Summary
本論文では、異所性血管化心臓移植の修正技術を、更新された無菌技術、鎮痛、および麻酔で説明します。
Abstract
動物における心臓移植の実験モデルの開発は、免疫学および固形臓器移植の分野における多くの進歩に貢献してきた。異所性血管化マウス心臓移植モデルは、当初、不一致の近交系マウス系統の組み合わせを用いた移植片拒絶反応の研究に利用されていましたが、遺伝子組み換え株と治療法へのアクセスは、強力な新しい前臨床的洞察を提供することができます。基本的に、この技術の外科的方法論は、特に無菌技術、麻酔、鎮痛などの重要な要因に関して、術後の罹患率と死亡率に重大な影響を与える開発以来変わっていません。さらに、周術期管理の改善は、動物福祉と実験結果の両方を改善することが期待されています。本稿では,獣医麻酔の専門家と共同で開発したプロトコールについて報告し,周術期管理に重点を置いた手術手技について述べる.さらに、これらの改良の影響について説明し、この手順の重要な外科的ステップのトラブルシューティングについて詳しく説明します。
Introduction
免疫学や移植に関する理解の多くは、動物を対象とした固形臓器移植の実験モデルに基づく研究によるものです。哺乳類における血管化心臓移植の最初の記述1以来、このようなモデルは、低体温の治療的応用2、特殊な縫合糸を使用する利点3、肺および心臓の全ホモ移植のための技術4など、幅広い領域の知識に貢献してきました。ラット5,6における心臓移植モデルの開発は、異なる育種系統の利用可能性のために免疫学的実験のためのより広い範囲を提供した。利用可能な近交系および変異マウス系統のかなり広い範囲により、Corryらは、この範囲が移植研究にもたらすかなりの利点のために、マウス異所性心臓移植の技術を開発しました。このモデルは広く使用されており、移植片拒絶反応8および治療法9のより深い理解に貢献しています。しかしながら、その最初の説明以来、この技術は、吻合部位の位置の調整などのいくつかのマイナーな技術的詳細を除いて、ほとんど変わっていない10、11。
Corryら7 の技術を実験に統合して以来、プロトコルを改善するための有望な領域、すなわち無菌技術、麻酔、および鎮痛の領域を特定しました。これらの領域の改善は、実験結果にプラスの影響を与え、動物福祉を改善することが期待されていました。これは、無菌技術が術後感染の減少に役立つため、小動物手術で使用される場合に以前に示されていました12、罹患率と死亡率に影響を与えるだけでなく、移植手術後の免疫応答を評価するために設計された実験を損なう可能性があります。麻酔および鎮痛の観点から、洗練されたレジメンの使用は、実験対象の痛みおよび苦痛を軽減することによって、動物へのコストを削減し、この手術モデルの倫理的議論のバランスをとるのに役立つ。さらに、適切な麻酔と鎮痛は、痛みに関連するストレス反応を制限し、術後の回復の質を改善し、最終的には外科的成功率を高めます13。
動物福祉と実験結果の両方を改善することを目的として、これらのギャップを埋めるための調整を伴うプロトコルが開発されました。このプロトコルは、獣医麻酔科医からの相談と、麻酔薬および鎮痛レジメンで利用される薬理学的介入の効果と効果の持続時間の両方を十分に考慮して、Corryら7 によって最初に記述されたものから適応されています。このアプローチは、適切な周術期ケアを確保するために、バランスの取れた麻酔とマルチモーダル鎮痛の原則に基づいていました14。無菌技術の適用に加えて、オピオイドブプレノルフィンと局所麻酔薬ブピバカインが先制的に投与されました。.全身麻酔は吸入麻酔薬イソフルランを用いて行った。
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Protocol
この研究は、科学的目的のための動物の世話と使用に関する実践規範15 に従って実施され、動物倫理プロトコルRA / 3/100/1568およびAE173(それぞれ西オーストラリア大学動物倫理委員会およびハリーパーキンス医学研究所動物倫理委員会)に基づいて承認されました。このプロトコルで使用されるすべての材料、機器、および動物の詳細については、 材料表 を参照してください。
1.手術のための動物の準備
注:担当者は、手術を行う役割または手順全体を通して麻酔を監視する役割に専念しています。
