Name: Un système simplifié pour la cellule évaluation mechanosensing et durotaxis In Vitro (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-08-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 50 s
Description: Découvrez une méthode simplifiée pour étudier la durotaxie cellulaire in vitro en utilisant des substrats PDMS de rigidité définie. Ce protocole permet d'observer la migration préférentielle des cellules vers les surfaces plus rigides par microscopie en temps réel.

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Ce travail est soutenu par le NIH R01 GM47607, CA163296 et NSF 1.334.493 de CET. Nous remercions les membres du laboratoire Turner pour une lecture critique du manuscrit. Toutes les données présentées dans ce rapport ont été reproduits avec l&#39;autorisation de Wormer et al. 2014 11.

1. Préparation de durotaxis Chambers <ol><li> Pour préparer un 6 puits plaque de culture de tissu, tarer la balance avec un tube conique de 50 ml. Peser environ 10 g de la solution de base PDMS dans le tube de 50 ml (la solution est tout à fait visqueux). </li><li> Pour un 90: 1 substrat (conformité de ~ 1 kPa), diviser le poids mesuré de la solution de base PDMS dans le tube par 90 pour déterminer le montant exact de la solution de réticulation nécessaire. Ajouter la quantité calculée d&#39;agent de réticulation de la solution de PDMS dans le même tube. Exemple: 10 g / 90 = 0,11 g. Ajouter 0,11 g de la solution d&#39;agent de reticulation PDMS à la solution de base PDMS. REMARQUE: Les solutions de la base et réticulation sont tous deux fournis dans le kit PDMS. </li><li> Mélanger vigoureusement le mélange base / agent de réticulation PDMS pendant 5 min à température ambiante à l&#39;aide d&#39;une petite spatule. A ce stade, le mélange contiendra un grand nombre de bulles d&#39;air. </li><li> Centrifuger le substrat PDMS dans une centrifugeuse de paillasse pendant 5 min à 50 g à RT pour enlever le Bubbles. Si il ya des bulles encore après la 5 min, centrifuger à nouveau. </li><li> Introduire à la pipette 1 ml de 90: 1 PDMS substrat dans chaque puits de la culture de tissus traités plaque à 6 puits. Les bulles d&#39;air restant présent dans les PDMS peuvent être éliminés à ce stade par les éclater en utilisant une aiguille 21 G. Autoriser les PDMS à se répandre pendant 30 min dans le puits. </li><li> Faire bouillir 12 mm verre # 1 lamelles dans de l&#39;eau distillée pendant 5 min. Répétez deux fois et stocker les lamelles dans de l&#39;eau distillée. </li><li> Placez une, lamelle séchée dans chaque puits de la plaque de culture tissulaire en touchant doucement d&#39;un côté de la lamelle dans la solution PDMS puis déposez la lamelle sur le PDMS. Comme la lamelle retombée, les PDMS vont commencer à empiéter sur les bords de la lamelle, mais ne couvrira pas complètement. Cela va générer une interface entre les PDMS et verre après le durcissement (voir Figure 1A, B). </li><li> Incuber la plaque à 70 ° C dans un four pendant 16 heures pour guérir (durcir) les PDMS. Placer le plate dans une hotte de culture cellulaire et stériliser UV pendant 10 min. NOTE: Il est préférable de faire les plaques dans quelques jours d&#39;utilisation. Cependant, les plaques peuvent être enveloppés dans du Parafilm sans tampon et conservés à 4 ° C pendant jusqu&#39;à 2 semaines sans diminution notable de la qualité. </li></ol> 2. Cellule Placage NOTE: Si l&#39;étude de l&#39;effet de knockdown de siRNA médiation, effectuer l&#39;effet de choc en utilisant les instructions du fabricant ou le protocole optimisé pour le type de choix de cellule. <ol><li> Enrober chaque durotaxis chambre avec 1 ml