Imagerie simultanée PET / IRM cérébrale Pendant souris hypoxie ischémie

L’objectif global de cette procédure est d’acquérir simultanément des données de tomographie par émission et d’imagerie par résonance magnétique lors du début d’une lésion ischémique hypoxique. Ceci est accompli en ligaturant d’abord l’artère carotide commune unilatéralement chez une souris. La deuxième étape consiste à préparer l’animal à l’imagerie et à acquérir des données de base sur la TEP et l’IRM.

La dernière étape consiste à acquérir des données d’imagerie pendant et après une provocation hypoxique. En fin de compte, l’acquisition simultanée de la TEP et de l’IRM est utilisée pour mettre en évidence les changements dans la diffusion de l’eau et dans l’absorption du désoxyglucose de la grippe dans la lésion pendant et après l’hypoxie. Cette méthode peut fournir des informations sur les changements dynamiques de la physiologie et de la biochimie pendant l’AVC, mais elle peut également être appliquée dans d’autres cas où le système observé n’est pas à l’état d’équilibre, mais change.

Préparez un champ opératoire stérile à l’aide des outils illustrés ici, positionnés de manière pratique autour de l’extérieur. Allumez le coussin chauffant et assurez-vous qu’il atteint 37 degrés Celsius. Avant de commencer la procédure.

Anesthésier la souris à l’aide d’un à 3 % de fluor et appliquer une pommade ophtalmique sur les yeux. Placez-le en position couchée et confirmez la sédation avec le pincement des orteils. Ensuite, appliquez de la crème déminérale sur le bas du cou et le haut de la poitrine à l’aide d’un à deux cotons-tiges.

Attendez environ deux minutes, puis retirez les cheveux et la crème à l’aide de gaze humide une fois que la zone est sans poils. Stérilisez la zone d’incision avec de la bétadine en l’appliquant de manière circulaire de l’intérieur vers l’extérieur. Enfilez des gants chirurgicaux stériles et utilisez des ciseaux chirurgicaux pour faire une incision d’un centimètre le long de la ligne médiane de la partie inférieure du cou.

Séparez soigneusement la peau externe du fascia environnant avec des ciseaux chirurgicaux. À l’aide de deux pinces de suture MCFE sin micro iris. Retirez le tissu conjonctif.

Passez entre les coussinets graisseux à mémoire de forme et séparez l’artère carotide commune droite du fascia. Veillez à ne pas endommager les veines ou à déranger le nerf vague. Ensuite, utilisez la pince pour extérioriser l’artère carotide commune droite.

Dans une position stable, appliquez plusieurs gouttes de solution saline pour l’empêcher de se dessécher au-delà de deux à trois centimètres de suture en soie sous l’artère carotide commune droite et ligaturée à l’aide d’un double nœud carré. Répétez ensuite la ligature à l’aide d’une deuxième longueur de suture. Repositionnez l’artère carotide commune droite et nettoyez l’excès de liquide de l’ouverture à l’aide d’un écouvillon stérile à bout d’éponge.

Fermez ensuite l’incision avec six sutures en soie OTT et appliquez de la lidocaïne par voie topique jusqu’à sept milligrammes par kilogramme. Suivez les directives spécifiques à votre établissement pour la gestion de la douleur chirurgicale. Effectuez une surveillance post-chirurgicale pendant la récupération jusqu’à ce que la souris soit prête pour l’imagerie.

Vérifiez le fonctionnement des débitmètres d’oxygène et d’azote en allumant d’abord les sources d’air d’oxygène et d’azote. Ensuite, allumez les débitmètres au débit d’un litre par minute. Réglez le débit d’oxygène à 114,3 milligrammes par minute et le débit d’azote à 1,150 grammes par minute.

Ensuite, préparez le lit d’animal en vous assurant que les systèmes d’anesthésie, de coussin respiratoire et de chauffage sont bien placés et fonctionnels. Fixez ensuite des marqueurs repères contenant un traceur radio sur le lit de l’animal dans le champ de vision. Vous anesthésiez la souris avec du fluor et préchauffez sa queue pour la préparer à l’insertion du cathéter.

Une fois prêt, insérez jusqu’à cinq centimètres d’un cathéter PE 10 prérempli de solution saline héparinisée. Fixez la ligne IV au site d’insertion avec une goutte d’adhésif cyanoacrylate. Transférez ensuite l’animal dans le lit d’animal préparé.

