Name: Création et caractérisation de lUTI et Cauti dans un modèle de souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-06-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 40 s
Description: Découvrez comment établir des infections urinaires et des ITU associées aux cathéters chez la souris. Cette méthode permet d'évaluer la colonisation bactérienne et la formation de communautés bactériennes intracellulaires pour développer de nouvelles thérapeutiques.

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Le financement de ce travail a été fourni par ORWH SCOR P50 DK064540, RO1 DK 051406, RO1 AI 108749-01, F32 DK 101171, et F32 DK 104516-01.

Déclaration éthique: Le Comité des études animales Université de Washington a approuvé toutes les infections et les procédures souris dans le cadre de numéro de protocole 20120216, qui a été approuvé et expire 11/01/2013 11/01/2016. Prise en charge globale des animaux était compatible avec le guide pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire du Conseil national de recherches et le Guide des ressources Soins USDA animale. procédures d&#39;euthanasie sont compatibles avec les &quot;directives de l&#39;AVMA pour l&#39;euthanasie des animaux Edition 2013.&quot; 1. UPEC Protocole UTI, inoculation aiguille Préparation (Figure S1) <ol><li> Retirez le bouchon de l&#39;aiguille 30 G. Fil d&#39;environ 1 pouce de tube PE10 sur l&#39;arbre de l&#39;aiguille. UV stériliser les ensembles d&#39;aiguille pendant la nuit. Cathétérisés aiguilles peuvent être stockés indéfiniment dans des boîtes de Pétri stériles. </li></ol> 2. UPEC inoculum bactérien Préparation <ol><li> Préparer UTI89 inoculum (début 72 h avant l&#39;inoculumtion de jour) <ol><li> Streak UTI89 sur un milieu LB (Luria-Bertani) plaque de gélose à partir d&#39;un stock congelé. Incuber une nuit à 37 ° C. Choisir une colonie et inoculer dans 10 ml de LB dans un ballon de 125 ml. Incuber à 37 ° C pendant 24 heures, de façon statique. </li><li> Inoculer 10 pi de culture de nuit dans 10 ml de LB dans un nouveau flacon de 125 ml pour un 24 heures supplémentaires à 37 ° C, de manière statique. </li><li> Transfert 3 ml (varient en fonction de la souche et la taille de l&#39;inoculum désiré) à 1,5 ml tubes stériles et centrifuger à 7000 g pendant 3 min et remettre en suspension le culot dans 1x PBS et centrifuger une deuxième fois. Reprendre le culot bactérien dans 1 ml de PBS 1X. </li></ol></li><li> Mesurer la densité optique et ajuster la concentration bactérienne de l&#39;inoculum de densité souhaitée. La concentration standard de l&#39;inoculum utilisé est de 10 7 bactéries; Cependant, cela peut varier en raison de la conception de l&#39;étude. </li></ol> 3. bactérienne inoculation <ol><li> Nettoyez le poste de travail avec 70% d&#39;éthanol et csur la zone avec du papier absorbant (ou utiliser une hotte à flux stérile). </li><li> Tirer jusqu&#39;à 0,9 ml de l&#39;inoculum bactérien préparé dans un 1 ml (TB) seringue (éliminer les bulles d&#39;air). Fixez une aiguille d&#39;inoculation stérile préparé avec PE10 tube, sur la seringue contenant l&#39;inoculum, puis couper le tube stérile en polyéthylène. REMARQUE: Laissez 1 mm de tube dessus de la pointe de l&#39;aiguille pour éviter la perforation de la vessie. </li><li> Coupez un morceau carré de 1 pouce de parafilm et de mettre un peu de lubrifiant chirurgicale (environ la taille d&#39;un centime) sur le dessus. </li><li> Anesthésier les souris C3H / HeN femmes en les mettant dans un bocal en verre de 32 onces contenant une boule de thé-infusion avec des boules de coton imbibées de 3 ml d&#39;isoflurane ou de la chambre de vaporisation (à la suite fabrique protocole) jusqu&#39;à inconsciente mais respire encore normalement (1 respiration / sec) . NOTE: Certains comités IACUC ne pas approuver l&#39;utilisation d&#39;un pot ou un vaporisateur. S&#39;il vous plaît suivre les indications du comité IACUC de votre institution. NOTE: Si bocal en verreavec du thé-ball et / ou cône de nez avec des boules de coton isoflurane soakd sont utilisés, l&#39;animal doit être observé avec soin pour éviter surdose d&#39;un anesthésique et de la mort. L&#39;avantage d&#39;utiliser une chambre de vaporisation et l&#39;anesthésie est qu&#39;elle permet l&#39;administration de l&#39;isoflurane contrôlée qui évite les surdoses accidentelles. ATTENTION: L&#39;isoflurane est un anesthésique par inhalation. Utiliser dans un endroit bien ventilé et minimiser l&#39;inhalation. </li><li> Débranchez la souris de la jarre / vaporisateur et placez-le sur le dos sur une serviette en papier et de diffuser les jambes. </li><li> Couvrir le nez de la souris avec un cône de nez (un tube relié à l&#39;évaporateur qui fournit une dose contrôlée de isoflurance qui est équipé sur certaines unités vaporisateur) ou 50 ml tube conique avec une boule de coton contenant une petite quantité (environ 1-2 ml ) de l&#39;isoflurane. </li><li> Palpiter doucement la vessie pour induire la miction et d&#39;assurer une vessie annulé. Essuyez la région de l&#39;urètre avec 100% d&#39;éthanol essuyer. Tamponnez l&#39;aiguille d&#39;inoculation / seringue, premier point, dans lelubrifiant chirurgical. </li><li> Ensemencer chaque souris avec 50 ul de la solution de bactéries en insérant l&#39;aiguille d&#39;inoculation par voie transurétrale, environ 12 mm, et en appuyant vers le bas sur le piston de la seringue pour distribuer doucement l&#39;inoculum dans la vessie doucement (10 ul / sec). Retirez l&#39;aiguille d&#39;inoculation de la souris. NOTE: retour immédiat de l&#39;inoculum à l&#39;ouverture de l&#39;urètre en commençant à inoculer indique insertion incorrecte ou incomplète de l&#39;aiguille. </li><li> Débranchez la souris de cône de nez et de le retourner dans sa cage. Répétez les étapes 