Name: Code-barres génétique avec protéines fluorescentes pour des applications multiplexés (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 14 s
Description: Découvrez le codage fluorescent de cellules mammifères par protéines fluorescentes pour des analyses multiplexées en haut débit. Cette méthode permet de suivre simultanément plusieurs populations cellulaires distinctes.

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Nous tenons à remercier le Dr Garry Nolan de l&#39;Université Stanford pour fournir la lignée cellulaire d&#39;emballage Phoenix GP pour la production de particules rétrovirales. Nous remercions le Dr Roger Tsien à l&#39;Université de Californie à San Diego pour fournir td tomate. Nous tenons également à remercier le Fonds de San Diego State University cytométrie de flux de base pour leur service et de l&#39;aide.

1. Préparation de cellules de mammifères, la production virale et la transduction des codes à barres génétique <ol><li> Plate 2,5 x 10 6 cellules adhérentes dans une plaque de 10 cm (soit environ 50-60% de confluence) un jour avant la transfection dans du milieu Eagle modifié par Dulbecco (DMEM) avec 10% de sérum de veau foetal (SVF). Pour une utilisation en production rétrovirale emballage lignée cellulaire de choix tels que Phoenix-GP (une sorte cadeau de Gary Nolan, l&#39;Université de Stanford). NOTE: La lignée cellulaire d&#39;emballage exprime de manière stable Gag et Pol protéines pour la formation de particules rétrovirales en trans. Assurez-vous que les cellules sont en bonne santé et collée à la plaque dans une monocouche, avant la transfection. </li><li> 24 h plus tard, préparer le mélange d&#39;ADN de transfection. <ol><li> Pour 125 ul de DMEM sans sérum ajouter 3 ug d&#39;enveloppe du virus de la stomatite vésiculaire vecteur glycoprotéine (pCI-VSVg) et 3 ug de vecteur de transfert portant le gène de la protéine fluorescente d&#39;intérêt. Mélanger et ajouter 15 pi de polyéthylimine (2 mg / ml). </li><li> Incuber mélange à la température ambiante pendant 15 minutes et ajouter aux cellules goutte à goutte. REMARQUE: polyéthylimine est ajouté au mélange homogène de l&#39;ADN en tant que réactif de transfection pour la formation de polyplexes. Afin d&#39;obtenir des particules virales portant différents marqueurs protéiques fluorescents, chaque transfection effectuer de façon indépendante avec le marqueur de sélection. Rappelez-vous que le vecteur de transfert rétroviral est d&#39;environ 7 kb de longueur et ne peut être emballé si supérieure à 10 ko. </li></ol></li><li> Incuber les plaques à 37 ° C. Afin d&#39;augmenter virales lieu de production des plaques à 30 ° C ou 32 ° C à la place. NOTE: 24 heures après les médias de transfection peuvent être remplacés par 7 ml de milieu frais, et bien que cela peut améliorer la santé cellulaire, il peut diminuer la charge virale dans le surnageant. </li><li> 48 heures après transfection recueillir les particules virales contenant surnageant et le filtre avec un filtre de 0,45 uM de polytétrafluoroéthylène. Utilisez surnageant viral fraîchement prélevé pour la transduction. OthErwise garder surnageant en aliquots à -80 ° C et éviter le gel-dégel. Rappelez-vous que le titre viral diminuera probablement jusqu&#39;à 50% à chaque cycle de congélation-décongélation. </li><li> ligne de choix 24 heures avant de la cellule de la plaque à transduction si adhérent, ou immédiatement avant transduction si non-adhérent. Graine 2,0 x 10 5 à 3,0 x 10 5 cellules adhérentes (ici Huh 7.5.1 et HEK 293T) ou 5,0 x 10 5 à 1 x 10 6 cellules non adhérentes (ici SupT1) par puits dans une plaque à 6 puits. REMARQUE: Assurez-vous de calibrer le nombre de cellules à ensemencer avant transduction, particulièrement pour les cellules adhérentes, afin d&#39;atteindre un cellules confluence d&#39;environ 60% au moment de la transduction. </li><li> Ajouter 5 ug / ml Polybrene (bromure de hexadimethrene) aux cellules ensemencées puis ajouter surnageant viral déjà recueillis pour obtenir autour de 20 à 40% d&#39;infection (ici 2 ml). NOTE: Le MOI ou le pourcentage d&#39;infection est le plus souvent arbitraires, comme le tri permettra d&#39;amplifier toute subpopulation de cellules. De toute évidence, un taux d&#39;infection élevé facilite et accélère le processus d&#39;amplification. </li><li> Transduire des cellules par centrifugation dans un rotor à godets de suspension à 1500 xg pendant 32 min à 120 ° C. Remettre en suspension les cellules non adhérentes par du milieu frais avant l&#39;incubation. Pour les cellules adhérentes, remplacer par Fresh Media 24 h post-transduction. NOTE: Il est recommandé de sceller les plaques avant la centrifugation avec du parafilm