Réappliquez la pommade ophtalmique sur les yeux de la souris pour éviter le dessèchement et stabiliser la tête de l’animal en plaçant ses incisives supérieures autour de la barre dentaire et en mettant les barres d’oreille en place. Commencer un à 2 % de débit de fluor entre 0,5 et un litre par minute. Insérez un thermomètre à sonde rectale, assurez-vous que les lectures de température et de respiration sont fonctionnelles.

Ensuite, prélevez environ 600 micro-curies de la dose de radiotraceur dans 200 microlitres de solution saline dans une seringue d’un millilitre et placez-la dans un pousse-seringue. Connectez environ trois mètres de tube PE 10 hépariné à la seringue et l’autre extrémité à la ligne de cathéter veineux de la queue. Vérifiez que le positionnement de l’antenne d’IRM et de toutes les lignes et câbles, en particulier la tubulure d’anesthésie, ne sont pas emmêlés.

Assurez-vous que le centre du cerveau est aligné avec les centres de la bobine d’IRM, du système TEP et de l’aimant IRM. Faites ensuite glisser avec précaution le lit de l’animal vers l’avant dans l’alésage de l’aimant. Effectuez le réglage et l’adaptation de la bobine IRM en tournant les boutons de réglage sur la bobine pour minimiser les déséquilibres d’impédance et de fréquence.

Ensuite, sélectionnez une séquence pilote de voyage rare et exécutez la séquence à partir de la fenêtre de contrôle de balayage pour acquérir une image de repérage. Vérifiez le positionnement de l’animal et ajustez sa position si nécessaire jusqu’à ce que le cerveau soit centré. Réinitialisez ensuite les cales à zéro.

Maintenant, exécutez un point. Résolvez une séquence de balayage spectroscopique dans le cerveau à l’aide d’un volume rectangulaire de 3,9 millimètres sur six millimètres sur neuf millimètres. Vérifiez la largeur de la ligne d’eau à l’aide de la commande macro calc line width.

Si la largeur totale à la moitié de la valeur maximale est acceptable, positionnez le plan de coupe pour le balayage d’imagerie pondéré en diffusion à l’aide de l’éditeur géométrique lorsque le plan de coupe résultant est aligné comme vous le souhaitez. Copiez ce plan de coupe dans la fenêtre de contrôle de balayage pour tous les balayages ultérieurs et commencez l’acquisition de l’image. Ensuite, avec l’acquisition TEP préparée et prête à commencer, démarrez la pompe à perfusion Après l’injection de la solution saline du cathéter, commencez l’acquisition TEP.

Afin de capturer l’entrée du traceur radio. Surveillez le taux de numération et recherchez une augmentation progressive du nombre de numérations indiquant une injection réussie. Après 10 à 15 minutes, lancez le défi hypoxique en coupant le flux d’air médical et en allumant immédiatement les débitmètres d’oxygène et d’azote pour fournir 8 % d’oxygène et 92 % d’azote.

À ce stade, réduisez l’isolement de fluor à 0,8 % immédiatement après avoir commencé le test de provocation hypoxique. Commencez l’acquisition d’images pondérées en diffusion à l’aide de la configuration de balayage précédente. Commencez l’acquisition d’une deuxième image pondérée en diffusion immédiatement après la fin du premier balayage.

Mettez fin au défi hypoxique en éteignant les débitmètres, en rétablissant le flux d’air médical et en ramenant la concentration de fluor à un à 2 %Obtenez un balayage d’imagerie pondéré de la diffusion post-hypoxie, puis éteignez la pompe à perfusion et acquérez des images anatomiques dans les plans axial et sagittal à l’aide de l’éditeur de géométrie. Assurez-vous que le champ de vision d’acquisition couvre le cerveau. En utilisant cette méthode, les changements de diffusion sont détectables rapidement après le début d’un AVC, comme prévu.

Les valeurs apparentes des coefficients de diffusion sur le côté occlus du cerveau diminuent à mesure que la lésion progresse. Montré. Voici des coupes coronales et transversales d’un animal montrant l’absorption du FDG. L’image de l’animal de compagnie est au premier plan et est enregistrée avec une image IRM anatomique en arrière-plan pour la visualisation.

Parallèlement aux changements du coefficient de diffusion apparent, des différences hémisphériques peuvent être observées dans l’absorption du FDG après le début de la provocation hypoxique. Dans deux des trois cas, l’absorption ultérieure de l’EPS a diminué par rapport à l’absorption controlatérale après hypoxie. Bien que ce ne soit pas vrai, dans tous les cas probablement en raison de la variabilité animale, nous pouvons utiliser cette procédure générale avec différents types d’IRM et de contraste pour animaux de compagnie afin d’observer d’autres paramètres physiologiques ou cibles dans le cerveau.