3.3 à 3.8 pour chaque souris. Lorsque / si commutation inoculum conditions / souches, disposer de la seringue et l&#39;aiguille d&#39;inoculation dans un récipient pour objets tranchants approuvé et recommencer l&#39;étape 3.2. NOTE: L&#39;inoculation avec les organismes uropathogènes ne cause généralement pas de symptômes de douleur sévère. Cependant, dans de rares cas, l&#39;administration de fortes doses d&#39;agents pathogènes peut causer de la fièvre, la réduction de l&#39;apport alimentaire et de l&#39;eau et un comportement anormal. UNEla santé Nimal doit être surveillée tout au long de l&#39;expérience. Si les symptômes de la douleur sont manifestes préavis, un analgésique, comme la buprénorphine (0,05-0,1 mg / kg par voie sous cutanée donnée), peuvent être appliquées. Les procédures devraient être en conformité avec IACUC de chaque institution. </li></ol> 4. Détermination des charges bactériennes <ol><li> Préparer 5 ml des tubes séparés pour chaque paire de la vessie et des reins pour être récolté. Ajouter 1 ml de PBS / tubes / vessie 1x de la souris pour être récolté. Ajouter 0,8 ml de PBS 1x / tubes / paire de reins de souris pour être récolté. Étiqueter chaque tube pour correspondre à une souris donnée. Préparer une plaque de 96 puits contenant 180 pi de PBS 1x dans chaque puits pour 01h10 dilutions en série. </li><li> Nettoyer la zone de travail avec 70% d&#39;éthanol et couvrir la zone avec une couverture ou une serviette en papier absorbant. </li><li> Anesthésier la souris avec l&#39;isoflurane (voir l&#39;étape 3.4) jusqu&#39;à ce que la souris cesse de respirer pendant environ 1 min, puis placez-le sur la couverture ou une serviette en papier absorbant. D&#39;autres méthodes de euthanasia sont également acceptés par les comités du IACUC, tels que le dioxyde de carbone, et peut être remplacé par overdose d&#39;isoflurane. </li><li> Sacrifice la souris par dislocation cervicale rapide qui consiste à retenir le cou à la base de la tête et la queue tirant horizontalement loin du corps jusqu&#39;à dislocation se produit. REMARQUE: La plupart des comités IACUC exigent un moyen secondaire de l&#39;euthanasie et la dislocation cervicale est une méthode courante. Cependant, d&#39;autres méthodes peuvent être utilisées si elles sont approuvées par le comité IACUC. </li><li> Placez la souris morte sur son dos et pulvériser éthanol à 70% sur l&#39;abdomen. On dissèque la souris, la récolte de la vessie et des reins, en ce qu &#39;afin de minimiser les risques de contamination du sang suivant la dissection du rein. Placez les organes indépendamment préparés dans les tubes de 5 ml contenant 1x PBS (voir l&#39;étape 4.1). NOTE: Utiliser différents ciseaux pour la dissection externe et pour le prélèvement d&#39;organes à minimiser la contamination. </li><li> Appuyez sur le tube pour assurer les organes sont en til 1x PBS. Répétez l&#39;étape 4,3-4,5 pour chaque souris. Ciseaux propres et pince à 70% d&#39;éthanol après chaque souris. </li></ol> 5. bactérienne Recovery <ol><li> Homogénéiser la vessie et des reins récoltée dans les tubes de 5 ml avec un homogénéiseur de tissu, par 15 sec 30 sec rein et par la vessie. Rincer homogénéiseur de façon séquentielle dans du PBS 1x, 70% d&#39;éthanol et 1 x PBS entre les échantillons. </li><li> Faire des dilutions en série à 1:10 à 10 -8 et la plaque pour chaque dilution UFC (unités formant colonie) sur des plaques de gélose LB. Incuber les plaques à 37 ° C pendant la nuit et compter les colonies le lendemain. </li></ol> 6. IBC Enumeration <ol><li> Retirer de manière aseptique la vessie et le placer dans 1x PBS dans une plaque à 6 puits avec un fond de silicone. Les plaques peuvent être préparés en utilisant un kit d&#39;élastomère de silicone et en versant d&#39;environ 1 cm de silicone dans chaque puits, voir instructions du fabricant. Couper la vessie dans la moitié avec des ciseaux. </li><li> En utilisant de petites broches métalliques évasement doucement le bladder de sorte que la lumière de la vessie est orientée vers le haut. Veillez à placer les broches sur les bords extérieurs des sections de la vessie pour assurer la quantité maximale de urothélium est exposée. </li><li> Après évasement, laver délicatement la vessie une fois avec PBS 1x. Retirez le 1x PBS à la pipette. Fixer la vessie en ajoutant suffisamment de paraformaldehyde à 3% pour couvrir toute la vessie évasée. ATTENTION: Paraformaldéhyde est cancérigène. Équipement de protection approprié, y compris des gants, doit être porté en tout temps. L&#39;élimination doit suivre les directives institutionnelles. </li><li> Incuber à température ambiante pendant 1 heure. Enlever la solution de paraformaldéhyde. Laver une fois avec PBS 1x. </li><li> Laver avec une solution de lavage de LacZ (MgCl2 2 mM, désoxycholate de sodium à 0,01% et 0,02% nonidet-p40in 1x PBS) trois fois pour 5 min par lavage. </li><li> Enlever la solution de lavage et ajouter suffisamment LacZ tache (9,5 ml de solution de lavage LacZ, 0,4 ml 25 mg / ml de X-gal et 0,1 ml de 100 mM K-FERROCYANURE / K-FERRICYANURE) pour couvrir les vessies. Incuber à 30 ° C overniGHT abri de la lumière. </li><li> Retirer vessies écartés de l&#39;incubateur et observer GRV, qui apparaissent puncta bleu comme visualisées avec un microscope à dissection, 40-60X grossissement. REMARQUE: Parfois, une souris peut uriner avant le placement du tube sous l&#39;urètre. Dans ce cas, attendre 15-20 minutes avant de tenter de recueillir à nouveau urine. </li></ol> 7. Collection d&#39;urine pour Bactériurie CFU Enumeration (Non applicable pour Cauti) <ol><li> Pour recueillir l&#39;urine avant ou après l&#39;infection doucement retenir la souris en maintenant la queue et en le plaçant sur une surface plane élevée (en haut de la cage de la souris). </li><li> Maintenir