pour éviter de renverser plus. Pour augmenter la diversité des cellules génétiquement code-barres, la transduction de cellules avec des particules virales portant différentes protéines fluorescentes (obtenus à partir de l&#39;étape 1.4). Lors du choix des marqueurs fluorescents, assurez-vous qu&#39;ils sont compatibles avec l&#39;instrumentation et ils ont des paramètres fluorescents distinguables. </li></ol> 2. Sélection et amplification de cellules génétiquement BarCoded <ol><li> Analyser les cellules de mammifères transduites par cytométrie de flux au moins 72 heures après transduction pour quantifier le taux de pourcentage de transduction. Utilisez une lignée de cellules non-transduites comparables comme contrôle négatif. NOTE: Comme tri sera utilisé pour purifier des populations de cellules individuelles à code-barres, un pourcentage élevé de transduction initiale, tout pas nécessaire, devrait accélérer le processus d&#39;amplification. </li><li> Utiliser le trieur cellulaire de choix pour obtenir les cellules qui expriment la protéine d&#39;intérêt. <ol><li> A cet effet, se assurer que les portes sont correctement réglés dans les bons canaux. <ol><li> Pour ce faire utiliser la même lignée cellulaire naïve comme contrôle négatif et régler la tension paramètre / canal de sorte que la population négative, est inférieure à la valeur de 10 trois sur chaque axe fluorescent. Déterminer déclenchement pour une fluorescence positive que les événements qui apparaissent au-dessus de celui du témoin négatif pour chaque canal fluorescent. </li></ol></li><li> Soyez conscient que chaque instrument peut varier et la tension correcte pour déterminer déclenchement devrait être ajustée en conséquence, ce qui rend les contrôles positifs et négatifs impératives dans chaque experimental configuration. <ol><li> Pour la détection de fluorescence dans ce dispositif expérimental utiliser le canal FITC (530/30 du filtre passe-bande a procédé par une longue filtre 502 passe) pour eGFP, le canal de PE (585/42 filtre passe-bande a procédé par un filtre 556 long passe) pour td tomate et le canal APC (660/20 filtre passe-bande) pour E2 Crimson. NOTE: Le laser 488 nm excite eGFP et td Tomato tandis que Crimson E2 est excité par le laser 633 nm. </li></ol></li></ol></li><li> Trier dans 15 ml tubes coniques avec 1 ml de 100% de SVF. NOTE: Le processus de tri des populations de cellules fluorescentes ne est pas obligatoire que l&#39;on peut directement procéder à la sorte de clones individuels (voir ci-dessous). Tri populations stricts basés sur la fluorescence choisie garantit une population de sauvegarde pour la sélection future des clones individuels. Gardez à l&#39;esprit que les cellules individuelles sont parfois difficiles à cultiver alors qu&#39;une grande population de cellules peut être facilement congelé, puis décongelé et amplifié à un stade ultérieur. </li><li> Spvers le bas dans les populations triées dans un rotor centrifuge suspension du godet à 524 g à 32 ° C pendant 5 minutes pour sédimenter les cellules. Remettre en suspension dans 1 ml de milieu frais, et ré-plaque afin que la confluence des cellules de la cellule est inférieur à 60% pour permettre la croissance et la division d&#39;au moins deux jours. <ol><li> Par exemple, les cellules adhérentes dans des plaques à environ 3 x 10 5 cellules dans 2 ml de milieu par puits dans une plaque à 6 puits et 2 x 10 6 cellules dans 2 ml de milieu dans une plaque de 6 cm. Utilisation du DMEM pour les cellules adhérentes et un milieu RPMI pour les cellules non adhérentes (ou ne importe quel support spécifié si nécessaire). Passer cellules étalées dans un incubateur à 37 ° C pendant plusieurs jours pour permettre l&#39;amplification. </li></ol></li></ol> 3. Obtenir des populations de cellules clonales génétiquement BarCoded à différentes intensités <ol><li> Obtenir des populations clonales de cellules transduites initialement (étape 1.7) ou de la population triée (étape 2.3). NOTE: Cela permettra d&#39;assurer un niveau égal ou similaire d&#39;expression de la protéine fluorescente entre tous la cellules au sein de la population (une population serré avec un petit CV en intensité de fluorescence moyenne de près de 40%). <ol><li> A cet effet, les cellules de tri simples dans des plaques à 96 puits avec une unité de dépôt de cellules automatisé (ACDU). Réglez portes pour le tri selon les populations d&#39;intérêt. Assurer portes sont fixés au moins une échelle logarithmique à part pour obtenir des populations distinctes au moment de choisir les cellules à différentes intensités fluorescentes. Pour la procédure indiquée ici, utiliser le même cytométrie en flux expérimental mis en place que celle