- 術前鎮痛のために、レシピエント手術開始の少なくとも1時間前に、ブプレノルフィン(0.05-0.1 mg / kg、塩化ナトリウム0.9%で0.03 mg / mLに希釈)の用量をレシピエントマウスの皮下投与します。.薬物の投与、その用量、投与時間、およびそれらの効果に関連するすべての詳細を麻酔記録に入力します。
注:このアプローチは、臓器の収穫直後にドナーが全身麻酔下で安楽死させる非回復手術であるため、ドナーには必ずしも必要ではありません。 - 麻酔の導入
- マウスを麻酔呼吸システムの誘導チャンバーに入れ、酸素流を1〜2 L·min−1 、4%イソフルランで投与します。横臥、右反射の喪失、および呼吸数の減少を観察することにより、適切な麻酔を確認します。
- 適切に麻酔をかけたら、マウスを誘導室から取り出し、バリカンを使用して腹側の腹部を密接に剃り、脱毛します。ドナーの場合は、生殖器から腹側胸部の上縁まで伸びる領域を剃ります。レシピエントの場合は、性器から肋骨縁まで伸びる領域を剃ります。どちらの場合も、剃った領域が横方向に中央腋窩線に達することを確認してください。
- 麻酔を維持するには、マウスを背側横臥に配置して、呼吸系の鼻錐から麻酔薬と酸素を受け取り(非再呼吸)、1 L·min-1の割合で酸素を供給し、イソフルラン(1.5%- 2.5%)を供給します。
注:手術作業面は加熱パッド上の手術用ボードであり、マウスの各手足はマイクロポアテープを使用して固定されています。 - マウスの麻酔に関連する生理学的変化を包括的に監視することの難しさを考えると、限られたパラメータを監視および記録します。麻酔期間中、温度、麻酔の深さ、および呼吸数を少なくとも5分ごとに監視します。.
- 重度の低体温と温熱療法(ヒートパッドによる積極的な加温による)を防ぐために、手順全体を通して体温を監視します。清潔で潤滑された直腸プローブを動物の直腸に挿入し、マイクロポアテープを使用して手術用ボードに固定します。
注意: このプローブは、体温を管理するために加熱パッドの温度を変更する動的システム(麻酔薬デリバリーシステムの機能)にフィードバックします。 - 麻酔の責任者に、非外傷性鉗子による圧力、眼瞼反射、筋緊張による足または尾の刺激に対する反応を観察して、麻酔の深さを評価してもらいます。
- 呼吸努力を主観的に観察しながら胸壁の動きを観察して呼吸数を測定し、一回換気量を評価します。10〜15秒間の呼吸を数え、それぞれ6または4を掛けて呼吸数/分を決定することにより、呼吸数を計算します。
- 重度の低体温と温熱療法(ヒートパッドによる積極的な加温による)を防ぐために、手順全体を通して体温を監視します。清潔で潤滑された直腸プローブを動物の直腸に挿入し、マイクロポアテープを使用して手術用ボードに固定します。
- 皮膚を準備するには、滅菌綿の先端のアプリケーターを使用して手術部位を消毒します。クロルヘキシジンを円形に塗布し、手術部位の中心から端まで拡大運動します。クロルヘキシジンとエタノールの組み合わせを同じパターンの新しい滅菌綿先端アプリケーターで最終的に塗布する前に、このプロセスを3回繰り返し(毎回新しい綿先端アプリケーターを使用)、手術部位の中心から端に移動します。
- 滅菌手術用ガウンと滅菌手術用手袋を着用する前に、外科医にエタノールベースのハンドジェルを塗布してもらいます。
- 手術野を準備するには、手術用ボードの両側に滅菌手術用ドレープ(25 cm x 25 cmに事前にカット)を置き、滅菌器具を配置する場所として機能します。滅菌はさみを使用して、幅の広い25 cm x 40 cmの滅菌ドレープを開窓し、小さな(切開部位よりわずかに長い)楕円形の開口部を切り取ります。開窓が提案された切開部位に位置するように、このドレープを動物の上に置きます。この3番目のドレープの外側の端が両側の2つの小さなドレープと重なっていることを確認して、連続した手術野を作成します。
2.ドナー手術
注:ドナー手術の重要な側面については、 補足図S1 を参照してください。
- 手術用双眼顕微鏡の助けを借りてドナー手術を行います。まず、8倍の倍率を使用し、外科用メスの刃を使用して腹側正中線皮膚切開を行います(#23)。切開が剃毛領域の尾側端から肋骨縁まで広がっており、両端に準備された皮膚の無傷の縁があることを確認します。