un tube de 1,5 ml stérile sous l&#39;urètre de la souris. Appuyez doucement sur le dos de la souris près de la queue pour faire pression sur la vessie. Catch l&#39;urine dans le tube de 1,5 ml. </li><li> Assurez-série des dilutions 1:10 à 10 -7 et plaque chaque dilution sur LB. appropriée Incuber les plaques à 37 ° C pendant la nuit et compter les colonies le lendemain. </li></ol> 8. Cauti Modèle de protocole, cathéter aiguille Préparation pour Cauti Modèle (Figure S2) <ol><li> Retirez le bouchon de l&#39;aiguille 30 G. Couper un morceau de tube PE10 et 5 mm morceau de tube de silicone tel que RenaSIL 7 mm. Enfilez l&#39;aiguille avec PE10 tube jusqu&#39;à ce que le tube touche la base de l&#39;aiguille. </li><li> Puis nourrir la pièce de 5 mm sur l&#39;aiguille contenant PE10. UV stériliser les aiguilles assemblées nuit. NOTE: En chargeant le tube de silicone, laissez environ 1 mm de la tubulure étendant au-delà de la pointe de l&#39;aiguille. </li></ol> 9. E. faecalis OG1RF inoculum bactérien Préparation <ol><li> Préparer OG1RF inoculum à partir de 48 heures avant le jour de l&#39;inoculation. Streak OG1RF sur une BHI (infusion de coeur de cerveau) plaque à partir d&#39;un stock congelé. </li><li> Choisissez une colonie et l&#39;inoculer dans 10 ml de BHI et de croître de manière statique pendant 18 heures à 37 ° C. Centrifuger la culture et laver le culot (3 fois) en volumes de 1 ml de PBS stérile 1x. </li><li> Reprendre le culot bactérien dans PBS 1x. Mesurer la densité optique bactérienne et ajuster la concentration de la taille de l&#39;inoculum souhaité. La concentration standard de l&#39;inoculum utilisé est de 10 7; Cependant, cela peut varier en raison de la conception de l&#39;étude </li></ol> 10. cathéter Implantation <ol><li> Nettoyez le poste de travail avec 70% d&#39;éthanol et couvrir la zone avec une couverture absorbante (ou utiliser une hotte à flux stérile). </li><li> Fixez cathéter-aiguille à un vide de 1 ml (TB) seringue. Coupez un morceau carré de 1 pouce de parafilm et de mettre un peu de lubrifiant chirurgicale (environ la taille d&#39;un centime) sur le dessus. REMARQUE: Deux aiguilles différentes sont utilisées pour le dépôt du cathéter et de l&#39;inoculum à l&#39;inoculation accidentelle minimisée en raison de la manipulation mécanique nécessaire pour cathéter implantation. Ceci permet aussi pour des raisons de commodité de préparation moins aiguilles d&#39;inoculation. </li><li> Anesthésier souris C57BL / 6 en les mettant dans un bocal en verre de 32 onces contenant un thé-infuser balle avec des boules de coton trempé dans 3 ml d&#39;isoflurane ou de la chambre de vaporisation (à la suite fabrique protocole) jusqu&#39;à inconsciente mais respire encore normalement (1 respiration / sec). </li><li> Ensuite, placez la souris sur le dos sur une serviette en papier et de répandre les jambes. Couvrir le nez de la souris avec un cône de nez ou 50 ml tube conique avec des boules de coton contenant une petite quantité (environ 1-2 ml) de l&#39;isoflurane. ATTENTION: L&#39;isoflurane est un anesthésique par inhalation. Utiliser dans un endroit bien ventilé et minimiser l&#39;inhalation par le chercheur. </li><li> Palpiter doucement la vessie pour induire la miction et d&#39;assurer une vessie annulé. Essuyez région de l&#39;urètre avec un éthanol à 100% essuyer. </li><li> Désinfectez la région de l&#39;urètre avec une solution de povidone-iode à 10% en utilisant un applicateur coton-tige. Tamponnez l&#39;aiguille d&#39;inoculation / seringue, premier point, dans le lubrifiant chirurgicale. REMARQUE: Povidone-iode est utilisé pour l&#39;implantation du cathéter, qui est une solution aseptique plus fort que l&#39;alcool. Cathéter implantation nécessiteplus manipulation mécanique pour insérer le cathéter et donc un plus grand risque de contamination. </li><li> Insérer le cathéter dans l&#39;ouverture de l&#39;urètre. Une fois dans, l&#39;utilisation des pinces pour pousser le (PE10 7 mm) de long morceau vers la vessie, par conséquent, la poussée (5 mm silicone) petit cathéter et le déposer dans la vessie. Retirez l&#39;aiguille, avec le tube de 7 mm encore attaché, immédiatement. </li></ol> 11. bactérienne inoculation <ol><li> Suivez le protocole d&#39;inoculation bactérienne dans l&#39;article 3, en utilisant l&#39;inoculum préparé à partir de la section 9. Retirer la souris du cône de nez et de le retourner dans sa cage </li></ol> 12. A chaque point Temps de Sacrifice <ol><li> Préparer tubes de 5 ml pour la vessie et les reins (organes Pour suivre l&#39;étape 4.1) et 1,5 ml tube Eppendorf pour les cathéters. Ajouter 1 ml de 1 x PBS à 1,5 ml pour des échantillons tube Eppendorf de cathéter </li><li> Suivez les étapes 4.3 à 4.5. Disséquer la souris, la récolte de la vessie, les reins et le cathéter, plaCING les tissus indépendamment en 5 ml tubes contenant 1x PBS et le cathéter dans le Eppendorf de 1,5 ml (voir l&#39;étape 12.1). NOTE: Utiliser différents ciseaux pour la dissection externe et pour le prélèvement d&#39;organes et de récupération de cathéter pour minimiser la contamination </li><li> Ensuite, suivez l&#39;étape 4.6. </li></ol> 13. bactérienne Recovery <ol><li> Pour les organes, suivez les étapes 5.1 et 5.2. Pour la récupération des bactéries à partir de cathéters, vortex à la vitesse maximale pendant 30 s, sonication des échantillons de cathéter pendant 5 minutes en utilisant un sonicateur à bain, puis vortex à la vitesse maximale pendant encore 30 secondes. </li><li> Assurez-série des dilutions 1:10 à 10 -8 et plaque chaque dilution pour UFC recensement sur ​​des plaques BHI. Incuber les plaques à 37 ° C pendant la nuit et compter les colonies le lendemain. </li></ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils ont aucun intérêt financier concurrentes.