décrite dans l&#39;étape 2.2. </li></ol></li><li> Amplifier clones individuels dans un incubateur à 37 ° C pendant au moins deux semaines. Par l&#39;intermédiaire du processus d&#39;amplification analyser les cellules au microscope pour se assurer que les populations croissantes proviennent de cellules individuelles et non pas à partir de plus d&#39;un. NOTE: Rappelez-vous que la trieuse placera une cellule par puits en moyenne, et même si certains puits peuvent ne pas avoir ne importe quelle cellule du tout, d&#39;autres peuvent avoir plus d&#39;un. <ol><li> Pour se assurer qu&#39;un population se pose d&#39;une cellule seule, être extrêmement doux avec la plaque et ne jamais déranger les puits par pipetage. Observer la plaque, puits par puits, sous le microscope. REMARQUE: Alors que les cellules individuelles peuvent parfois être difficiles à identifier, une fois qu&#39;ils commencent à se diviser, ils seront facilement reconnaissables. </li><li> Soyez conscient que, souvent, les cellules &#39;bouquet&#39; le long des bords. Jeter ces puits où plusieurs populations clonales peuvent être observés et de garder ceux qui ont une population serré. NOTE: Il est conseillé de transférer ceux en plaques plus grandes pour l&#39;amplification. </li></ol></li><li> Tamiser les populations clonales putatifs en les analysant par cytométrie en flux. Comparez-les à un contrôle négatif en utilisant le même dispositif expérimental cytométrie de flux. <ol><li> Analyser seulement un pourcentage de l&#39;échantillon et de garder le reste comme sauvegarde. Choisissez les populations les plus nettement distincts fondés sur l&#39;intensité moyenne et l&#39;étanchéité de la population. Amplifier au besoin ou congeler stocksdes milieux de congélation avec 20% de glycérol à -80 ° C pour de courtes périodes de temps ou de l&#39;azote liquide pour plus longtemps. NOTE: Ne oubliez pas qu&#39;un «véritable» population clonale devrait avoir un profil de fluorescence très serré. </li></ol></li></ol> 4. Assurer capacités de multiplexage pour criblage à haut débit (HTS) <ol><li> Moissonneuse autant de populations clonales distinctes selon les besoins qui peuvent être en outre utilisée dans un format multiplexé. Choisir clones avec absorption / spectres d&#39;émission distinguables et / ou des intensités différentes. Si un format de plaque à 96 puits est utilisée, qui est approprié pour HTS, ensemencer 50 000 cellules dans 200 pi par puits. NOTE: Gardez à l&#39;esprit que le nombre de cellules est seulement une estimation et peut changer en fonction du type de cellule et se il est adhérent ou non. </li><li> Analyser l&#39;échantillon en utilisant la cytométrie de flux pour assurer que chacune des lignées cellulaires indépendantes établies fluorescentes peuvent être distingués les uns des autres. Avant de préparer l&#39;analyse négativeet les contrôles de couleur unique pour définir les paramètres et les valeurs de rémunération. NOTE: Réglage des paramètres de distinguer clairement les populations mixtes leur permettra d&#39;être encore utilisé dans un format multiplexé. </li></ol> 5. Adapter lignées cellulaires génétiquement Barcoded à l&#39;application biologique de choix <ol><li> Transduction établies génétiquement code-barres lignées cellulaires avec des particules virales qui contiennent les éléments d&#39;analyse de choix, tel que décrit ici, à Stolp et al., 2013 59. Ne oubliez pas que le test de choix devrait occuper un canal supplémentaire fluorescente et distinguables et donc il doit être transféré à la ligne de code à barres cellulaire appropriée. NOTE: Chaque lignée cellulaire code-barres peut supporter un dosage différent. </li><li> Cellules à code-barres Trier génétiquement fluorescentes pour ceux qui contiennent des éléments dosage. NOTE: les éléments de dosage peuvent être conçus couplé à un marqueur fluorescent ou d&#39;une protéine (comme une fusion ou à travers un site d&#39;entrée interne du ribosome) fou la détection directe par Western blot, cytométrie en flux ou microscopie. Le système utilisé dans ce protocole repose sur l&#39;expression en surface HA epitope seul, ou avec plus d&#39;expression de l&#39;épitope FLAG. <ol><li> Colorer les populations clonales contenant le dosage avec des anticorps couplés HA et APC-fluorescence. Puis analyser les populations clonales avec anti-FLAG et la coloration d&#39;anticorps conjugué à FITC. </li><li> Pour retracer l&#39;essai, analyser ou «décoder» les populations dans le canal approprié où les lignées cellulaires génétiquement distinctes code-barres peuvent être distingués. Ici, décoder la nature du substrat en analysant dans le canal pour la détection du PE td tomate. </li></ol></li></ol>

