Création et caractérisation de l'UTI et Cauti dans un modèle de souris

L’objectif global de cette procédure est de présenter une méthode fiable pour l’établissement d’infections des voies urinaires ou d’infections urinaires et d’infections urinaires associées au cathéter, ou d’environ une infection urinaire I dans un modèle murin, et d’évaluer les infections. Ceci est accompli en préparant d’abord correctement les inoculums bactériens, le cathéter et l’aiguille. Ensuite, les voies urinaires de la souris sont intravésicales, inoculées et cathétérisées.

Ensuite, les tissus des voies urinaires et les cathéters sont prélevés pour évaluer l’infection. Enfin, l’infection est quantifiée en déterminant la charge des tissus bactériens, de l’urine et du cathéter et/ou la formation d’une communauté bactérienne intracellulaire ou d’un IBC. En fin de compte, le dénombrement des UFC et la coloration lâche sont utilisés pour montrer la persistance de l’établissement et la gravité de la colonisation des voies urinaires dans un modèle murin.

Le principal avantage de cette technique est de développer un modèle fiable pour imiter les infections urinaires humaines afin de découvrir les étapes critiques de la pathogenèse des TI. Ce modèle a contribué au développement de nouveaux traitements et thérapies pour les infections urinaires. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle car l’inoculation, la isation et l’évaluation des communautés bactériennes intracellulaires sont difficiles à apprendre car la manipulation de l’urètre et du tissu de la vessie n’est pas intuitive.

Pour commencer, enfilez environ un pouce de tube PE 10 sur la tige d’une aiguille de calibre 30. Stérilisez par UV pendant la nuit et préparez l’inoculum bactérien. Selon le protocole textuel, sur un poste de travail stérilisé, prélever jusqu’à 0,9 millilitre de l’inoculum bactérien préparé dans une seringue d’un millilitre.

Fixez l’aiguille d’inoculum stérile préparée avec un tube en PE sur la seringue et, avec des ciseaux stériles, coupez le tube à un millimètre de longueur. Après avoir anesthésié une souris femelle selon le protocole textuel, placez-la sur le dos sur une serviette en papier et écartez les pattes. Fixez un cône nasal à la souris et fournissez un approvisionnement contrôlé en isofluor.

Palpez doucement la vessie pour induire la miction et éviter la vessie et utilisez une lingette 100 % éthanol pour nettoyer la zone périurétrale. Tamponnez la pointe de la seringue de l’aiguille d’inoculation en premier dans le lubrifiant chirurgical. Insérez ensuite l’aiguille d’inoculation dans l’urètre sur environ 12 millimètres et appuyez doucement sur le piston de la seringue pour distribuer 50 microlitres de la solution bactérienne dans le plateau.

Pour recueillir l’urine, avant ou après l’infection, immobilisez doucement la souris en tenant la queue et en la plaçant sur une surface plane surélevée telle que le haut d’une cage de souris. Tenez un tube stérile de 1,5 millilitre sous l’urètre de la souris et appuyez doucement sur le dos de la souris près de la queue pour appliquer une pression sur la vessie. Récupérez l’urine dans le tube.

Après avoir préparé la dilution en série de l’urine et la culture pendant la nuit, comptez les colonies pour réaliser le protocole C-A-U-T-I. Commencez par couper un morceau de tube PE 10 de sept millimètres et un morceau de tube en silicone de cinq millimètres tel qu’une bobine. Retirez le capuchon d’une aiguille de calibre 30 et utilisez le tube PE 10 pour enfiler l’aiguille jusqu’à la base.

Ensuite, faites passer le tube en silicone sur le PE 10. Pour implanter le cathéter, fixez l’aiguille du cathéter à une seringue vide d’un millilitre. Coupez un morceau carré d’un pouce de paraforme et mettez une noisette de lubrifiant chirurgical sur le dessus.