注:8倍の開始倍率は、手術開始時に被験者のマクロ構造を十分に視覚化できるように選択されています。この時点から、倍率はオペレーターの裁量であり、低倍率によって提供される状況認識と高倍率で視覚化できる細かい詳細との間の適切なバランスを提供するように選択する必要があります。 - 温めた生理食塩水で湿らせた2つの滅菌綿先端アプリケーターを使用して、小腸を移動して腹部大動脈と下大静脈(IVC)を露出させます。アプリケーターを使用して、これらの血管を周囲の組織から鈍く解剖します。
- 3.0 mLシリンジと30 G、0.5 inニードルを使用して、2.5 mLの100 IU・mL-1 ヘパリン化塩化ナトリウム0.9%溶液(手術中に必要になるまで4°Cに維持)を吸引します。利き手ではない手で先端がまっすぐな丸い体の縫合鉗子を使用して腹部大動脈を横隔膜下領域に固定し、利き手を使用して1.5 mLの溶液を心臓の方向に大動脈に注入します。得られた大動脈切開を綿の先端のアプリケーターからの圧力で密封します。
- 先端のまっすぐな顕微手術用はさみを使用してIVCを横断し、放血を可能にします。
- 外科用ハサミを使用して開胸を行い、両側の中央腋窩線を2回切開します。この時点で、動物の死を確認し、イソフルラン気化器の電源を切ります。
- マイクロブルドッグクランプを使用して胸壁の結果の中央セグメントを固定します。これを非滅菌手術助手に渡し、マイクロポアサージカルテープを使用してこれをノーズコーンに固定することができます。
注:目標は、心臓組織の露出を助ける胸部のこのセグメントに牽引力を提供することです。 - 丸体縫合鉗子を使用して、胸腔内IVCを識別して動員します。
注意: 理想的には、まっすぐな先端の鉗子は利き手ではなく、湾曲した鉗子は利き手にある必要があります。 - IVCを非利き手の鉗子に固定した状態で、利き手を使用して、残りの1.5 mLの100 IU・mL-1 ヘパリン化塩化ナトリウム0.9%溶液を心臓に注入します。
- 両方の鉗子を使用して、長さ2 cmの7/0編組シルクを使用してIVCを結紮します。セキュリティのために、2つの追加のスローを備えた器具タイ外科医の結び目を使用します。この結び目を血管に沿って心臓にできるだけ近位にします。
- 動脈鉗子を使用してこの結び目の両端を固定します。これらの鉗子は、心臓を尾方向に穏やかに牽引するように配置して、その後の解剖に最適な血管の位置決めを容易にします。
- 心臓の前上側面にある胸腺を特定します。鉗子を使用してこの臓器をドナーから解剖し、上大静脈(SVC)を特定します。
- 鉗子を使用してSVCの外膜および関連組織を除去します。湾曲した鉗子を使用して鈍く解剖し、血管の後方に小さなチャネルを作ります。このチャネルができるだけ心臓に近接していることを確認してください。
- 鉗子を使用して長さ2 cmの7/0編組シルクをこのチャネルに通し、前述の手法を使用して結びます。
- この結紮から約2 mmの地点(心臓の反対側)で、湾曲した顕微手術ハサミを使用してSVCを分割します。
- 先端が綿のアプリケーターを使用して、心臓を解剖学的に右に反転させます。
- 心臓の解剖学的左にある無頓着静脈を特定します。鉗子を使用して、周囲の構造物から鈍く解剖します。前と同じように、先端が湾曲した鉗子を使用して、この容器の後方に小さなチャネルを作成します。
- 同じ結び目を結ぶ技術を使用して、心臓に最大限接近して接合静脈を結紮するために、2 cmにカットされた7/0編組シルクの3番目の部分を使用します。心臓から離れた側の結紮から2 mmの血管を切り取ります。
- 先端が綿のアプリケーターを使用して、心臓の頂点を解剖学的左に戻します。鉗子を使用して、上行大動脈を識別して動員します。湾曲した鉗子を大動脈弓の下に通して、上行大動脈と下行大動脈の間にチャネルを作成します。
- まっすぐな先端の顕微手術はさみを使用して、その枝の近位にある大動脈弓を横断します。
- 鉗子を使用して、肺動脈を識別して動員します。湾曲した鉗子を使用して、血管の後方にチャネルを作ります。
- 先端がまっすぐな顕微手術用ハサミを使用して、分岐部のすぐ近位の点で動脈を横断します。
- ライクロフト灌漑カニューレを使用して、2 mLの10 IU·mL-1 ヘパリン化塩化ナトリウム0.9%を肺動脈と上行大動脈から穏やかに注入し、心臓から残っている血液を洗い流します。.