Les auteurs ne ont rien à divulguer.

Voici deux procédures bien établies ont été combinées; génie génétique grâce à la technologie rétroviral et la détection des protéines fluorescentes utilisant la cytométrie de flux. Fluorescent codes-barres génétique à base de protéines pour la production de lignées de cellules uniques fournit un moyen simple et robuste pour les applications multiplexées. Générer des cellules génétiquement modifiées à code-barres grâce à la technologie rétroviral, est d&#39;abord un processus de longue haleine, mais permet d&#39;obtenir...

Les technologies telles que la spectroscopie de fluorescence, microscopie par fluorescence et la cytométrie en flux, toutes reposent sur la fluorescence, une propriété largement exploitée dans les applications biochimiques, biomédicales et chimiques. La fluorescence, si intrinsèque ou par un étiquetage, a été exploitée pour l&#39;analyse du profil des protéines d&#39;expression et profilés, le destin des cellules, les interactions entre protéines et les fonctions biologiques 9.1, et par fluorescence / Förster transfert d&#39;énergie de résonance pour la détection d&#39;interactions biomoléculaires et des changements conformationnels 10-13. Depuis l&#39;isolement de la Aequorea victoria protéine fluorescente verte (GFP) 14, la découverte des protéines fluorescentes naturels supplémentaires provenant d&#39;autres cnidaires, en particulier les coraux, a largement augmenté le nombre de protéines fluorescentes existantes avec des spectres d&#39;excitation / émission distinguer. Ceux-ci, ainsi que l&#39;introduction de mutations dans leurs gènes 15-19, VHAe élargi les possibilités, obtenir une véritable palette de protéines fluorescentes disponibles pour les scientifiques qui exploitent la microscopie, cytométrie en flux et d&#39;autres technologies basées sur la fluorescence pour leur recherche. En parallèle, bien que de façon indépendante, le développement de la technologie rétroviral a considérablement facilité l&#39;expression stable de l&#39;information génétique dans des cellules de mammifères ectopique 20-23. Il ne est donc pas surprenant que cette technologie a été utilisée pour transférer des gènes de protéines fluorescentes dans un large nombre de types cellulaires et tissus 24-28 ou pour la production d&#39;animaux transgéniques 29-31. Suite à la nature des rétrovirus, de l&#39;information génétique de la protéine fluorescente ectopique est introduit dans le génome de la cellule 32 et la cellule devient fluorescent pour ever&#39; `. Cette propriété a permis le suivi du destin cellulaire, ou d&#39;une seule cellule dans une population de cellules. La cellule a donc maintenant fluorescente acquiRED sa propre biosignature et peut être défini comme un code à barres. Son biosignature unique identifie des autres cellules, et surtout, le distingue des cellules génétiquement manipulées pour exprimer différentes protéines fluorescentes avec des spectres d&#39;absorption / émission distinguables. Applications biologiques tels que le suivi des facteurs de reprogrammation vers la pluripotence 33, l&#39;analyse des facteurs subnucléaires pour l&#39;élucidation de localisation nucléolaire 34, la construction de plasmides rapporteurs fluorescents pour les études de la transcription 35 ou l&#39;étiquetage génétique de neurones pour l&#39;étude de l&#39;architecture de réseau neuronal 36 , ne sont que quatre exemples de nombreux qui ont exploité différents gènes de la protéine fluorescente pour le même dispositif expérimental. La cytométrie en flux a été largement utilisé pour l&#39;analyse de processus biologiques au niveau de la cellule unique, comme l&#39;expression du gène, le cycle cellulaire, l&#39;apoptose et la signalisation par phosphoryleation 37-43 .Le expression stable de gènes de protéines fluorescentes dans les cellules de mammifères a encore amélioré l&#39;utilité de la cytométrie en flux pour l&#39;analyse cellulaire 38,44 et interactions ligand-récepteur 45. Renforcement des capacités ont permis cytométrie en flux pour devenir une méthode largement utilisée pour à haut débit et à haute teneur de dépistage 46. Malgré le nombre de fluoromètres maintenant élargi et technologies robotiques que les systèmes de lecteur de quelques plaques, l&#39;imagerie et peuvent cytométrie en flux, il semble y avoir un manque dans la conception expérimentale qui peut exploiter et adapter ces capacités technologiques accrues. Méthodologies à base de cellules rapides, fiables, simples et robustes sont nécessaires pour des applications radicalement multiplexés qui améliorent la capacité à haut débit. Cela est particulièrement vrai dans le domaine de la découverte de médicaments où les dosages à base de cellules ingénierie dans un format multiplexé peuvent améliorer la puissance de criblage à haut débit 39,47-50 </sup&gt;. Multiplexage, car il permet des analyses simultanées dans un échantillon, améliore encore les capacités à haut débit de 51 à 54. Codes-barres génétique fluorescent permet non seulement de multiplexage élégant, mais aussi, une fois conçu, contourne la nécessité de protocoles de longs, de réduire les coûts accompagnés avec des anticorps, des perles et des taches 39,52,55, et peut réduire le nombre d&#39;écrans nécessaires à haute les demandes de débit. Nous avons récemment décrit comment la technologie retroviral peut améliorer multiplexage par codes à barres génétique fluorescent pour des applications biologiques, en exprimant un dosage précédemment développé pour surveiller le VIH-1 l&#39;activité de protease avec différentes variantes 56,57 cliniquement 58 prévalents. La méthodologie est expliquée de manière plus descriptive en se concentrant sur la façon de sélectionner et amplifier les cellules fluorescentes génétiquement code-barres et comment produire des panneaux de populations clonales exprimant des protéines fluorescentes distinctes et / ou différente fluorescence intensits. Panneaux de populations cellulaires distinctes en fonction de leurs caractéristiques fluorescentes améliorer les capacités multiplexées, qui peut encore être exploité en combinaison avec les tests cellulaires qui abordent différentes questions biologiques. Le protocole décrit également comment concevoir un panneau de cellules portant un code à barres des tests cellulaires précédemment développés dans le laboratoire, à titre d&#39;exemple 59. Ce protocole est donc pas destinée à présenter la technologie bien établie rétroviral / lentiviral pour le transfert génétique, la valeur des protéines fluorescentes ou les applications de la cytométrie de flux 60,48, mais plutôt de démontrer l&#39;amélioration de la puissance de combiner les trois pour les applications multiplexées.

