Les techniques de traitement des yeux implantés avec une prothèse rétinienne pour localisée histopathologique Analyse: Partie 2 épirétinienne implants avec des bords de la rétine

Les prothèses rétiniennes comportant des composants métalliques rigides ne sont pas compatibles avec les procédés histologiques traditionnels. Nous décrivons ici des techniques permettant d'évaluer la santé de l'œil directement adjacent à un implant rétinien fixé de manière épirétinale à l'aide d'une prothèse en forme de T métallique. Cette évaluation est réalisée en premier lieu en nucléant et en fixant l'œil selon le protocole décrit dans une vidéo complémentaire, puis en disséquant un échantillon de tissu comprenant l'implant et la prothèse rétinienne en forme de T. La deuxième étape consiste à déshydrater progressivement l'échantillon de tissu, puis à l'incorporer dans une résine époxy selon l'orientation souhaitée, à l'aide d'un procédé d'inclusion en deux étapes. Ensuite, le bloc final de résine est monté dans un support spécial et poli progressivement jusqu'à l'exposition d'une coupe transversale passant par l'implant et les tissus oculaires environnants, au niveau souhaité.

La dernière étape consiste à réaliser une coloration de surface du tissu exposé, puis à imager et photographier à l’aide d’un microscope stéréoscopique de forte puissance afin de visualiser l’architecture cellulaire adjacente à la prothèse implantée. Ces étapes sont ensuite répétées plusieurs fois selon les besoins. En définitive, une série d’images en coupe transversale à travers l’échantillon de tissu, incluant la prothèse in situ, est recueillie et peut être utilisée pour affiner la conception du dispositif ou de la chirurgie, ainsi que pour aider à évaluer la sécurité de la prothèse particulière.

Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, comme l'histologie par coupe au rasoir traditionnel, est que les objets implantés dans le cœur, y compris les composants métalliques, peuvent rester en place pendant la procédure, permettant ainsi la visualisation de l'interface entre l'implant et le tissu. Cette méthode permet de répondre à des questions essentielles dans le domaine de la prothèse rétinienne, telles que l'évaluation de l'intégrité structurelle du tissu oculaire délicat adjacent à une prothèse rétinienne implantée. Après l'énucléation de l'œil et la fixation décrite dans une vidéo JoVE associée, visualisez l'implant et le point où il est fixé à l'extérieur de l'œil.

À l’aide d’un bistouri de 15 degrés, réalisez une incision transcornéenne circulaire et retirez le cap corneen afin de découvrir l’intérieur du globe oculaire. Notez que le cristallin a été préalablement retiré lors de la lentectomie-vitrectomie, qui fait partie de la procédure chirurgicale pour cet implant épimaculaire.

Ensuite, désinfectez, insérez l'iris et tous les fibres Z résiduelles du cristallin afin de mettre au jour la chambre postérieure avec l'implant épirétinien et le métal T en place. Selon l'implant et l'étude réalisée, retirez les composants superflus avant toute dissection supplémentaire. Dans le présent exemple, le réseau épirétinien évalué est constitué d'un prototype hermétique, comprenant un électrode en diamant et un ensemble électronique logé dans un support en silicone conforme.

Dissez soigneusement un échantillon comprenant le clou et les tissus environnants dans l'orientation souhaitée. Utilisez des ciseaux de dissection fins pour découper des bandes en épaisseur totale à partir de la face postérieure de l’œil, incluant la sclérotique, la choroïde et la rétine. Extrayez ici délicatement le boîtier de l’électrode en diamant par dissection fine à l’aide du scalpel.

Laissez le corps en silicone de l'implant ainsi que l'épingle rétinienne et les restes du câblage en platine. Prélevez un échantillon qui donne une coupe transversale longitudinale de l'épingle, montrant toutes les couches rétiniennes adjacentes à l'épingle. Puis remettez l'échantillon dans de l'éthanol à 70 %.

Déshydratez l'échantillon pendant trois jours selon des étapes progressives d'éthanol. Tout d'abord, déshydratez l'échantillon dans de l'éthanol à 70 % pendant deux heures, deux fois. Ensuite, déshydratez l'échantillon dans de l'éthanol à 80 % pendant deux heures, deux fois, puis laissez déshydrater toute la nuit le lendemain dans de l'éthanol à 90 % pendant deux heures, deux fois. Poursuivez ensuite par la déshydratation de l'échantillon dans de l'éthanol à 100 % pendant deux heures, deux fois, puis toute la nuit.