Communauté simple acquis UTI est une infection courante et coûteuse qui représente plusieurs millions de visites de soins primaires chaque année 46. En outre, CAUTIS sont une infection acquise de santé commun qui est devenu extrêmement coûteux pour les fournisseurs de soins de santé que les Centres de services Medicare et Medicaid ne rembourse les fournisseurs pour le coût supplémentaire de traitement résultant de l&#39;hôpital acquis Cauti 45. Les modèles de souris de l&#39;UTI, tant cystite et Ca...

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/video/52892/establishment-and-characterization-of-uti-and-cauti-in-a-mouse-model">Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model</a>. The Protocol section has been updated.
The ethics statement has been updated from:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20120216, which was approved 01/11/2013 and expires 01/11/2016. Overall care of the animals was consistent with The guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the &#8220;AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.&#8221;
to:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20150226, which expires 12/10/2018. Overall care of the animals was consistent with The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the &#8220;AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.&#8221;
Step 3 has been updated from:
3. Bacterial Inoculation
<ol>
	<li>Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).</li>
	<li>Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing. 
	NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder.</li>
	<li>Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.</li>
	<li>Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a 32 ounce glass jar containing a tea-infuser ball with cotton balls soaked with 3 ml of isoflurane or vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec). 
	NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a jar or vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution. 
	NOTE: If glass jar with tea-ball and/or nose cone with isoflurane-soakd cotton balls are used, the animal must be carefully observed to avoid anesthetic overdose and death. The advantage of using a vaporizer and anesthesia chamber is that it provides controlled isoflurane administration that avoids accidental overdoses. CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation.</li>
	<li>Remove the mouse from the jar/vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.</li>
	<li>Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) or 50 ml conical tube with a cotton ball containing a small amount (approximately 1-2 ml) of isoflurane.</li>
	<li>Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.</li>
	<li>Inoculate each mouse with 50 &#181;l of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 &#181;l/sec). Remove the inoculation needle from the mouse. 
	NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle.</li>
	<li>Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.&#160;&#160; 
	NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05&#8722;0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution&#8217;s IACUC.</li>
</ol>
to:
3. Bacterial Inoculation
<ol>
	<li>Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).</li>
	<li>Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing. 
	NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder.</li>
	<li>Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.</li>
	<li>Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec). 
	NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution. 
	CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation.</li>
	<li>Remove the mouse from the vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.</li>
	<li>Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) to maintain anesthetization.</li>
	<li>Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.</li>
	<li>Inoculate each mouse with 50 &#181;l of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 &#181;l/sec). Remove the inoculation needle from the mouse. 
	NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle.</li>
	<li>Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.&#160;&#160; 
	NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05&#8722;0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution&#8217;s IACUC.</li>
</ol>

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/video/52892/establishment-and-characterization-of-uti-and-cauti-in-a-mouse-model">Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model</a>. The Protocol section has been updated.

