Les techniques de traitement des yeux implantés avec une prothèse rétinienne pour localisée histopathologique Analyse: Partie 2 épirétinienne implants avec des bords de la rétine

Les prothèses rétiniennes avec des composants en métal dur ne sont pas compatibles avec les processus histologiques traditionnels. Nous décrivons ici des techniques d’évaluation de la santé de l’œil directement adjacent à un implant rétinien fixé épirétinien avec un T métallique.Ceci est accompli en nucléant et en fixant d’abord l’œil selon le protocole décrit dans une vidéo d’accompagnement, puis en disséquant un échantillon de tissu, qui comprend l’implant et le T rétinien.La deuxième étape consiste à déshydrater progressivement l’échantillon de tissu, puis à l’intégrer dans une résine époxy dans l’orientation souhaitée à l’aide d’un processus d’intégration en deux étapes. Ensuite, le bloc de résine final est monté dans un support spécial et meulé progressivement jusqu’à ce qu’une section transversale à travers l’implant et le tissu oculaire environnant soit exposée au niveau souhaité.

La dernière étape consiste à colorer la surface du tissu exposé, puis à imager et à photographier avec un microscope de dissection à haute puissance pour visualiser l’architecture cellulaire adjacente à la prothèse implantée. Ces étapes sont ensuite répétées plusieurs fois si nécessaire. En fin de compte, une série d’images en coupe transversale de l’échantillon de tissu, y compris l’implant in situ, est recueillie et peut être utilisée pour affiner la conception du dispositif ou de la chirurgie, ainsi que pour aider à évaluer la sécurité de la prothèse particulière.

Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes telles que l’histologie de coupe traditionnelle basée sur la lame, est que les objets implantés dans le cœur, y compris les composants métalliques, peuvent rester in situ pendant la procédure, ce qui permet de visualiser l’interface tissulaire de l’implant. Cette méthode peut répondre à des questions clés dans le domaine des prothèses rétiniennes, telles que l’évaluation de l’intégrité structurelle du tissu oculaire délicat adjacent à une prothèse rétinienne implantée. Après l’énucléation de l’œil et la fixation comme décrit dans une vidéo JoVE, visualisez l’implant et le point où il est fixé à l’extérieur de l’œil.

À l’aide d’une lame de 15 degrés. Faites une incision transcornéenne circonférentielle et retirez la coiffe cornéenne pour révéler l’intérieur du globe oculaire. Notez que le cristallin a déjà été retiré lors de la vitrectomie de lentille, qui fait partie de l’intervention chirurgicale de cet implant épirétinien.

Ensuite, désinsérez, insérez l’iris et les éventuelles fibres Z résiduelles du cristallin pour révéler la chambre postérieure avec l’implant épirétinien et le T métallique in situ. En fonction de l’implant et de l’étude effectuée, retirez les composants superflus avant de poursuivre la dissection. Dans le présent exemple, le réseau épirétinien évalué se compose d’un prototype d’électrode hermétique, d’électrode en diamant et d’un boîtier électronique logé dans un support en silicone conforme.

Disséquez soigneusement un échantillon qui comprend le collant et le tissu environnant dans l’orientation souhaitée. Utilisez des ciseaux de dissection fins pour couper des bandes de pleine épaisseur à l’arrière de l’œil, y compris la sclère, la choroïde et la rétine. Ici, extrayez soigneusement l’ensemble d’électrodes en diamant par dissection fine avec le scalpel.

Laissez le corps en silicone de l’implant avec le tack rétinien et les restes du câblage en platine. Prenez un échantillon qui donne une coupe transversale longitudinale de l’adhérence montrant toutes les couches rétiniennes adjacentes à l’adhérence. Remettez ensuite l’échantillon à 70 % d’éthanol.

Déshydrater l’échantillon pendant trois jours par étapes progressives d’éthanol. Tout d’abord, déshydratez l’échantillon dans de l’éthanol à 70 % pendant deux heures, deux fois. Ensuite, déshydratez l’échantillon dans de l’éthanol à 80 % pendant deux heures deux fois, puis pendant la nuit du lendemain, déshydratez l’échantillon dans de l’éthanol à 90 % pendant deux heures, puis déshydratez l’échantillon dans de l’éthanol à 100 % pendant deux heures deux fois, puis pendant la nuit.