注:適切なフラッシュは、冠状血管からの目に見える血液のクリアランスによって示されます。 - 7/0編み絹の3 cm片を使用して、外科医の結び目を使用して残りの後血管(肺静脈)を 一括 して結紮し、その後2回投げます。手術用ハサミを使用して慎重に切断することにより、心臓を後胸壁から分離します。
- 胸部から心臓をそっと取り除き、ウィスコンシン大学溶液(UWS)に浸してから、氷の上に置いて保管します(4°C)。
3.レシピエント手術
- セクション1に記載されている動物の準備に続いて、目の潤滑剤を塗布します。体重ベースの用量(8 mg / kg)のブピバカイン(0.25%を塩化ナトリウム0.9%溶液で0.625 mg / mLに希釈)を計画した切開部位に沿って腹側腹部の皮下組織に注射します。.この注射には29Gのインスリン注射器を使用し、計画された切開の範囲をカバーする目に見えるブレブの直線を探します(補足図S2A-C)。
注:局所麻酔薬のピーク効果の時間を確保するために、5〜7分を与える必要があります。. - 顕微鏡を8倍の倍率に設定し、滅菌外科用メスの刃(#23)を使用して腹側正中線の皮膚切開を行います。開腹術が下腹部から肋縁まで広がっていることを確認してください。術野を最大化するために開創器を挿入します(補足図S2D)。
- 滅菌ガーゼの5 cm x 5 cmセグメントを温めた0.9%塩化ナトリウム溶液で湿らせ、手術部位の上側に配置します。湿らせた滅菌綿棒を使用して、腸をそっと骨抜きにし、このガーゼの上に置き、ガーゼを臓器に巻き付けます(補足図S3A)。
注意: この手順は、手術中の無感覚な体液損失を減らし、収縮を助けるのに役立ちます。 - 鈍的解剖技術を使用して、腹部大動脈とIVCを周囲の組織から解放して動員します。このステップでは、先端が綿のアプリケーターと丸体の縫合鉗子を組み合わせて使用します。クリアランスの領域が血管の腎下側面の間と大動脈の分岐部のすぐ上にあることを確認してください(補足図S3B)。
注:この時点で適切に視覚化することで、高品質の血管吻合が容易になります。 - 後腹部血管を特定します。鉗子を使用して、大動脈を脊柱から離れる方向(すなわち、腹部血管の軸に対して長手方向)に静かに牽引する。
注:IVCではなく大動脈のみが、後者の脆さのためにそのような方法で取り扱われることが重要です。 - 計画された吻合帯で特定された各腹部血管をリゲートします。湾曲した鉗子を両側の腹部血管の後方に通すことによって、これらの血管の両側に頭尾方向にチャネルを作ります。この方法で識別され、動員された各血管は、器具で結ばれた長さ10/0ナイロンを使用して、追加のスローで外科医の結び目にLigateします(補足図S3C)。
- 吻合部位を循環から隔離する。これを行うには、腹部血管の頭と尾端の両方に外科用クランプを取り付けます(重要なことに、その正確な順序で)。クランプが両方の血管を完全に横切って完全に閉塞することを確認してください。
- 利き手でない手で鉗子を使用して大動脈を安定させ、大動脈の前面に30Gの針を使用して大動脈切開を行います。先端をまっすぐにした顕微手術用ハサミ(補足図S3D)を使用して伸ばします。
- 静脈切開を行います。まっすぐな鉗子を使用して、大動脈切開術の中央に沿った点でIVCに穏やかな前方牽引力を適用します。凹面を前方に向けて湾曲した顕微手術用ハサミを使用して、大動脈切開と同じ長さのIVCのセグメントを除去します(補足図S4A)。
- 10 IU·mL−1 ヘパリン化塩化ナトリウム溶液を使用して、開いた血管の内部の残りの血液を洗浄します。
- ドナーの心臓を腹部に入れます。上行大動脈が腹部大動脈切開術の真横にあり、心臓が回転して、2回目の吻合のために肺動脈を引き寄せることができるように配置されていることを確認します。
