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- Jeûnez un poisson adulte pendant 24 heures avant l’injection pour vider le tractus gastro-intestinal et créer un espace supplémentaire dans l’abdomen. Le jour de l’intervention, anesthésez le poisson avec de la tricaïne et placez-le dans une fente dans une éponge humide avec la face ventrale vers le haut.
Ensuite, pipetez la quantité souhaitée de solution d’injection sur un morceau de film de laboratoire et tirez-la dans une aiguille à insuline. Positionnez l’aiguille entre les nageoires pelviennes à un angle de 45 degrés par rapport à l’axe antéro-postérieur du corps et enfoncez-la doucement sur la ligne médiane. Avancez l’aiguille d’environ 1 à 2 millimètres dans la cavité abdominale, l’espace entre la paroi abdominale et les organes internes, et injectez lentement la solution d’intérêt. Attendez cinq secondes avant de retirer l’aiguille pour éviter tout déversement. Maintenant, retirez soigneusement l’aiguille.
Après l’injection, transférez rapidement le poisson dans un réservoir de récupération contenant de l’eau fraîche du réservoir. Si le poisson ne commence pas à nager immédiatement, faites tourbillonner l'eau près des branchies pour l'aider à se remettre de l'anesthésie. Dans l’exemple de protocole, nous injecterons une solution de mycobacterium marinum dans des poissons mutants RAG1 pour étudier l’infection.
- Tout d’abord, versez une goutte de 5 microlitres de la solution bactérienne diluée sur un morceau de film de paraffine. Ensuite, tirez la gouttelette dans une aiguille à insuline de calibre 30. Utilisez un poisson de cinq à huit mois pour cette expérience, l’un étant un poisson de type sauvage et l’autre étant un poisson mutant RAG.
Placez ces poissons, face ventrale vers le haut, dans les fentes d’un morceau de plastique expansé humide. Injectez l’aiguille d’insuline entre les nageoires pelviennes à un angle de 45 degrés. Gardez l’ouverture de l’aiguille vers le haut pour vous assurer que toute l’ouverture se trouve à l’intérieur de la cavité abdominale. Ensuite, injectez lentement la solution bactérienne. Après cela, retirez soigneusement l’aiguille et transférez immédiatement le poisson dans un réservoir de récupération rempli d’eau fraîche du réservoir.
Prélever des échantillons de l’aliquote bactérienne utilisée toutes les 15 minutes sur des plaques de 7H10. Incuber ces échantillons à 29 degrés Celsius pendant cinq jours pour vérifier la dose d’infection. Vérifiez régulièrement le bien-être des poissons, en vous assurant d’euthanasier tout poisson présentant des symptômes d’infection en l’incubant dans de l’eau contenant plus de 0,02 % d’ester éthylique de l’acide 3-aminobenzoïque.