L'expérimentation physiologique avec l'intestin postérieur écrevisses: un exercice de laboratoire étudiant

L’objectif général de ce rapport est d’être un outil pédagogique pour les élèves avancés du secondaire et du premier cycle qui suivent des cours de physiologie et qui participent à des expériences physiologiques. Les élèves apprennent à exposer et à enregistrer les contractions dans l’intestin postérieur de l’écrevisse. Une étape supplémentaire consiste à exciser l’intestin postérieur de l’animal, ce qui permet l’application directe de composés.

Ensuite, la force et le rythme des contractions des muscles lisses de l’intestin postérieur sont surveillés tout en appliquant divers agents pharmacologiques pour examiner les mécanismes qui modifient la force de la contraction. On obtient des résultats qui montrent l’action des modulateurs sur les nerfs internes ou directement sur le muscle sur la base de dosages pharmacologiques et de sous-typage des récepteurs. Bonjour, je suis le Dr J Mercier du Département des sciences biologiques de l’Université Brock.

J’ai utilisé l’intestin postérieur de l’écrevisse comme préparation à la recherche sur les neurotransmetteurs qui contrôlent les muscles viscéraux. J’ai également utilisé cette préparation comme outil d’enseignement et, dans le cadre d’une collaboration avec le laboratoire du Dr Robin Cooper à l’Université du Kentucky, nous perfectionnons un certain nombre d’expériences menées par des étudiants à des fins d’enseignement. Cette méthode peut donner un aperçu de la fonction de l’intestin de suspension des écrevisses.

Il peut également être appliqué dans l’étude de maladies telles que les maladies impliquant des rythmes péristaltiques. Il peut également être utilisé pour décrire les mécanismes sous-jacents à la modulation de l’innervation musculaire et neuronale. Les étudiants apprendront à interpréter les données physiologiques et pharmacologiques à l’aide d’agents pharmacologiques, de neurotransmetteurs et de neurohormones, et acquerront une compréhension générale de la fonction des récepteurs.

En ce qui concerne les agonistes et les antagonistes, les élèves construiront des courbes dose-réponse et présenteront des données sous forme graphique pour une analyse statistique. Pour anesthésier l’animal, placez une écrevisse de six à 10 centimètres de longueur corporelle sur de la glace pendant cinq à 10 minutes. Tenez l’écrevisse anesthésiée derrière les pinces d’une main. Coupez rapidement de l’orbite vers le milieu de la tête des deux côtés, puis décapitez les écrevisses.

Le sang de la préparation sera collant lorsqu’il essaiera, alors lavez les outils une fois terminés. Ensuite, coupez les pattes et les griffes. Ensuite, les nageoires caudales gauche et droite, laissant la nageoire caudale médiane coupée le long de la face dorsale de l’abdomen jusqu’à ce que le dernier segment soit atteint.

Coupez ensuite le long du dernier segment et de l’autre côté. Retirez la coquille dorsale. Placez les écrevisses disséquées dans la boîte de Pétri tapissée de sigar.

Pauvre saline pour écrevisses. Pour couvrir la préparation, utilisez des broches de dissection pour fixer la préparation à la boîte de Pétri. L’intestin postérieur est généralement entouré d’une masse de vaisseaux sanguins et de tissu conjonctif.

Retirez-les à l’aide d’une pince. En prenant soin de ne pas endommager l’intestin. L’intestin postérieur est maintenant visible le long de l’abdomen.

Laissez la préparation d’écrevisses disséquées reposer dans la solution saline pendant environ 10 minutes afin qu’elle puisse se remettre du choc de la dissection et de l’exposition à la solution saline. Surveillez les lentes contractions péristaltiques de l’intestin postérieur. Pour commencer, le taux de contractions peut maintenant être calculé.

Comptez le nombre de contractions qui se produisent en 30 secondes et notez-le dans un journal. Notez également le type de contractions qui se produisent et si elles sont péristaltiques ou spastiques. Notez la direction de toutes les ondes péristaltiques.