- 10/0ナイロンを使用して、大動脈切開術の12時の位置と上行大動脈の内腔の対応する端との間にステー縫合糸を配置します。まっすぐな先端の鉗子と顕微手術の針ホルダーを使用してこれを実行し、その後3回投げて外科医の結び目を使用して結びます。両端を切断して、約2 mmの縫合糸を残します。
- 大動脈切開術の6時の位置と上行大動脈の対応する側面との間に2番目のステー縫合糸を配置します。この縫合糸は、その後のランニング縫合糸のベースとしても機能するため、究極のタイオフのために少なくとも10mmの尾を残してください。
- 大動脈切開術の解剖学的右端と上行大動脈の対応する自由端に対抗するために、10/0ナイロンの連続ランニング縫合糸を上向きに配置します。このラインには約4回のスローを使用します。
- 縫合糸の自由端を遠位ステー縫合糸の周りに通過させてから、2番目の連続した縫合糸を解剖学的左側に配置して、大動脈切開の残りの自由端との配置に影響を与えます。外科医の結び目を使用して縫合糸を尾に結び、さらに2回投げます。
- IVC静脈切開術の12時の位置と肺動脈の内腔の対応する四肢との間にステー縫合糸を置きます。
- このアンカーポイントから、肺動脈の解剖学的左端と静脈切開術の対応する端との間に下降的に連続ランニング縫合糸を配置します。この線には平均4回の投球を使用し、その後、静脈切開術の6時の位置と肺動脈内腔の対応する四肢の間に1回投げます。さらに4回投げて、肺動脈と静脈切開術の最後の自由端を一緒に描きます。
- 縫合糸の自由端をアンカーの端に結び、器具タイの外科医の結び目を使用して、さらに2回投げます。
- 綿棒を使用して腹部の中央に座るように心臓を再配置します。血流を妨げる血管にねじれがないか確認してください。
- ゲルフォームをすべての縫合ラインに配置します(補足図S4B)。目に見えるすべての縫合線が覆われるように、それぞれ約2 mmの2つのピースをそれらの周りに配置して成形します。
- 血管クランプを解放します:最初に尾側クランプ、次にセファロクランプ。少量の出血が予想されるため、吻合部位の上に綿の先端のアプリケーターを先制して配置して圧力をかけます。
- 観察可能な漏れがなくなったら、心臓の脈動を評価します(補足図S4C)。これが起こっていない場合は、心臓血管のねじれが発生していないことを確認してください(特にIVCの場合)。
- 腸を心臓の上と周りに再配置します。乾燥しているように見える場合は、温めた塩化ナトリウム溶液を使用して腹腔を湿らせます。
- 層によって非吸収性の6/0プロレンモノフィラメントを使用して腹腔を閉じます:
最初に筋肉層、次に皮膚(補足図S4D)。連続的な中断のない手法を使用します。 - レシピエントを手術用ボードからそっと取り外し、麻酔薬から外します。
- 1mLの温かい生理食塩水を皮下投与し、術後の回復プロトコルに従って観察するために加温した状態でレシピエントを事前に準備されたケージに入れます(補足図S4E)。
4.術後ケア
- 手術直後に、レシピエントを加熱パッド上の清潔なケージに入れ、少なくとも3時間注意深く観察します。この期間中、少なくとも30分ごとにさまざまなパラメータ(活動、体の姿勢、コートの状態、表情、歩行、換気、手術部位の外観、触知可能な腹部心拍の存在)を監視します。各パラメーターにスコアを帰属させます (0 = 正常、1 = 軽度または断続的に異常、2 = 中程度または一貫して異常)。
注:介入は、このモデルに関連する倫理プロトコルで指定された福祉スコアを超える監視対象パラメーターの合計によってトリガーされます。 - レシピエントを25°Cに保温したキャビネットに移動し、術後7日目までそこにとどまります。最初の3日間は、毎日少なくとも2回監視してください。残りの4日間は、毎日少なくとも1回監視します。術後鎮痛のために、ブプレノルフィン(0.5-0.1 mg / kg、塩化ナトリウム0.9%で0.03 mg / mLに希釈)の用量をレシピエントマウスの皮下投与し、術後3日間は1日2回投与します。.