<table><tbody><tr><td>Seringues de 10 ml</td><td>BD</td><td>309604</td><td>utilisées pour filtrer le virus</td></tr><tr><td>0,45 & micro ; m ployfiltre tétrafluoroéthylène</td><td>Pall Corporation</td><td>4219</td><td>utilisé pour filtrer le virus</td></tr><tr><td>DMEM (Dulbecco’s Modified Eagle Medium)</td><td>Corning</td><td>45000-304</td><td>milieu de croissance cellulaire pour cellules HEK 293T</td></tr><tr><td>PEI (polyéthylénimine)</td><td>poly sciences</td><td>23966-2</td><td>2 concentration de 2 mg/ml utilisée</td></tr><tr><td>Centrifugeuse à godets suspendus (réfrigérée)</td><td>Eppendorf</td><td>5805 000.017</td><td>utilisé pour infection par spin</td></tr><tr><td>PBS (solution saline tamponnée au phosphate)</td><td>Corning</td><td>21-040-CV</td><td>utilisé pour le lavage des cellules</td></tr><tr><td>Polybrène (bromure d’hexadiméthène)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>107689</td><td>Utilisé pour augmenter l’efficacité de l’infection virale. Utilisé à un 5 &micro ; Concentration en g/ml.</td></tr><tr><td>FACSAria</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td>instrument utilisé pour le tri des populations cellulaires</td></tr><tr><td>FACSCanto</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td>instrument utilisé pour l’analyse cellulaire</td></tr><tr><td>Phoenix-GP</td><td>Don de Gary Nolan</td><td></td><td>lignée cellulaire utilisée pour produire des particules rétrovirales</td></tr><tr><td>Sérum de veau fœtal</td><td>Mediatech</td><td>MT35015CV</td><td>utilisé pour la croissance cellulaire et le tri</td></tr> des <tr><td>cellules SupT1</td><td>ATCC</td><td>CRL-1942</td><td>Lymphoblastes T humains</td></tr><tr><td>Cellules HEK 293T</td><td>ATCC</td><td>CRL-11268</td> Cellules rénales <td>embryonnaires humaines qui contiennent également le grand antigène T SV40</td></tr><tr><td>RPMI 1640</td><td>Corning</td><td>10-040-CV</td><td>Milieu de croissance cellulaire pour cellules SupT1</td></tr></tbody></table>

code-barres génétique avec protéines fluorescentes pour des applications multiplexés