Enfin, déshydratez l'échantillon dans de l'acétone à 100 % pendant deux heures, deux fois. Retirez l'échantillon de l'acétone et observez-le au microscope optique pendant qu'il sèche à l'air à température ambiante. L'élimination du liquide des tissus mous entraîne l'effondrement des cellules et une rétraction.

L'échantillon sera transféré dans de l'époxy juste avant qu'il ne commence à se recourber et à s'effondrer. L'appréciation du moment où se produisent le recourbement et l'effondrement du tissu s'acquiert avec l'expérience. Pour inclure l'échantillon dans une résine époxy transparente, plongez le tissu oculaire dans de l'époxy liquide contenu dans un récipient hermétique approprié.

Débarrassez délicatement l'époxy de ses bulles d'air dans une chambre à vide et laissez-le durcir toute la nuit à température ambiante. Veillez à incorporer l'échantillon dans l'orientation souhaitée en redimensionnant le bloc d'époxy durci ainsi que l'échantillon à l'aide d'une scie à ruban et d'une lime. Placez le bloc redimensionné contenant le tissu oculaire dans de la résine époxy fraîchement liquéfiée de sorte que l'axe longitudinal de l'échantillon soit orienté parallèlement au fond du moule. Utilisez une goutte de colle cyanoacrylate pour fixer fermement l'échantillon redimensionné au fond du porte-échantillon.

Remplissez le porte-échantillon avec de l'époxy liquéfié et dégazez comme précédemment, puis laissez polymériser toute la nuit. Ensuite, montez la résine dans un porte-échantillon de meulage et brossez manuellement l'échantillon à 230 à 250 tr/min avec de l'eau en utilisant du papier de carbure de silicium. Pour la coloration, plongez la surface meulée dans la teinture bleue de toine pendant trois à cinq minutes ou jusqu'à apparition de la coloration.

Après avoir rincé l'échantillon à l'eau du robinet, observez la surface polie de l'échantillon au moyen d'un stéréomicroscope à fort grossissement. Pour visualiser les couches cellulaires de la rétine, appliquez une goutte d'eau distillée sur la surface supérieure de l'époxy juste au-dessus de l'échantillon. Ceci permet d'atténuer la diffraction à l'interface air-époxy.

Utilisez une source de lumière à col de cygne à fibre optique pour éclairer l'échantillon. Répétez les étapes de meulage et d'acquisition d'image à chaque fois que vous enlevez une épaisseur prédéfinie d'échantillon. L'incrément de meulage minimal précis et reproductible du porte-échantillon est de 20 micromètres.

Ce processus est répété de manière incrémentielle jusqu'à l'exposition d'une coupe transversale à travers l'implant et les tissus oculaires environnants au niveau souhaité. Voici des exemples d'images de tissu rétinien visualisé immédiatement adjacent à une broche rétinienne en titane à différents stades du processus de meulage. Les images montrent des sections longitudinales de l'épingle traversant l'œil et sortant par la sclérotique, avec la rétine adjacente en silicone, colorée au bleu de toluidine ou non colorée.

Un décollement et un repliement rétiniens non artéfactuels peuvent être observés de chaque côté du silicone, aussi bien en faible qu'en forte puissance. La tige de l'épingle est visible, intégrée au silicone, et la tête de l'épingle a pénétré la rétine et la sclérotique. On constate ici qu'il existe un décollement rétinien non artéfactuel dans la rétine non colorée de chaque côté du silicone, observé aussi bien en faible qu'en forte puissance.

L'exemple a montré qu'il existe un désordre rétinien adjacent à l'épingle et une compression de la rétine sur un côté en raison d'un angle d'insertion oblique. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler d'insérer, d'orienter et de couper l'échantillon avec soin, de sorte que les surfaces obtenues par meulage soient alignées dans le plan souhaité. En outre, plusieurs photographies doivent être prises à chaque étape de meulage, car les échantillons meulés ne peuvent pas être récupérés aujourd'hui.

Cette méthode peut fournir des informations sur l'histologie des prothèses rétiniennes. Elle peut également être appliquée pour visualiser l'interface entre le dispositif et le tissu dans d'autres systèmes utilisant des composants implantés rigides, tels que les implants cérébraux profonds, les stents vasculaires ou les prothèses orthopédiques.