- 温めたキャビネットから取り外したら、適切な実験エンドポイントまで、少なくとも週に2回レシピエントを監視します。
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Representative Results
創傷治癒およびマウス回復の良好な結果を促進する上での外科的技術の有効性を決定するために、実験室での初期の実験は、レシピエントに対する可変免疫原性の様々な心臓移植片の生存特性を決定した。これらには、レシピエントと同じ主要組織適合遺伝子複合体(MHC)マーカーを共有する同系(n = 5)および同系(n = 5)移植片、および移植片とレシピエントが異なるMHCマーカーを有する主要なミスマッチ移植片(n = 9)が含まれていました。異所性腹部心拍の直接触診を使用して、進行中の移植片機能と生存率を評価し、拒絶反応と耐性の代理マーカーとして機能しました。
両方の対照群において、全ての移植片は、100日の実験時間エンドポイント(平均未定義)で生存可能であった。不一致群の平均生存期間は9日であった。 図1 は、ミスマッチ心臓移植片と対照心臓移植片の間の移植片生存の明確な対照を示すKaplan-Meier生存曲線を示しています16。これらのデータは、手順に続く適切な治癒反応を促進するのに十分である技術を示唆しています。しかしながら、病理学的炎症の存在下では、この場合、ミスマッチ状態における移植片拒絶反応によって表され、組織破壊は機能の急速な喪失をもたらす。
図1:同所性心臓移植の生存に対するミスマッチの影響。 術後7日目からの大規模なミスマッチ(n = 7)異所性マウス心臓移植の急速な拒絶とは対照的に、術後少なくとも100日間の同系(n = 5)および同因性(n = 5)異所性(n = 5)異所性マウス心臓移植の完全な回復および受容を示す生存曲線。これらのデータはProsserら16に掲載された。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
| 手術段階 | 寒冷虚血時間 | 暖かい虚血時間 |
| 寄贈者 | 13 – 15 分 | |
| 保管 4 °C | 20〜25分 | |
| 受信者 | 22 – 25 分 |
表1:同所性心臓移植に関連するドナーおよびレシピエント手術の温虚血時間と冷虚血時間の範囲。
補足図S1:ドナー手術の重要な側面。 (A)イソフルラン麻酔;(b)ヘパリン注射剤;(C)ドナーの心臓が露出している。(d)ヘパリン化生理食塩水による心臓のフラッシュ;(E)船舶の結束(f)低温虚血保存のためのドナー心臓。 このファイルをダウンロードするには、ここをクリックしてください。
補足図S2:レシピエント手術の重要な側面-切断された皮膚血管の準備と焼灼。 (A)レシピエントの手術部位の準備;(b)ブピバカイン注射剤;(c)手術部位の滅菌外科的ドレープ;(d)切断された皮膚血管の焼灼。 このファイルをダウンロードするには、ここをクリックしてください。
補足図S3:レシピエント手術の重要な側面-腸の位置転換から大動脈切開まで。 (A)腸の一時的な再配置。(B)露出し、固定された下大静脈;(c)ステー縫合糸を配置する工程;(D)第一段階:大動脈切開術。 このファイルをダウンロードするには、ここをクリックしてください。
補足図S4:レシピエント手術の重要な側面-静脈切開から回復まで。 (A)第二段階:静脈切開;(b)前記ゲル発泡体を配置する工程;(C)再灌流;(D)外科的閉鎖;(E)回復。 このファイルをダウンロードするには、ここをクリックしてください。
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Discussion
マウス同所性心臓移植モデルは、主に免疫学的拒絶反応のレベルと性質に対するMHCミスマッチの影響、そして最近では移植片組織常在免疫の保持に対する移植の影響を調査するために使用される堅牢な前臨床モデルです16。当初はCorryら7 プロトコルに厳密に従っていましたが、無菌技術、鎮痛、麻酔のベストプラクティス基準を組み込むようにプロトコルを改良しました。これらの新しい診療の更新は、追加のトレーニング、滅菌手術用手袋、ガウン、外科用ドレープの提供、追加の麻酔の適用、および鎮痛投与の更新によって達成されました。このような変更により、手術のセットアップ時間がわずかに増加し、手術ごとに追加コストがかかりました。
重要な研究上の懸念に対処するための動物の使用は、研究者と動物倫理委員会(AEC)との間の契約の下で許可されており、そのような作業を行うための社会的ライセンスを維持しています。AECの決定は、明確な倫理ガイドライン15に基づいており、動物へのコストと社会への利益のバランスをとるという最優先の原則があります。3つのR(削減、交換、改良)の概念は、プロジェクトのコストをどのように軽減するかに対処する上で不可欠です。
種に適した周術期の鎮痛と麻酔の採用によって関与する動物への害を最小限に抑えることは、手術の動物モデルにおいてかけがえのない役割を果たし、洗練の一例です。さらに、手術を受けたレシピエントへの感染の環境的および行動的ベクトルのリスクを減らすケアと技術は、罹患率と死亡率の観点から動物への害を減らし、失敗した手術を繰り返すことに関連する経済的コストを最小限に抑えるのに役立つプラスの意味を持ちます。実験動物の「手術室」の清潔さは、病院の同等の清潔さに厳密に近づいていませんが、そのような作業の後付けであってはなりません。
科学的な観点から、術後感染は必然的に炎症性サイトカインと免疫細胞のプロファイルに影響を及ぼし、これらは移植の回復または拒絶反応を評価する実験の典型的な読み物です。したがって、術後感染が研究の妥当性に悪影響を与える可能性があることを考慮して、術後感染を制御するために最大限の努力を払う必要があります。鎮痛に焦点を当てることは、動物福祉の観点から重要です。動物移植手術は主要な手順であり、被験者の不必要な痛みや苦痛を軽減するために多大な努力を払う必要があります。この焦点の実際的な結果に戻ると、効果的な疼痛制御のさらなる実際的な利点は、痛みに関連する苦痛の兆候のために動物が実験プロトコルから除外される可能性の減少です。