Erratum: Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model

Infections des voies urinaires (IVU) sont l&#39;une des infections bactériennes les plus courantes et peuvent être divisés en deux catégories basées sur le mécanisme d&#39;acquisition, la communauté et nosocomiale acquise UTI. Les infections urinaires se produit souvent chez les femmes et des études, autrement sains acquis communautaire ont montré qu&#39;environ 50% des femmes auront au moins une infection urinaire dans leur vie 1. En outre, la récidive est un problème majeur. Une femme qui a une infection aiguë initiale a une chance d&#39;avoir une seconde infection dans les six mois malgré un traitement antibiotique approprié et de nombreuses femmes continuent à avoir de fréquentes récidives 2 25-40%. Les bactéries qui causent ces infections sont également de plus en plus de protocoles de traitement de plus en plus résistantes aux antibiotiques de confusion 3-6. UTI affectent des millions de personnes chaque année coûte environ 2,5 milliards de dollars en frais liés aux soins de santé aux États-Unis, soulignant l&#39;impact et la prévalence de la maladie1,7 .Nosocomial acquis les infections urinaires sont principalement liés à la présence de corps étrangers tels que cathéters. les infections urinaires de cathéter associée (Cauti) restent la nosocomiale la plus fréquente acquise UTI, représentant ~ 70-80% de ces infections 8. En outre, Cauti est associée à une augmentation de la morbidité et de la mortalité et il est la cause la plus fréquente des infections sanguines secondaires 9. Communauté associée UPEC acquis les infections urinaires sont pensés pour être causé par l&#39;introduction de bactéries dans la vessie à partir de réservoirs dans le tractus gastro-intestinal par le biais d&#39;une manipulation mécanique pendant les rapports sexuels, le manque d&#39;hygiène ou d&#39;autres dynamique des populations microbiennes entre l&#39;hôte différentes niches 10. Une fois à l&#39;intérieur de la vessie, UPEC emploient de nombreux facteurs de virulence, y compris la capsule, les systèmes d&#39;acquisition du fer, des toxines, un plasmide de virulence, ARNt, îlots de pathogénicité et de facteurs de colonisation qui ont été montrés à jouer un rôle dans la pathogenèse &lt;sup&gt; 11-14. Critique à l&#39;établissement de la colonisation UPEC, UPEC codent également plusieurs types de chaperon adhésif huissier voie (CUP) pili qui reconnaissent les récepteurs avec une spécificité stéréochimique 15. Pili de type 1, pointe avec l&#39;adhésine FimH, sont exprimées par l&#39;UPEC et lier uroplakins 16 et α-β-1, 3 intégrines 17, qui sont exprimés sur la surface luminale des deux vessies humaines et de souris 18 mannosylée. Ces interactions à médiation FimH faciliter la colonisation bactérienne et l&#39;invasion des cellules epitheliales superficielles 19,20. Une fois à l&#39;intérieur de la cellule, UPEC peut échapper dans le cytoplasme où une seule bactérie peut rapidement diviser pour former une communauté bactérienne intracellulaire (IBC), qui, lors de la maturation, peut contenir ~ 10 4 21 bactéries. Formation IBC a été démontrée dans au moins six différentes souches de souris, C3H / poule, C3H / HeJ, C57BL / 6, ABC, FVB / NJ et BALB / c, et avec une grande variété de différentes UPESouches de carbone et d&#39;autres Enterobacteriaceae 22-24. Toutefois, des différences temporelles et spatiales de la formation IBC peuvent varier en fonction de l&#39;arrière-plan de la souris et la souche UPEC infecter. Dans C3H / HeN infectées par le UPEC prototypique souches UTI89 ou la formation CFT073, IBC peuvent être visualisés sous forme de petites biomasses de bactéries dès 3 HPI (post-infection h). Cette communauté continue à se développer et atteint un &quot;point médian&quot; de développement d&#39;environ 6 hpi lorsque les bactéries en forme de bâtonnets occupent un grand pourcentage de l&#39;espace cytoplasmique de cellules parapluie superficielles différenciées Ces forme précoce GRV d&#39;une manière relativement synchrone avec la majorité affichant des dimensions similaires et morphologies. ~ 8 hpi les bactéries dans le changement IBC d&#39;une bacilles à Cocci morphologie. GRV sont de nature transitoire. Ainsi, le BAC maturation 12-18 résultats de HPI à l&#39;expansion continue de la population bactérienne, suivi par leur filamentation et la dispersion de la wi cellulaireth propagation ultérieure à des cellules voisines 23. Ainsi, le créneau IBC permet une croissance bactérienne rapide dans un environnement à l&#39;abri de réponses 25 immunitaires et des antibiotiques hôtes. Les étapes distinctes d&#39;infection UPEC qui sont vus dans les souris sont également observées chez l&#39;homme, tels que les GRV et filamentation, soutenant le modèle de la souris de l&#39;UTI comme un outil bénéfique qui peut être utilisé pour modéliser UTI chez les humains 22,26-28. Alors que la majorité des femmes ressentent une infection urinaire dans leur vie, le résultat de ces infections peut varier de l&#39;infection de l&#39;auto-limitation aiguë sans récidive, à la cystite récidivante fréquente. En outre, des études ont montré une forte survenue familiale de l&#39;UTI, ce qui suggère une composante génétique contribue à la susceptibilité 29 UTI. Nous avons constaté que les résultats UTI différentes dans les cliniques peuvent être reflétés par les résultats différents de l&#39;infection expérimentale UPEC entre souches consanguines de souris 30. Par exemple, C3H / poule, l&#39;ABC, Des souris DBA, et C3H / HeOuJ sont sensibles, de manière infectieux dépendante de la dose, de longue durée, la cystite chronique caractérisée par la persistance, les bactéries de titre élevé (&gt; 10 4 unités formant des colonies (CFU) / ml), un titre élevé de bactéries charges de la vessie au sacrifice&gt; 4 semaines post-infection (WPI), l&#39;inflammation chronique, et la nécrose urothelial. Ces souris présentent également des taux sériques élevés de IL-6, G-CSF, KC, et IL-5 dans les 24 premières HPI qui servent de biomarqueurs pour le développement de la cystite chronique. Cela peut représenter fidèlement le cours naturel des infections urinaires chez certaines femmes, que des études contre placebo ont montré qu&#39;un grand pourcentage de femmes victimes de UTI conservera des niveaux élevés de bactéries dans l&#39;urine pendant plusieurs semaines après les premiers symptômes de la cystite si pas donné un traitement antibiotique 31 , 32. En outre, en utilisant des souris C3H / poule, nous avons constaté que des antécédents de cystite chronique est un facteur de risque important pour les infections récurrentes sévères ultérieures. Infection urinaire récidivante est le plus simanifestation clinique gnificant de l&#39;UTI et la souris C3H / HeN est actuellement le seul modèle étudié qui récapitule une prédisposition accrue après l&#39;exposition précédente. Un deuxième résultat UTI est récapitulée dans C57Bl / 6 souris où l&#39;infection aiguë UPEC est auto-limitation, avec une résolution de l&#39;inflammation de la vessie et bactériurie une semaine environ. Fait intéressant, dans ce modèle, UPEC former facilement des réservoirs intracellulaires de repos dans le tissu de la vessie à partir de laquelle UPEC sont capables de sortir d&#39;un état ​​de dormance pour relancer une UTI actif, potentiellement expliquer un mécanisme de même souche UTI récurrent chez l&#39;homme 33, 34. En plus des influences génétiques sur UTI susceptibilité, l&#39;introduction d&#39;un cathéter dans la vessie augmente considérablement la probabilité d&#39;avoir une infection ainsi que l&#39;augmentation du nombre de bactéries capables de provoquer une infection. Il a été démontré que le cathétérisme urinaire humaine provoque histologique etchangements immunologiques dans la vessie dus au stress mécanique qui entraîne une réponse inflammatoire robuste, exfoliation, œdème de la lamina propria et submucusa, amincissement urothelial et lésion de la muqueuse urothélium et les reins 35,36. En outre, le cathéter offre une surface pour la fixation bactérienne créant ainsi un environnement utilisé par plusieurs espèces de provoquer Cauti. Alors que UPEC sont encore un contributeur majeur, Enterococcus faecalis représente 15% de ces Cauti 37. E. faecalis est de plus en plus résistantes aux antibiotiques avec résistance à la vancomycine émergence, posant un grave problème de santé 38. E. faecalis possèdent de nombreux facteurs de virulence y compris les toxines et adhésines nécessaires pour la fixation à la fois le cathéter et l&#39;épithélium 38. Pendant sondage urinaire, l&#39;hôte est vulnérable à l&#39;adhésion microbienne, la multiplication et la diffusion dans le 39,40 urinaire. E. FAECAlis forme un biofilm sur le cathéter dans le cadre d&#39;un mécanisme de persister dans la vessie et de diffuser vers les reins, qui est reproduite dans un modèle de souris Cauti 41. Récemment, il a été montré pendant un cathétérisme urinaire, fibrinogène (Fg) est libéré dans la vessie dans le cadre de la réponse inflammatoire. Fg accumule dans la vessie, le cathéter couches et est essentielle pour E. faecalis formation de biofilm, fonctionnant comme un échafaudage de fixation. Dans un modèle de souris C57BL / 6 de la souris de Cauti, nous avons découvert que E. faecalis formation de biofilm sur le cathéter, et donc la persistance dans la vessie, était à la charge sur le pili Ebp, spécifiquement son EBPA pointe d&#39;adhésine. Nous avons constaté que le domaine N-terminal de EBPa se lie spécifiquement à FG revêtement du cathéter. En outre, il a été constaté que E. faecalis utilise Fg comme source de métabolite cours de l&#39;infection, améliorant ainsi la formation de biofilm 42. Des modèles de souris sont révélés indispensables à undertanding ainsi que la prévision des manifestations cliniques de l&#39;UTI et Cauti 41. Dans cet article, nous démontrons la préparation de l&#39;inoculum de la cystite UPEC isolons UTI89 et l&#39;inoculation transurétrale de souris C3H / poule. En outre, nous démontrons un protocole pour l&#39;insertion du cathéter dans des souris C57BL / 6 et de l&#39;inoculation E. souche faecalis OG1RF. Ces deux techniques conduisent à UTI ou Cauti cohérente et fiable chez la souris. Nous affichons également des techniques utilisés pour observer la formation IBC au cours cystite aiguë et la collecte d&#39;urine pour l&#39;analyse de la cystite chronique ou récurrente. Souris C3H / HeN ont été utilisées pour étudier les aspects de la pathogenèse UPEC y compris invasion initiale bactérienne, la formation IBC, filamentation et le développement de la cystite chronique 23,33,43. Ces paramètres de virulence ont également été étudiés dans une variété d&#39;autres milieux de souris 22,33. Pour Cauti, C57BL / 6 modèle permet pour l&#39;implantation d&#39;un corps étranger dans la vessie avec le co bactérienne ultérieureionisation, qui peut être maintenu pendant 7 jours après l&#39;infection 41. Ces modèles ont été utiles pour évaluer les mécanismes de virulence bactérienne, les réponses de l&#39;hôte aux infections urinaires et des mécanismes de subvertir réponses de l&#39;hôte, dont une grande partie a été ensuite récapitulées ou observés dans les populations humaines cliniques.