Enfin, déshydratez l’échantillon dans de l’acétone à 100 % pendant deux heures. Retirez l’échantillon de l’acétone et observez-le au microscope optique pendant qu’il sèche à l’air libre à température ambiante. L’élimination du liquide des tissus mous entraîne l’effondrement des cellules et le rétrécissement.

L’échantillon sera transféré dans de l’époxy juste avant qu’il ne commence à s’enrouler et à s’effondrer. L’expérience permet de mieux comprendre le moment où l’enroulement et l’effondrement des tissus se produisent. Pour enrober l’échantillon dans de la résine époxy transparente, immergez le tissu oculaire dans de l’époxy liquéfié dans un récipient refermable approprié.

Dégazez doucement l’époxy dans une chambre à vide et laissez-le durcir toute la nuit à température ambiante. Prenez soin d’encastrer l’échantillon dans l’orientation souhaitée en redimensionnant l’époxy durci et l’échantillon à l’aide d’une scie à ruban et d’un roseau Le bloc redimensionné contenant le tissu oculaire dans de l’époxy liquéfié frais de sorte que l’axe long de l’adhérence soit orienté parallèlement au fond du moule. Utilisez un peu de super colle pour fixer l’échantillon redimensionné au bas du porte-échantillon.

Remplissez le porte-échantillon d’époxy liquéfié et dégazez comme avant, laissez durcir toute la nuit. Ensuite, montez la résine dans un porte-échantillon de broyage et broyez manuellement l’échantillon à 230 à 250 tr/min avec de l’eau à l’aide de papier carbure de silicium. Pour la teinture, trempez la surface du sol dans une teinture bleu toine pendant trois à cinq minutes ou jusqu’à ce que la tache se développe.

Après avoir rincé l’échantillon à l’eau du robinet, imagez la surface du sol de l’échantillon avec une dissection de puissance plus élevée. Portée. Pour visualiser les couches cellulaires de la rétine, appliquez une goutte d’eau distillée sur la surface supérieure de l’époxy juste au-dessus de l’échantillon. Pour lisser la diffraction à l’interface époxy air.

Utilisez une source lumineuse à col de cygne à fibre optique pour éclairer l’échantillon. Répétez les étapes de broyage et d’imagerie à chaque fois que vous broyez une épaisseur prédéfinie d’échantillon. L’incrément de meulage minimum, précis et reproductible du porte-échantillon est de 20 microns.

Ce processus est répété progressivement jusqu’à ce qu’une coupe transversale à travers l’implant et le tissu oculaire environnant soit exposée au niveau souhaité. Montré. Voici des exemples d’images de tissu rétinien visualisé immédiatement à côté d’un T rétinien en titane à divers moments du processus de meulage. Les images montrent des sections longitudinales de l’adhérence pénétrant à travers l’œil et sortant de la sclérotique adjacente à la rétine colorée et non colorée en silicone et en bleu de toluidine.

décollement et un pliage non artificiels de la rétine peuvent être observés de chaque côté du silicone à faible et à haute puissance. La tige de l’accroche est visible incrustée dans du silicone, et la tête de l’accroche a pénétré la rétine et la sclère. Ici, il est évident qu’il y a un décollement rétinien non artificiel dans la rétine non colorée de chaque côté du silicone visualisé à la fois à faible et à haute puissance.

L’exemple a montré qu’il existe une désorganisation rétinienne adjacente à l’adhérence et à la compression de la rétine d’un côté en raison d’un angle d’insertion oblique. Lors de la tentative de cette procédure, il est important de ne pas oublier d’intégrer, d’orienter et d’ancrer l’échantillon avec soin, de sorte que les surfaces au sol résultantes soient alignées dans le plan souhaité. De plus, plusieurs photographies doivent être collectées à chaque étape de broyage, car les échantillons de sol ne peuvent pas être récupérés aujourd’hui.

Cette méthode peut donner un aperçu de l’histologie des prothèses rétiniennes. Il peut également être appliqué pour visualiser l’interface tissulaire du dispositif dans d’autres systèmes qui utilisent des composants implantés durs tels que des implants cérébraux profonds, des stents vasculaires ou des prothèses orthopédiques.