Comptez le taux de contractions près de l’anus et au milieu de l’abdomen, voyez s’il y a des différences de taux entre ces deux régions. Ayez une variété de solutions d’essai prêtes et à la même température que la solution saline de bain. La première solution testée ici sera une sérotonine micromolaire fabriquée dans une solution saline d’écrevisses.

À l’aide d’une pipette, retirez la solution saline de la cavité de l’abdomen exposé de la craie et appliquez la solution micromolaire de sérotonine directement sur l’intestin postérieur. Immédiatement après avoir ajouté la nouvelle solution, attendez 30 secondes, puis comptez 30 secondes de contractions dans la région près de l’anus, puis comptez les 30 secondes suivantes de contractions à mi-chemin le long de l’abdomen. Notez ces chiffres dans un tableau et notez également le type de contractions qui se produisent. Prochain.

Versez la solution d’essai de la boîte d’enregistrement et rincez l’intestin postérieur plusieurs fois avec une solution saline normale pour écrevisses. Rincez ensuite la préparation toutes les 30 secondes pendant cinq minutes. À ce stade, vous pouvez ajouter la solution de test suivante, qui dans cette démonstration est une topamine micromolaire.

Notez vos observations comme précédemment et répétez ce processus pour le reste des composés d’essai. Lorsque vous utilisez plusieurs concentrations de la même substance, assurez-vous de commencer par la concentration la plus faible et d’atteindre des concentrations plus élevées. La configuration pour mesurer la force des contractions gastro-intestinales comprend un ordinateur portable avec le logiciel lab chart seven, le pod bridge, le laboratoire d’alimentation, 26 T et le transducteur de force.

Avant de pouvoir mesurer la force des contractions du muscle gastro-intestinal, vous devez isoler le tractus gastro-intestinal. Pour ce faire, coupez les muscles du dernier segment abdominal, placez deux broches ou plus à travers la cuticule ventrale molle de chaque côté de l’anus, puis coupez le reste de l’abdomen, laissant l’intestin postérieur et l’anus attachés à un petit morceau de cuticule. L’intestin doit être coupé près de la jonction du thorax et de l’abdomen.

Déplacez maintenant le tractus gastro-intestinal dans un plat peu profond avec un fond recouvert de sard. Il y a un vaisseau sanguin qui longe la face dorsale du tractus gastro-intestinal. Retirez-le soigneusement du tractus gastro-intestinal.

Versez du sérum physiologique d’écrevisses fraîches sur la préparation. Déplacez le capteur de force sur la préparation. Regardez attentivement la goupille qui est collée au bas du capteur de force.

L’extrémité qui s’accroche à l’intestin a une petite courbure. Accrochez le petit pli de la goupille à l’extrémité coupée de l’intestin arrière. Après avoir accroché l’intestin arrière, déplacez légèrement le plat jusqu’à ce que l’intestin postérieur soit tendu.

Soyez prudent avec cette étape car l’estomac doit être tendu, mais pas trop serré. Être trop serré pourrait endommager le muscle. Lorsque le plat est dans la position optimale, utilisez de la cire ou de l’argile pour maintenir le plat stable.

Ensuite, démarrez le logiciel. Pour commencer l’enregistrement, ouvrez le logiciel de tableau de laboratoire. Fermez le tableau de laboratoire, centre d’accueil.

Allez dans la configuration en haut à gauche. Cliquez sur les paramètres de la chaîne en bas à gauche. Modifiez les paramètres de la chaîne pour qu’elle n’ait qu’une seule chaîne.

Cliquez sur OK à droite de l’écran. Passez au canal un, ouvrez le module de pont. Réglez la plage sur le réglage le plus sensible, 200 microvolts dans ce cas en haut du tableau dans le coin droit.

Réglez les cycles par seconde sur 2K. Vous êtes maintenant prêt à enregistrer. Cliquez sur Démarrer pour vous assurer que la configuration fonctionne correctement.