<table><tbody><tr><td>Matériel pour la préparation des cathéters et des aiguilles :</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aiguilles 30 G</td><td>BD Precision Glide</td><td>305106</td><td>30 G x &frac12 ; (0,3 mm x 13 mm)</td></tr><tr><td>Tube en polyéthylène PE10</td><td>BD</td><td>427400</td><td>Diamètre intérieur -0,011 po (0,28 mm) ; diamètre extérieur &ndash ; 0,024 po (0,61 mm)</td></tr><tr><td>RenaSIL 025 tube en silicone durci au platine</td><td>Braintree Scientific, Inc</td><td>SIL 025</td><td>diamètre intérieur-0,012 x diamètre extérieur 0,025, bobine</td></tr><tr> de 25 pi <td colspan="4">Matériau pour les infections :</td></tr><tr><td>Isoflourane &ndash ; Isothesia</td><td>Butler Schein</td><td>29405</td><td>250 ml</td></tr><tr><td>Verre transparent Pot à bords droits</td><td>Kimble Chase</td><td>5413289V 21</td><td></td></tr><tr><td>Infuseur à thé en acier inoxydable</td><td>Schefs-Amazon</td><td></td><td>Premium Loose Leaf Tea Infuser By Schefs - Acier inoxydable - Grande capacité -</td></tr><tr><td>Boules de coton non stériles</td><td>Fisherbrand</td><td>22-456-880</td><td></td></tr><tr><td>50 ml Tubes Falcon</td><td>VWR</td><td>89039-660</td><td></td></tr><tr><td>Isotec 3 -vaporisateur</td><td>Ohmeda</td><td>1224478</td><td></td></tr><tr><td>Ear punch</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-812-201</td><td>(si nécessaire)</td></tr><tr><td>Solution de bétadine</td> Solution <td></td> de <td>bétadine</td><td>10 % Povidie-iode solution topique</td></tr><tr><td>Q-tips Fisher</td><td>Scientific</td><td>22-037-924</td><td>6 pouces</td></tr><tr><td>Couches pour banc</td><td>Fisherbrand</td><td>14206 63</td><td>Coussinets absorbants (20" X36 pouces tapis)</td></tr><tr><td>Lubrifiant chirurgical</td><td>Surgilube</td><td>0281-0205-36</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de dissection</td><td>Outils pour les sciences fines, INC</td><td>14084-08</td><td></td></tr><tr><td>Pince Micro-Adson</td><td>Outils pour les sciences fines, INC</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 1 ml</td><td>BD</td><td>309659</td><td>Pointe à tuberculine</td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Bemis</td><td>PM996</td><td>4 pouces x 125 PI</td></tr><tr><td>Rack Eppendorf</td><td>Fisherbrand</td><td>05-541-1</td><td></td></tr><tr><td>Tubes Eppendorf</td><td>MIDSCI</td><td>AVX-T-17-C</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Prélèvement cathéters, vessies et reins :</td></tr><tr><td>Homogénéisateur</td><td>PRO Scientific INC</td><td>Bio-Gen Pro 200</td><td></td></tr><tr><td>5 ml tube à fond rond en polypropylène</td><td>BD</td><td>352063</td><td>pour homogénéisation d’organes</td></tr><tr><td>Serviette en papier</td><td>Georgia-Pacific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Éthanol</td><td>Pharmco-AAPER</td><td>11100020S</td><td>200 proof</td></tr><tr><td>Costar&trade ; Polystyrène transparent 96-Well Plaques</td><td>Corning</td><td>3788</td><td></td></tr><tr><td>1x Phosphate sodium salin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3813</td><td></td></tr><tr><td>BRANSONIC Nettoyeur à ultrasons 1210</td><td>Branson Ultrasonics Corporation</td><td>1210</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">IBC matériaux :</td></tr><tr><td>Plaque d’essai de culture tissulaire à 6 puits</td><td>Techno Plastic Products</td><td>92006</td><td></td></tr><tr><td>Pins</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-20</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184</td><td>Dow Corning</td><td>3097358-1004</td><td>Kit d’élastomère de silicone</td></tr><tr><td>X-gal (5-bromo-4-chloro-3-indolyl-b-D-galactoside)</td><td>Invitrogen</td><td>15520-034</td><td></td></tr><tr><td>N, N-diméthylformamide</td> ultrapur <td>Sigma Aldrich</td><td>D4551</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2 (Chlorure de magnésium)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M8266</td><td></td></tr><tr><td>Désoxycholate de sodium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D6750</td><td></td></tr><tr><td>Nonidet-P40</td><td>Roche</td><td>11754599001</td><td>Octylphenolpoly(ethyleneglycolether)n</td></tr><tr><td>Hexacyanoferrate de potassium(II) trihydraté (K-ferrOcyanure)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3289</td><td></td></tr><tr><td>Hexacyanoferrate de potassium(III) (K-ferrIcyanure)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>60299</td><td></td></tr></tbody></table>

création et caractérisation de l&#39;uti et cauti dans un modèle de souris

Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model

Les infections des voies urinaires (IVU) sont très répandus, une cause importante de morbidité et sont plus résistantes aux traitements avec des antibiotiques. Les femmes sont beaucoup affligé par UTI: 50% de toutes les femmes auront une infection urinaire dans leur vie. En outre, 20-40% de ces femmes qui ont une première UTI subira une récidive avec certains souffrant de récidives fréquentes avec grave détérioration de la qualité de vie, la douleur et l&#39;inconfort, la perturbation des activités quotidiennes, l&#39;augmentation des coûts de soins de santé, et quelques options de traitement autres de prophylaxie antibiotique à long terme. Uropathogène Escherichia coli (UPEC) est l&#39;agent causal primaire de la communauté acquise UTI. UTI du cathéter-associé (Cauti) est l&#39;hôpital infection la plus fréquente acquis représente un million occurrences dans les États-Unis chaque année et les coûts de soins de santé dramatiques. Alors que UPEC est également la principale cause de Cauti, d&#39;autres agents pathogènes sont d&#39;une importance accrue, y compris Enterococcusfaecalis. Ici, nous utilisons deux modèles de souris bien établies qui récapitulent plusieurs des caractéristiques cliniques de ces maladies humaines. Pour UTI, un modèle C3H / HeN récapitule la plupart des caractéristiques de virulence UPEC observés chez les humains y compris les réponses de l&#39;hôte, la formation IBC et filamentation. Pour Cauti, en utilisant un modèle souris C57BL / 6, qui conservent les implants cathéter de la vessie, a été montré pour être sensibles à E. faecalis infection de la vessie. Ces modèles représentatifs sont utilisés pour acquérir de nouvelles connaissances frappantes dans la pathogenèse de la maladie UTI, qui conduit à la mise au point de nouveaux traitements et stratégies de gestion ou de prévention.

Les modèles intravésicale d&#39;UTI associée simple et le cathéter fournissent des plates-formes flexibles pour élucider les mécanismes moléculaires de la pathogénie bactérienne, l&#39;impact de ces maladies sur les tissus de l&#39;hôte, et le développement et l&#39;essai de nouvelles approches pour gérer ces infections courantes et coûteuses. Selon la souche de souris et pathogène, l&#39;inoculation intravésicale peut être utilisée pour étudier les interactions hôte-pathogène à élucider les facteurs nécessaires pour l&...