Après avoir anesthésié la souris, placez-la sur le dos sur une serviette en papier et fixez-y un cône nasal pour délivrer de l’azote. Palpez doucement la vessie pour induire la miction et éviter la vessie. Utilisez ensuite une lingette 100 % éthanol pour nettoyer la zone périurétrale.

Ensuite, utilisez une solution de povidone iodée à 10 % et un applicateur à embout de coton pour désinfecter la zone périurétrale, tamponnez la pointe de l’aiguille d’inoculation dans le lubrifiant chirurgical. Insérez ensuite le cathéter dans l’ouverture urétrale. Une fois à l’intérieur, utilisez une pince à épiler pour pousser le tube en PE vers la vessie, ce qui déposera le plus petit cathéter en silicone dans la vessie.

Retirez ensuite immédiatement l’aiguille avec le tube de sept millimètres encore attaché. Après avoir préparé l’inoculum bactérien AGE, utilisez-le pour inoculer la vessie et ramener l’animal dans sa cage avant de déterminer la charge bactérienne selon la démonstration suivante. Une fois que l’animal a été euthanasié, placez-le sur son dos et utilisez de l’éthanol à 70 % pour vaporiser l’abdomen, disséquer la souris, prélever la vessie, puis les reins dans cet ordre, et placez les organes dans des tubes séparés de cinq millilitres contenant un XPBS.

Si la souris est cathétérisée, retirez le cathéter de la vessie et placez-le dans un tube séparé. Après l’homogénéisation des organes, la préparation de la dilution en série et la culture pendant la nuit sur des aérations LB, comptez les colonies pour le dénombrement IBC. Après avoir récolté la vessie, placez-la dans un puits recouvert de silicone d’une plaque à six puits avec PBS et utilisez des ciseaux pour la couper en deux.

À l’aide de petites broches métalliques placées le long des bords les plus externes, écartez doucement la vessie de manière à ce que la lumière soit tournée vers le haut et que la quantité maximale d’urothélium soit exposée. Après avoir effectué la coloration XI comme indiqué dans le protocole de texte, observez les IBC, qui apparaissent sous forme de ponctuation bleue au microscope à dissection. Les données présentées ici représentent la colonisation des voies urinaires au stade aigu par l’isolat prototype de cystite urinaire 89.

Dans cette figure, les UFC survenant quatre semaines après l’inoculation des souris HHEN C3 avec deux fois 10 aux sept UFC de l’UTU I 89 sont montrées Dans ces conditions expérimentales, 20 à 50 % des souris infectées développent une cystite chronique tandis que les 50 à 80 % des souris restantes résolvent l’infection La quantification des IBC est une mesure informative de la charge bactérienne au cours de la cystite aiguë et des niveaux élevés de CIB sont corrélés avec le risque de développer une cystite aiguë. cystite chronique. Comme on le voit ici en utilisant la coloration LAE becyase, les IBC apparaissent sous forme de puncti bleu-violet sur l’urothélium qui peuvent être comptés dans le fond C3 HHEN. En moyenne, environ 50 IBC peuvent être vus par vessie.

Les données présentées ici proviennent d’un modèle murin d’implant vésical de CA A UTI et représentent des infections de 24 heures avec la souche OG one rf de la liste epha. Lorsqu’une fois 10 des sept UFC d’OG un RF sont inoculées par voie intravésicale dans une vessie non plantée, l’infection commence à disparaître à 24 HPI et à être résolue par 3D PI. À l’inverse, l’OG un RF inoculé dans une vessie implantée entraîne une colonisation à la fois du cathéter et de la vessie avec des niveaux de colonisation dix fois plus élevés à 24 HPI que dans les vessies non plantées. Après cette procédure, d’autres techniques telles que la microscopie confocale et la microscopie électronique peuvent être utilisées pour évaluer davantage la formation de CIB et la localisation bactérienne.

Après son développement, cette technique a effacé une vague de nombreux chercheurs dans le domaine des infections urinaires pour explorer les facteurs de virulence bactérienne et les réponses de l’hôte chez la souris qui récapitule la pathogenèse humaine.