Genetic Barcoding with Fluorescent Proteins for Multiplexed Applications

Les protéines fluorescentes, les colorants fluorescents et les fluorophores en général ont révolutionné le domaine de la biologie cellulaire moléculaire. En particulier, la découverte de protéines fluorescentes et de leurs gènes a permis l’ingénierie de fusions de protéines pour la localisation, l’analyse de l’activation transcriptionnelle et la traduction de protéines d’intérêt, ou le suivi général de cellules individuelles et de populations cellulaires. L’utilisation de gènes de protéines fluorescentes en combinaison avec la technologie rétrovirale a permis l’expression de ces protéines dans les cellules de mammifères de manière stable et fiable. On voit ici comment on peut utiliser ces gènes pour donner aux cellules d’une population de cellules leur propre biosignature. Comme la biosignature est obtenue avec la technologie rétrovirale, les cellules sont codées à barres « indéfiniment ». En tant que tels, ils peuvent être suivis individuellement dans un mélange de cellules à code-barres et utilisés dans des applications biologiques plus complexes. Le suivi de populations distinctes dans un mélange de cellules est idéal pour les applications multiplexées telles que la découverte de médicaments contre une multitude de cibles ou le profil d’activation de différents promoteurs. Le protocole décrit comment développer et amplifier élégamment des cellules de mammifères à code-barres avec des marqueurs fluorescents génétiques distincts, et comment utiliser plusieurs marqueurs à la fois ou un marqueur à différentes intensités. Enfin, le protocole décrit comment les cellules peuvent être utilisées en combinaison avec des tests cellulaires pour augmenter la puissance d’analyse grâce au multiplexage.

Multiplexage fluorescente cellules génétiquement barres pour le but d&#39;applications biologiques ne peut être atteint une fois populations clonales individuelles ont été générés. Le multiplexage est plus efficace lorsque les populations code-barres ont des caractéristiques fluorescentes claires et distinctes avec chevauchement spectral minimal. L&#39;exemple de la figure 1 avec les populations clonales de cellules de mammifères SupT1 illustre que les cellules à code-barres avec mCherry et cyano protéi...

Depuis la découverte du gène de la protéine fluorescente verte, les protéines fluorescentes ont eu un impact sur la biologie cellulaire moléculaire. Ce protocole décrit comment l’expression de protéines fluorescentes distinctes par génie génétique est utilisée pour coder des cellules individuelles. La procédure permet de suivre des populations distinctes dans un mélange de cellules, ce qui est idéal pour les applications multiplexées.

Code-barres génétique avec protéines fluorescentes pour des applications multiplexés

Fluorescent proteins, fluorescent dyes and fluorophores in general have revolutionized the field of molecular cell biology. In particular, the discovery ...