La capacité à modéliser les infections des voies urinaires (IVU) est cruciale pour pouvoir comprendre la pathogenèse bactérienne et favoriser le développement de nouvelles thérapies. L’objectif de ce travail est de démontrer des modèles murins d’infections urinaires expérimentales et d’infections urinaires associées à un cathéter qui récapitulent et prédisent les résultats observés chez l’homme.

Création et caractérisation de l&#39;UTI et Cauti dans un modèle de souris

Urinary tract infections (UTI) are highly prevalent, a significant cause of morbidity and are increasingly resistant to treatment with antibiotics. ...

L'objectif général de cette procédure est de présenter une méthode fiable pour induire des infections des voies urinaires ou IVU, ainsi que des IVU associées à un cathéter, ou IVUAC, dans un modèle murin, et d'évaluer ces infections. Ceci est réalisé en préparant tout d'abord correctement les inoculums bactériens, le cathéter et l'aiguille. Ensuite, les voies urinaires de la souris sont inoculées par voie intravésicale et cathétérisées.Ensuite, les tissus du tractus urinaire et les cathéters sont prélevés pour évaluer l'infection. Enfin, l'infection est quantifiée en déterminant la charge bactérienne dans les tissus, l'urine et les cathéters, ainsi que la formation éventuelle de communautés bactériennes intracellulaires, ou CBC. En définitive, le dénombrement des UFC et la coloration laxy permettent de montrer l'installation, la persistance et la gravité de la colonisation du tractus urinaire dans un modèle murin.Le principal avantage de cette technique réside dans l'élaboration d'un modèle fiable permettant d'imiter les infections urinaires humaines afin de mettre au jour les étapes critiques de la pathogenèse des ITU. Ce modèle a contribué au développement de nouveaux traitements et thérapeutiques contre les infections urinaires. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car l'inoculation, la manipulation et l'évaluation des communautés bactériennes intracellulaires sont difficiles à apprendre, étant donné que la manipulation de l'urètre et du tissu vésical n'est pas intuitive.Pour commencer, enfiler environ un pouce de tube PE 10 sur la tige d'une aiguille de calibre 30. Stériliser au rayonnement UV toute la nuit et préparer l'inoculum bactérien. Selon le protocole indiqué sur un poste de travail stérilisé, aspirer jusqu'à 0,9 millilitre de l'inoculum bactérien préparé dans une seringue d'un millilitre.Fixer l'aiguille d'inoculation stérile préparée avec le tube en PE sur la seringue, puis, à l'aide de ciseaux stériles, couper le tube à un millimètre de longueur. Après avoir anesthésié une souris femelle conformément au protocole décrit, placer celle-ci sur le dos sur une serviette en papier et écarter les pattes. Fixer un embout nasal sur la souris et fournir un débit contrôlé d'isoflurane.Palpez doucement la vessie pour induire la miction et éviter la vessie, puis nettoyez la zone péri-urétrale avec une lingette imprégnée d'éthanol à 100 %. Trempez la pointe de l'aiguille d'inoculation, orientée vers l'avant, dans le lubrifiant chirurgical. Insérez ensuite l'aiguille d'inoculation dans l'urètre sur une profondeur d'environ 12 millimètres et appuyez doucement sur le piston de la seringue pour administrer 50 microlitres de la solution bactérienne dans la vessie.Pour recueillir l'urine, avant ou après l'infection, maintenez délicatement la souris en saisissant la queue et en la plaçant sur une surface plane surélevée, comme le dessus d'une cage à souris. Tenez un tube stérile de 1,5 millilitre sous l'urètre de la souris et appuyez doucement sur le dos de l'animal près de la queue afin d'exercer une pression sur la vessie. Recueillez l'urine dans le tube.Après avoir préparé une dilution sérielle de l'urine et effectué une culture pendant une nuit, comptez les colonies afin de réaliser le protocole C-A-U-T-I. Commencez par couper un morceau de tube PE 10 de sept millimètres et un morceau de tube en silicone de cinq millimètres, par exemple du reil. Retirez le bouchon d'une aiguille de calibre 30 et utilisez le tube PE 10 pour enfiler l'aiguille jusqu'à sa base.Ensuite, enfiler le tube en silicone sur le PE 10. Pour implanter le cathéter, fixer l'aiguille du cathéter à une seringue vide d'un millilitre. Couper un morceau carré de paraffine d'un pouce de côté et y déposer une petite quantité de lubrifiant chirurgical.Après avoir anesthésié la souris, placez-la sur le dos sur une serviette en papier et fixez un cône nasal pour délivrer de l'isoflurane. Palpez doucement la vessie pour induire la miction et vous assurer que la vessie est vide. Ensuite, utilisez un essuie-tout imprégné d'éthanol à 100 % pour nettoyer la zone péri-urétrale.Ensuite, utilisez une solution de 10 % de povidone-iodure et un applicateur en coton pour désinfecter la zone péri-urétrale, puis trempez la pointe de l'aiguille d'inoculation dans le lubrifiant chirurgical. Insérez ensuite le cathéter dans l'orifice urétral. Une fois en place, utilisez une pince pour pousser le tube en polyéthylène vers la vessie, ce qui permettra de placer le petit cathéter en silicone dans la vessie.Ensuite, retirez immédiatement l'aiguille avec le tube de sept millimètres toujours fixé. Après avoir préparé l'inoculum bactérien d'EFAs, utilisez-le pour infecter la vessie et remettez l'animal dans sa cage avant de déterminer la charge bactérienne selon la démonstration suivante. Une fois l'animal euthanasié, placez-le sur le dos et utilisez de l'éthanol à 70 % pour vaporiser l'abdomen, disséquez la souris, prélèvez la vessie, puis les reins dans cet ordre, et placez les organes dans des tubes séparés de cinq millilitres contenant un XPBS.Si la souris est canulée, retirez la canule de la vessie et placez-la dans un tube séparé. Après homogénéisation des organes, préparez des dilutions sériées et effectuez une culture pendant la nuit sur milieu LB en aérobiose, puis comptez les colonies pour l'analyse des IBC. Après prélèvement de la vessie, placez-la dans une cavité revêtue de silicone d'une plaque à six puits contenant du PBS et utilisez des ciseaux pour la couper en deux.À l'aide de petits broches métalliques placées le long des bords les plus externes, écartez délicatement la vessie de manière à ce que la lumière soit orientée vers le haut et que la quantité maximale d'urothélium soit exposée. Après avoir effectué la coloration XI comme décrit dans le protocole écrit, observez les IBC, qui apparaissent sous forme de points bleus au microscope stéréoscopique. Les données présentées ici représentent la colonisation aiguë du tractus urinaire par l'isolat prototypique de cystite à up e, UTI 89.Dans cette figure, les UFC observées quatre semaines après l'inoculation de souris C3 HHEN avec deux fois 10⁷ UFC de UPEC I89 sont présentées. Dans ces conditions expérimentales, 20 à 50 % des souris infectées développent une cystite chronique, tandis que les 50 à 80 % restants éliminent l'infection. La quantification des IBC constitue une mesure informative de la charge bactérienne lors de la cystite aiguë, et des niveaux élevés d'IBC sont corrélés au risque de développer une cystite chronique. Comme on le voit ici en utilisant la coloration LAE bécyanique, les IBC apparaissent sous forme de points bleu-violet sur l'urothélium, pouvant être dénombrés sur un fond C3 HHEN. En moyenne, environ 50 IBC peuvent être observés par vessie.Les données présentées ici proviennent d'un modèle murin d'implant vésical d'ITU à *C. albicans* et représentent des infections de 24 heures avec la souche *epha list* OG1RF. Lorsque 1 × 10⁷ UFC de OG1RF sont inoculées par voie intravésicale dans une vessie non implantée, l'infection commence à régresser au bout de 24 HPI et est résolue à 3 DPI. En revanche, l'inoculation de OG1RF dans une vessie implantée entraîne une colonisation à la fois du cathéter et de la vessie, avec des niveaux de colonisation dix fois plus élevés à 24 HPI que dans les vessies non implantées. Après cette procédure, d'autres techniques telles que la microscopie confocale et électronique peuvent être utilisées pour évaluer plus en détail la formation des CBI et la localisation bactérienne.Après son développement, cette technique a suscité un engouement chez de nombreux chercheurs dans le domaine des infections urinaires, qui ont pu ainsi explorer les facteurs de virulence bactériens et les réponses de l'hôte chez la souris, un modèle qui reproduit la pathogenèse humaine.