この手順が最初に説明されて以来、何人かの著者が手順10、11の間に発生する一般的な問題のトラブルシューティングを報告しています。クランプの解放後の出血の制御はよく説明されており、人間の手術で使用される技術、すなわち出血部位への圧力の使用、さらなる縫合、および止血剤を反映しています。出血は、吻合部位または心筋の損傷という2つの主要な部位のうちの1つからしばしば起こることに気付きました。心臓からの出血を止めるアプローチは、心房の結紮によって心臓からの出血を制御した新見10によって報告されています。私たちの経験では、心筋自体からの血流のステミングは、その豊富な血管新生のために非常に困難です。
したがって、手術中に心筋に接触する誤った制御された鉗子先端によって引き起こされるこのような損傷を避けるために、十分な注意を払う必要があります。したがって、私たちは、湿らせた綿の先端のアプリケーターを使用して心筋に直接接触することのみを目指しています。心臓の操作における直接接触を減らすために、最終的な絹結紮の自由端を使用して、UWSから胸腔に移動するときなど、心臓を動かすことができます。
2番目の大きな課題は、安楽死を義務付ける合併症である術後肢麻痺の予防です。逸話的に、>30分の暖かい虚血時間は、この麻痺が発生するリスクが高いことに関連していることがわかりました。私たちの虚血時間は厳密に監視され、非公式のパフォーマンス基準として記録されています。しかしながら、虚血時間はこの合併症を確実に予測するようには思われないことに留意すべきである。新見10は、例えば、実質的な手術経験(3,000回以上の手術)の外科医であり、2時間までの虚血時間が許容されると報告した。
おそらくこれよりもさらに驚くべきことに、ラットで同様の技術を開発したが、腹部でエンドツーエンドの吻合セットアップを使用した(つまり、IVCと腹部大動脈は永久に結紮された)Abbottら5は、明らかな悪影響なしに100日以上続く長期生存者として飼育された2匹のラットについて報告しました。これらのグループ間の結果の違いは、おそらく微妙に異なる技術によって、あるいは、異なる系統のマウス間の遺伝的差異によって説明される。例えば、Ly5.1マウスはBALB/cマウスよりもこの合併症にかかりやすいことに気づいた。後肢麻痺の発生率に対する虚血時間の影響を明確にするために、腹部血管閉塞時間の長さの影響を調べることができます。
要約すると、この記載されたプロトコルは、容易に入手可能な薬物および材料を使用して確立された技術に簡単な改良を提供する。これらの改良は、この手術モデルが実行される基準を臨床獣医基準の基準に合わせ、動物、そして最終的には研究に利益をもたらします。
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Disclosures
著者は、開示すべき利益相反はありません。
Acknowledgments
著者らは、西オーストラリア大学とハリーパーキンス医学研究所の動物ケアスタッフの素晴らしい努力に感謝し、その献身と専門知識がこれらの手術の実現可能性と成功に貢献しました。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2030 Rycroft irrigating cannula 30 G | McFarlane | 56005HU | |
| Braided surgical silk 7-0 | |||
| Bulldog clamp curved - 35 mm | Roboz | RS-7441-5 | |
| Bupivacaine 0.25% | |||
| Buprenorphine | |||
| Castroviejo needle holder catch curved - 145 mm | Haag-Streit | 11.62.15 | |
| Chlorhexidine 5% solution | Ebos | JJ61371 | |
| Cotton-tipped applicator - 7.5 cm | Dove | SN109510 | |
| Ethanol 70% solution | Ebos | WH130192EE | |
| Gauze 5 x 5 cm white | Aero | AGS50 | |
| Gelfoam 80 mm x 125 mm | Pfizer | 7481D | |
| Hair clipper | Wahl | 9860L | |
| Heparin 1,000 IU in 1 mL | |||
| Iris SuperCut scissors straight - 11.5 cm | Inka Surgical | 11550.11 | |
| Isoflurane vaporiser | Darvall | 9176 | |
| Micro bulldog clamp - 3.7 cm | Greman | 14119-G | |
| Micro scissors curved 105 mm | |||
| Micropore plain paper surgical tape - 2.5 cm wide | Ebos | 7810L | |
| Microsurgical scissors - curved tip | |||
| Monofilament polyprolene suture - 5/0 | Surgipro | P-205-X | |