L'objectif général de l'expérience suivante est de marquer fluorescentemment des cellules de mammifères afin d'améliorer les tests biologiques multiplexés à haut débit qui reposent sur des signaux fluorescents distincts. Pour ce faire, des particules rétrovirales sont utilisées pour exprimer de manière stable des protéines fluorescentes dans des cellules de mammifères, marquant ainsi ces cellules. Ensuite, un tri cellulaire activé par fluorescence est effectué afin d'obtenir des populations cellulaires clonales marquées.Les populations clonales sont ensuite amplifiées, combinées et analysées par cytométrie en flux afin de confirmer qu'elles peuvent être distinguées les unes des autres et donc utilisées simultanément. Enfin, les lignées cellulaires codées par barcode sont transduites avec un test marqué. Les protéines et l'activité biologique sont surveillées à l'aide de canaux fluorescents distincts des canaux portant le barcode.Les résultats démontrent l'utilité du marquage fluorescent par barres appliqué aux cellules de mammifères dans des applications multiplexées en environnement à haut débit. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, qui nécessitent un étalonnage précis des anticorps ou des colorants, est qu'une fois les lignées cellulaires génétiquement codées établies, elles ne requièrent aucune manipulation supplémentaire ; de plus, comme la protéine d'intérêt est exprimée sur de longues périodes, elles peuvent être utilisées ultérieurement pour des adaptations biologiques. L'association de lignées cellulaires génétiquement codées en fluorescence avec des tests en surface nous permet d'étudier indépendamment les fonctions ou effets biologiques selon un format à haut débit.Dans notre exemple, nous utilisons un marquage génétique fluorescent par codes-barres pour surveiller le clivage de différents substrats viraux en multiplex. Ce test peut être exploité davantage pour étudier les mécanismes impliqués dans le clivage et pour la découverte de médicaments à haut débit. La veille de la transfection, ensemencez une plaque de 10 centimètres avec 2,5 × 10⁶ cellules Phoenix GP dans du DMEM contenant 10 % de FBS.Cette lignée cellulaire d'emballage exprime de façon stable les protéines gag et pol pour la formation de particules rétrovirales in vitro. Le jour de la transfection, utilisez un microscope en champ clair pour examiner les cellules. Les cellules doivent être saines et adhérer à la plaque en une couche unique afin d'être utilisées pour la transfection.Ensuite, préparez le mélange de transfection d'ADN à 125 microlitres de DMEM sans sérum. Ajoutez trois microgrammes de vecteur d'encéphalite vésiculeuse du virus de la stomatite, P-C-I-V-S-V-G, et trois microgrammes de vecteur de transfert portant le gène de la protéine fluorescente d'intérêt, puis ajoutez 15 microlitres de réactif de transfection à base de polyétheramine et mélangez pour obtenir des particules virales portant différents marqueurs de protéines fluorescentes. Effectuez chaque transfection indépendamment avec le marqueur choisi pour ce faire.Incuber chaque mélange à température ambiante pendant 15 minutes ; après l'incubation, transfecter en ajoutant le mélange aux cellules goutte à goutte, puis incuber les plaques à 37 degrés Celsius. Optionnellement, après 24 heures, remplacer le milieu par sept millilitres de milieu frais.Bien que cela puisse améliorer la santé cellulaire, cela pourrait réduire la charge virale dans le surnageant. 48 heures après la transfection, utilisez une pipette pour transférer le surnageant, contenant les particules virales, dans une seringue de 10 millilitres. Équipez-la d'un filtre en politétrafluoroéthylène de 0,20 micromètre et appuyez sur le piston afin de distribuer le filtrat dans des tubes de microcentrifugeuse de deux millilitres.Mettons de côté un aliquot de deux millilitres pour une utilisation immédiate. Placer le surnageant viral restant et les aliquots sur de la glace et les transférer à moins 80 degrés Celsius jusqu'à leur utilisation, 24 heures avant la transduction dans chaque puits d'une plaque à six puits, ensemencer 2,0 à 3,0 fois 10 à la puissance 5 cellules adhérentes ; ici, des cellules 293T sont utilisées le lendemain. Pour transduire les cellules adhérentes, retirer le milieu existant de la plaque.Ajoutez cinq microgrammes par millilitre de polybrain aux deux millilitres du surnageant viral précédemment recueilli, puis ajoutez soigneusement le mélange aux cellules. Scellez les plaques avec du parafilm. Ensuite, placez les plaques dans un seau suspendu.Centrifuger à 1500 × g pendant 120 minutes à 32 degrés Celsius. Après la centrifugation, incuber les cellules à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone. Après 24 heures, remplacer le milieu des cellules au moins 72 heures après.Après la transduction. Préparez-vous à analyser les cellules transduites par cytométrie en flux afin de quantifier le taux de pourcentage de transduction. Tout d'abord, en utilisant une lignée cellulaire non transduite comparable comme témoin négatif, assurez-vous que les fenêtres sont correctement définies dans les bons canaux.Réglez la tension du canal de paramètre de sorte que la population négative se situe en dessous de la valeur de 10 à la puissance trois sur chaque axe de fluorescence d'intérêt. Ensuite, définissez les seuils pour la fluorescence positive comme étant les événements qui apparaissent au-delà du témoin négatif. Puis, à l'aide des cellules transduites, déterminez le pourcentage de positivité pour le canal de fluorescence spécifique.Répartir les cellules dans des tubes coniques de 15 millilitres contenant un millilitre de FBS à 100 %. Ensuite, centrifuger les populations triées dans une centrifugeuse à godets oscillants à 524 ×g à 32 degrés Celsius pendant cinq minutes.Après la centrifugation, resuspendre les cellules dans un millilitre de milieu frais, puis ensemencer deux fois 10 à la puissance 6 cellules dans deux millilitres de DMEM sur une plaque de six centimètres. À cette concentration, la confluence est inférieure à 60 % et permettra une croissance et une division pendant au moins deux jours. Placer les cellules dans un incubateur à 37 degrés Celsius pendant plusieurs jours afin de permettre l'amplification.Des populations clonales peuvent être générées à partir des cellules initialement transduites ou des cellules triées. Le tri de populations bien définies selon la fluorescence choisie, plutôt que de clones individuels à ce stade, garantit une population de secours pour une sélection ultérieure. Si nécessaire, définissez