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Cette vidéo va montrer des méthodes pour induire des infections de souris transurethrally des voies urinaires et de quantifier l'ampleur des infections résultant.

Induction transurétrale d&#39;infection des voies urinaires souris

Source : Luyts, N., et al. Suivi longitudinal des infections urinaires et leur traitement chez la souris par imagerie bioluminescente. J. Vis. Exp. (2021).Cette vidéo montre l’induction et le suivi de l’infection des voies urinaires dans un modèle murin utilisant l’E. coli bioluminescente injectée dans la vessie, où se produisent l’adhésion, l’invasion et la réplication intracellulaire bactérienne. La lumière émise par l’opéron bioluminescent sert de marqueur en temps réel de la charge...

Visualisation de l’infection des voies urinaires dans un modèle murin utilisant la bioluminescence

Source : Conover, M. S., et al., J. Établissement et caractérisation des infections urinaires et de la maladie des urines dans un modèle murin. J. Vis. Exp. (2015)Cette vidéo montre la procédure pour assembler et implanter un cathéter transurétral chez une souris femelle, suivie d’une inoculation bactérienne pour établir une infection urinaire associée au cathéter et étudier les interactions hôte-pathogène médiées par biofilm.

Infection urinaire associée au cathéter dans un modèle murin

Cette vidéo décrit la procédure de génération d’un modèle murin expérimental de xénogreffe, qui peut être utilisé pour étudier la progression du carcinome à cellules urothéliales.

Xénogreffe tumorale dérivée d’un patient : une technique pour générer un modèle murin expérimental pour évaluer le carcinome à cellules urothéliales

Dans cette vidéo, nous décrivons la technique d’administration intravésicale de bactéries uropathogènes pour générer un modèle d’infection urinaire chez la souris. Ce modèle peut être utilisé pour comprendre la propagation de l’infection bactérienne uropathogène dans le système urinaire et les mécanismes qui déterminent la susceptibilité aux infections urinaires.

Génération d’un modèle d’infection des voies urinaires : une technique pour administrer des bactéries uropathogènes chez la souris afin de développer un modèle d’infection des voies urinaires

Cette vidéo démontre l’établissement d’une infection uropathogène à Escherichia coli dans une vessie de souris femelle par instillation d’un cathéter transurétral. Les bactéries injectées réussissent à établir une infection des voies urinaires dans la vessie, fournissant une plate-forme précieuse pour l’étude des maladies associées aux soins de santé liées aux voies urinaires.

Cathétérisme transurétral et inoculation bactérienne pour générer un modèle d’infection des voies urinaires chez des souris mâles

Etablissement d’un modèle d’infection urinaire chez des souris femelles

Infection de la prostate peut être un facteur contribuant à la médiation douleur pelvienne chez la prostatite chronique. Nous décrivons la procédure de préparation de l'inoculum bactérien standardisé, l'instillation de bactéries dans l'urètre chez les souris mâles et une méthodologie pour mesurer l'allodynie tactile chez la souris au fil du temps.

Mesure de l&#39;allodynie tactile dans un modèle murin de la prostatite bactérienne

Le modèle établi de cathétérisme transuréthrale de la souris permet l’étude des pathologies de la vessie, y compris les infections urinaires, mais ne peut être effectué chez les femelles. Un nouveau modèle de mâle instillation transurétrale, présenté ici, permettra des recherches dans une région marquée par fortes différences cliniques et épidémiologiques entre les sexes.

Infection des voies urinaires chez un modèle Animal petit : cathétérisme transuréthrale de souris mâles et femelles

Un modèle murin d’inoculation transurétrale d’E. coli uropathogène (UPEC) pour établir des réservoirs de vessie intracellulaire latents et une exposition ultérieure de la vessie à G. vaginalis pour induire une infection urinaire UPEC récurrente est démontré. Le dénombrement des bactéries, la cytologie de l’urine et la fixation et le traitement in situ de la vessie pour la microscopie électronique à balayage sont également démontrés.

Infection récurrente des voies urinaires à Escherichia coli déclenchée par Gardnerella vaginalis Exposition à la vessie chez la souris

Ce manuscrit décrit l’administration intravésicale de bactéries uropathogènes avec un opéron lux pour induire une infection des voies urinaires chez la souris et l’analyse longitudinale in vivo ultérieure de la charge bactérienne à l’aide de l’imagerie par bioluminescence.

Suivi longitudinal des infections des voies urinaires et leur traitement chez la souris à l’aide de l’imagerie par bioluminescence

Découvrez comment établir des infections urinaires et des ITU associées aux cathéters chez la souris. Cette méthode permet d'évaluer la colonisation bactérienne et la formation de communautés bactériennes intracellulaires pour développer de nouvelles thérapeutiques.

Création et caractérisation de l'UTI et Cauti dans un modèle de souris

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