| Myweigh i101 Precision Scale 100 g x 0.005 g | Myweigh | Kit00053 | |
| Needle - 30 G x 0.5 inch | BD | BD304000 | |
| Needleholder 15 cm curved "super fine" | Surgical Specialists | ST-B-15-8.2 | |
| Nylene 10/0 x 15 cm on 3.8 mm 3/8 circle round bodied taper (diam 0.07mm) CV300 | |||
| Round body suture forceps curved 0.3 mm 120 mm | B. Braun | FD281R | |
| Round body suture forceps straight 0.3 mm 120 mm | B. Braun | FD280R | |
| Round handled vannas spring scissors-str/12.5 cm | 15400-12 | ||
| Spring scissors-Cvd Sm blades | 15001-08 | ||
| Stevens scissors blunt straight 110 mm | |||
| Surgical backboard | Rigid laminated cardboard. 15 x 15 cm | ||
| Surgical drapes | Cut into two sizes. 25 cm x 25 cm, and 25 cm x 40 cm | ||
| Surgical microscope | |||
| Syringe - 1 mL | BD | 592696 | |
| Syringe - 3 mL | Leica | M651 | |
| Toothed forceps | BD | 309657 | |
| University of Wisconsin Solution | |||
| Warming pad | Far infrared warming pad 20 x 25 cm | ||
| Westcott spring scissors | |||
| Yasargil clip applier bayonet | Aesculap | FE582K | |
| Yasargil titanium clip perm 6.6 mm | Aesculap | A19FT222T | |
| Mouse usage | |||
| Strain/SEX/Weight | Donor | Recipent | |
| BALB/c, female, 19-23 g | 7 | 21 | |
| C57BL/6, female, 17-20 g | 7 | ||
| CD45.1 BALB/c, female, 17-21 g | 5 |
References
- Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M.
- Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F.
- Downie, H. G.
- Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. Complete homotransplantation of canine heart and lungs. A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).
- Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
- Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
- Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
- Joffre, O., et al. Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes. Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).
- Gregori, S., et al. Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance. The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).
- Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
- Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).
- Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A.
- Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. ILAR Journal. , (2021).
- Adams, S., Pacharinsak, C.
- Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC. , Available from: https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes (2013).
- Prosser, A., et al. Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation. Cell Reports. 35 (7), 109141 (2021).