les fenêtres de tri selon les populations d'intérêt, en veillant à ce qu'elles soient espacées d'au moins une échelle logarithmique. Pour obtenir des populations distinctes à l'aide d'une unité automatisée de dépôt cellulaire, triez les cellules individuelles dans des plaques de 96 puits, en notant qu'il y aura en moyenne une cellule par puits.Certains puits peuvent ne contenir aucune cellule, tandis que d'autres peuvent en contenir plus d'une. Après le tri, incuber les cellules à 37 degrés Celsius pendant au moins deux semaines afin d'amplifier les clones individuels. Examiner régulièrement les cellules au microscope afin de s'assurer que les populations en croissance proviennent de cellules individuelles et non de plusieurs cellules.Veillez également à ce que les cellules ne deviennent pas surconfluentes après deux semaines écoulées. Analysez les populations clonales présumées par cytométrie en flux et comparez-les à une population témoin négative. Les véritables populations clonales doivent présenter des profils de fluorescence très resserrés.Choisissez les populations les plus distinctement séparées en fonction de l'intensité moyenne et de la compacité de la population. Amplifiez-les selon les besoins ou conservez les stocks dans un milieu de congélation contenant 10 % de DMSO à moins 80 degrés Celsius pendant de courtes périodes ou dans de l'azote liquide pour des durées plus longues. Ensuite, vérifiez si des populations clonales peuvent être utilisées avec succès dans un système de criblage multiplex à haut débit.Choisissez un ensemble de clones présentant des spectres d'absorption et d'émission distincts ou des intensités différentes, puis combinez-les dans un même tube de semence. Déposez 50 000 cellules combinées dans 200 microlitres de DMEM supplémenté dans chaque puits d'une plaque de 96 puits, répartis dans des tubes séparés. Préparez des contrôles négatifs et des contrôles monocolorés afin de définir les paramètres et les valeurs de compensation sur le cytomètre en flux.Définissez les valeurs de compensation. Ensuite, analysez l'échantillon afin de s'assurer que chacune des lignées cellulaires fluorescentes indépendantes établies peut être distinguée. Pour adapter les lignées cellulaires codées par barres à une application biologique, sélectionnez d'abord des éléments d'essai qui ont été conçus de manière à être couplés à une étiquette ou à une protéine fluorescente, soit sous forme de fusion, soit par l'intermédiaire d'un site d'entrée interne des ribosomes.IRES, qui permet une détection simple par immunobuvardage, cytométrie en flux ou microscopie. Le système utilisé ici repose sur un dosage biologique dans lequel une protéine d’enveloppe du VIH est exprimée à la surface de la cellule, exposant ses étiquettes HA et Flag. La protéine cible du dosage est exprimée dans une cellule codée par un code-barres et exprimant le TD tomate.Le clivage de la protéine peut être surveillé par coloration à l'aide d'un anticorps anti-Flag marqué avec du FSE. Lorsque la protéine n'est pas clivée, une coloration est observée, mais lorsque la protéine est clivée, la fluorescence verte n'est plus détectable. Pour établir le test biologique dans les cellules codées par barcode, transduisez-les avec des particules virales contenant les éléments de test au choix.Ajouter le surnageant viral natin aux cellules de choix et centrifuger. Incuber ensuite les cellules avec des anticorps anti-HA marqués par un fluorochrome. Puis trier les cellules codées par barcode afin d'isoler celles qui contiennent des éléments de dosage positifs pour HA.Enfin, combiner des lignées cellulaires distinctes portant des codes à barres. Chaque lignée contenant un test comportant un substrat différent. Incuber le mélange de cellules avec un anticorps conjugué Anti-Flag et ZI, puis analyser les cellules par cytométrie en flux afin de déterminer si un clivage de la protéine s'est produit. Pour retracer le test, analyser ou décoder les populations dans le canal approprié où les lignées cellulaires distinctes, marquées génétiquement par des codes à barres, peuvent être différenciées ici.Le canal PE pour le TD-tomate permet ensuite de décoder la nature du substrat en analysant le canal fite afin de révéler la population positive pour le dosage du clivage des protéines exprimées à la surface dans le cadre de la voie sécrétoire. Les cellules Sub T1 ont été marquées par des codes-barres fluorescents pour exprimer le TD-tomate et triées en trois populations présentant différentes intensités. Chacune de ces populations a ensuite été transduite avec un rétrovirus différent afin d'induire l'expression de la protéine d'enveloppe du VIH de type sauvage, de la protéine d'enveloppe mutante du VIH ou du virus de la dengue.Protéine frontière PRM, chacune encadrée par des marqueurs flag et HA. Les cellules transduites ont été incubées avec des anticorps anti-HA et anti-Flag. La coloration anti-HA a été réalisée afin de confirmer la présence de la protéine de dosage modifiée, tandis que la coloration anti-Flag a été effectuée pour déterminer si celle-ci avait été clivée.Lorsque les populations combinées non marquées ont été analysées par cytométrie en flux, les populations clonales étaient distinguables en fonction du code-barres TD-tomate, mais indistinguables dans le canal fite. En revanche, lorsque les mêmes populations ont été marquées avec l'anticorps anti-flag fite, une population s'est révélée positive pour flagg. Sur la base du codage à barres, cette population peut facilement être identifiée comme la population portant le substrat muté de l'enveloppe du VIH it.Vous devriez maintenant avoir une très bonne compréhension de la manière d'utiliser la technologie à valve rétrograde conjointement avec la cytométrie en flux. Afin d'établir des lignées cellulaires codées génétiquement par des marqueurs fluorescents, quatre applications biologiques en format multiplex sont possibles. La possibilité d'associer des cellules codées génétiquement par des marqueurs fluorescents à des tests cellulaires en format multiplex améliore considérablement les capacités de haut débit. Une fois les lignées cellulaires générées, il est important de les congeler.Ensuite, décongelez-les périodiquement, réanalysez-les et re-congelez-les. Bien que la génération de lignées cellulaires génétiquement codées avec des codes à barres fluorescents puisse être longue au départ, une fois établies, elles améliorent considérablement la reproductibilité et la robustesse des applications futures.

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