Touchez légèrement l’embout de la sonde à l’aide d’une pipette. Vous devriez voir un changement de force enregistré par le logiciel. Cliquez sur arrêter le logiciel, puis sur démarrer et laissez le programme s’exécuter.

Pendant environ 20 secondes, cliquez sur arrêter et ajoutez un commentaire intitulé solution saline. Calculez uniquement le taux de contractions en mesurant le temps écoulé entre le début d’une déviation et le début de la suivante, ou en comptant la déviation totale sur une minute ou deux. Calculez le taux en contractions par minute ou en contractions par seconde en fonction de la rapidité avec laquelle elles se produisent.

Pour mesurer la force des contractions, utilisez une mesure relative pour comparer les contractions dans différentes conditions sur le fichier enregistré. Déplacez le marqueur M jusqu’à la ligne de fond, puis déplacez le curseur jusqu’au sommet de la déviation et notez la valeur indiquée en haut à droite de l’écran. Il s’agit d’une valeur delta qui correspond à la différence entre M et le sommet.

Notez que le curseur doit être maintenu immobile au sommet afin de mesurer le changement. Déplacez ensuite le marqueur M et le curseur sur la forme d’onde suivante qui vous intéresse et répétez la mesure pour examiner l’effet des modulateurs. Sur cette préparation, remplacez lentement la solution saline par une solution d’essai.

Dans ce cas, une sérotonine micromolaire, et continuez à enregistrer le taux et la force des contractions comme dernier test. Pour cette préparation, testez si les inhibiteurs de jonction lacunaire modifient le taux ou la force des contractions, les inhibiteurs de jonction lacune comprennent un éthanol hexadécimal ou une solution saline qui a été bullée avec du dioxyde de carbone. Ces composés sont utilisés en dernier car ils peuvent endommager les fibres musculaires après une exposition prolongée pour comparer l’effet des différents composés, représenter graphiquement les données sur un tableau.

Une autre utilisation intéressante de cette préparation est d’enregistrer la force générée par les muscles circulaires. Cependant, si vous avez appliqué des inhibiteurs de jonction lacunaire à votre préparation, les inhibiteurs peuvent avoir endommagé les muscles circulaires, auquel cas vous devriez utiliser une préparation fraîche pour l’intestin postérieur pour tester les muscles circulaires. Pour exposer les muscles circulaires, fendez le tube de l’intestin dans un plan longitudinal avec des ciseaux fins.

À l’aide d’épingles fines, fixez solidement un côté au plat. Fixez la goupille crochue du transducteur de l’autre côté de la bande. Exposez la préparation aux mêmes composés que ceux qui ont été testés sur les muscles longitudinaux, la relation entre les composés testés et le nombre et le type de contractions sont montrés ici.

Vous pouvez représenter graphiquement le nombre de contractions en fonction du temps pour les solutions salines, de sérotonine et de glutamate. Vous pouvez représenter graphiquement le nombre de contractions en fonction de la force des contractions en millivolts pour les solutions salines de sérotonine et de glutamate. Ces greffes peuvent être effectuées à la fois pour les muscles longitudinaux et circulaires afin de tester si les muscles longitudinaux et circulaires des différentes régions de l’intestin présentent des réponses différentes aux différents modulateurs.

Les expériences ci-dessus peuvent être répétées sur différentes régions de l’anus et le long de l’abdomen. Lors de la tentative de cette procédure, il est important de se rappeler de faire attention à ne pas endommager le tractus gastro-intestinal avec la pince à épiler et à ne pas tirer trop fort avec le capteur de force Suite à cette procédure. D’autres méthodes telles que l’électrophysiologie, les enregistrements du muscle peuvent être effectuées pour résoudre d’autres problèmes tels que les fonctions et les modulations des canaux ioniques, et qui peuvent servir de modèle et d’autres tissus dans d’autres modèles animaux.