，是改进的一个例子。此外，降低手术接受者感染的环境和行为载体风险的护理和技术对减少对动物的发病率和死亡率的伤害以及帮助最大限度地减少与重复失败手术相关的财务成本具有积极影响。虽然实验动物“手术室”的清洁度并不接近医院的清洁度，但在此类工作中不应是事后的想法。
从科学的角度来看，术后感染必然会影响炎性细胞因子和免疫细胞的谱，这是评估移植恢复或排斥实验的典型读数。因此，应尽最大努力控制术后感染，因为这可能对研究的有效性产生不利影响。从动物福利的角度来看，对镇痛的关注很重要。动物移植手术是主要的手术，应努力减少受试者不必要的疼痛和痛苦。回到这一重点的实际结果，有效疼痛控制的另一个实际好处是降低了由于与疼痛相关的痛苦迹象而将动物从实验方案中移除的可能性。
自从首次描述此过程以来，几位作者报告了该过程10,11期间发生的常见问题的故障排除。很好地描述了夹具松开后出血的控制，并反映了人类手术中使用的技术，即对出血部位使用压力、进一步缝合和止血剂。我们注意到出血通常发生在两个主要部位之一：吻合部位或心肌损伤。Niimi10报告了阻止心脏出血的方法，他通过心房结扎术控制了心脏出血。根据我们的经验，由于其丰富的血管形成，来自心肌本身的血流的阻塞非常具有挑战性。
因此，必须适当注意避免这种伤害，最常见的原因是手术过程中镊子尖端接触心肌控制不当。因此，我们寻求只使用湿润的棉头涂抹器直接接触心肌。为了减少心脏操作中的直接接触，最终丝结扎的自由端可用于移动心脏，例如将其从UWS移动到胸腔时。
第二个主要挑战是预防术后后肢麻痹，这是一种需要安乐死的并发症。有趣的是，我们发现>30分钟的温暖缺血时间与发生这种瘫痪的风险更高有关。我们的缺血时间受到严格监控，并作为非正式的表现标准进行记录。然而，应该注意的是，缺血时间似乎不能可靠地预测这种并发症。例如，具有丰富手术经验（超过3,000次手术）的外科医生Niimi10报告说，缺血时间长达2小时是可以接受的。
也许比这更令人吃惊的是，Abbott等人5在大鼠中开发了类似的技术，但在腹部使用了端到端的吻合口设置（即IVC和腹主动脉永久结扎），报告了两只作为长期幸存者保存的大鼠持续超过100天，没有任何明显的不良影响。这些结果的组间差异可能是通过微妙不同的技术来解释的，或者通过不同品系小鼠之间的遗传差异来解释。例如，我们注意到Ly5.1小鼠比BALB / c小鼠更容易受到这种并发症的影响。为了明确缺血时间对后肢麻痹发生率的影响，可以研究腹腔血管闭塞时间长度的影响。
总之，该描述的方案为使用现成的药物和材料的既定技术提供了直接的改进。这些改进使该手术模型的标准与临床兽医标准保持一致，并使动物受益，并最终使研究受益。
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Disclosures
作者没有利益冲突需要披露。
Acknowledgments
作者要感谢西澳大利亚大学和哈里·珀金斯医学研究所的动物护理人员的出色努力，他们的奉献精神和专业知识为这些手术的可行性和成功做出了贡献。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2030 Rycroft irrigating cannula 30 G | McFarlane | 56005HU | |
| Braided surgical silk 7-0 | |||
| Bulldog clamp curved - 35 mm | Roboz | RS-7441-5 | |
| Bupivacaine 0.25% | |||
| Buprenorphine | |||
| Castroviejo needle holder catch curved - 145 mm | Haag-Streit | 11.62.15 | |
| Chlorhexidine 5% solution | Ebos | JJ61371 | |
| Cotton-tipped applicator - 7.5 cm | Dove | SN109510 | |
| Ethanol 70% solution | Ebos | WH130192EE | |
| Gauze 5 x 5 cm white | Aero | AGS50 | |
| Gelfoam 80 mm x 125 mm | Pfizer | 7481D | |
| Hair clipper | Wahl | 9860L | |
| Heparin 1,000 IU in 1 mL | |||
| Iris SuperCut scissors straight - 11.5 cm | Inka Surgical | 11550.11 | |
| Isoflurane vaporiser | Darvall | 9176 | |
| Micro bulldog clamp - 3.7 cm | Greman | 14119-G | |
| Micro scissors curved 105 mm | |||
| Micropore plain paper surgical tape - 2.5 cm wide | Ebos | 7810L | |
| Microsurgical scissors - curved tip | |||
| Monofilament polyprolene suture - 5/0 | Surgipro | P-205-X | |
| Myweigh i101 Precision Scale 100 g x 0.005 g | Myweigh | Kit00053 | |
| Needle - 30 G x 0.5 inch | BD | BD304000 | |
| Needleholder 15 cm curved "super fine" | Surgical Specialists | ST-B-15-8.2 | |
| Nylene 10/0 x 15 cm on 3.8 mm 3/8 circle round bodied taper (diam 0.07mm) CV300 | |||
| Round body suture forceps curved 0.3 mm 120 mm | B. Braun | FD281R | |
| Round body suture forceps straight 0.3 mm 120 mm | B. Braun | FD280R | |
| Round handled vannas spring scissors-str/12.5 cm | 15400-12 | ||
| Spring scissors-Cvd Sm blades | 15001-08 | ||
| Stevens scissors blunt straight 110 mm | |||
| Surgical backboard | Rigid laminated cardboard. 15 x 15 cm | ||
| Surgical drapes | Cut into two sizes. 25 cm x 25 cm, and 25 cm x 40 cm | ||
| Surgical microscope | |||
| Syringe - 1 mL | BD | 592696 | |
| Syringe - 3 mL | Leica | M651 | |
| Toothed forceps | BD | 309657 | |
| University of Wisconsin Solution | |||
| Warming pad | Far infrared warming pad 20 x 25 cm | ||
| Westcott spring scissors | |||
| Yasargil clip applier bayonet | Aesculap | FE582K | |
| Yasargil titanium clip perm 6.6 mm | Aesculap | A19FT222T | |
| Mouse usage | |||
| Strain/SEX/Weight | Donor | Recipent | |
| BALB/c, female, 19-23 g | 7 | 21 | |
| C57BL/6, female, 17-20 g | 7 | ||
| CD45.1 BALB/c, female, 17-21 g | 5 |
References
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