de 10 pg / ml de fibronectine dans du PBS sans calcium et de magnésium pendant 1 heure à 37 ° C. En variante, la fibronectine peut être appliqué le jour avant l&#39;analyse par incubation des PDMS avec 10 ug / ml de fibronectine dans du PBS pendant 16 heures à 4 ° C. Assurez-vous que toute la surface est immergée dans la fibronectine dans une solution de PBS. </li><li> Préparer 1% de BSA dénaturée à la chaleur. Peser 0,5 g de BSA et le dissoudre dans 50 ml de PBS.Filtre stériliser la solution à travers un filtre de 0,22 pm et de la chaleur à 80 ° C pendant 12 min. Note: Préparer cette solution la veille à la cellule de placage et conserver à 4 ° C. </li><li> Aspirer la solution de fibronectine et laver 3 fois avec PBS. Ajouter 1 ml de BSA dénaturée par la chaleur dans du PBS à chaque puits et incuber pendant 30 min à température ambiante. </li><li> Trypsiniser et compter les cellules de choix, tandis que les chambres de durotaxis bloquent avec le BSA dénaturée par la chaleur. </li><li> Plate 1 x 10 5 cellules dans un volume de 2 ml dans chaque puits de la chambre de durotaxis, en utilisant le support requis pour le type particulier de cellule de choix. Permettre aux cellules d&#39;adhérer et se répandent sur ​​le substrat pendant 4 heures dans un incubateur humidifié à 37 ° C avec 5% de CO 2. REMARQUE: U2OS cellules sont couramment maintenues dans du DMEM avec 10% de FBS, supplémenté avec 2 mM de L-glutamine, du pyruvate de sodium 1 mM, et 10 UI / ml de pénicilline, 10 ug / ml de streptomycine. NOTE: Le nombre de cellules utilisé dans cet exemple est optimisée pourU2OS cellules. Optimisation pour d&#39;autres types de cellules peut être nécessaire. Cette densité donne les cellules assez de place pour migrer sans interactions importantes avec d&#39;autres cellules. </li></ol> 3. imagerie des cellules vivantes <ol><li> Effectuer imagerie des cellules vivantes sur un microscope inversé, en utilisant contraste de phase avec un objectif 10X. Le microscope doit être équipé d&#39;une chambre humidifiée environnement clos, permettant le contrôle de la température à 37 ° C et 5% de CO 2 lors de l&#39;imagerie à long terme. </li><li> Après que les cellules se sont propagées pendant environ 3,5 heures, assembler la plaque dans la chambre de microscope. Laisser l&#39;échantillon (s) à équilibrer dans la chambre pendant 30 minutes. </li><li> Mettre en place automatisée, multi-point en visite sur le microscope si disponible. Concentrez-vous sur l&#39;interface entre les 90: 1 PDMS et la lamelle de verre et choisir les points à l&#39;image tout autour de l&#39;interface avec une moyenne de 40 points par durotaxis chambre. Image les cellules toutes les 10 minutes jusqu&#39;à 16 h. NOTE: La rerégion d&#39;intérêt apparaît sous la forme de deux lignes, avec la ligne extérieure correspondant au bord de la lamelle couvre-objet et la ligne interne correspondant à l&#39;interface réelle entre les PDMS et la lamelle. Voir Figure 1B. </li></ol> Analyse des données 4. <ol><li> Générer un tableur comme dans le tableau 1. </li><li> Comptez le nombre d&#39;événements de passage des PDMS à la surface du verre et vice versa à partir de chaque film généré. Notez le nombre d&#39;événements de passage dans la colonne appropriée dans la feuille de calcul Excel. REMARQUE: Un événement de passage est défini comme le noyau de la cellule en passant au-dessus de la limite entre les PDMS et le verre dans les deux sens. </li><li> Pour quantifier plusieurs passages, compter le nombre de fois que la cellule a traversé l&#39;interface. Ce nombre devrait être enregistrée dans la colonne Excel correspondant au substrat sur lequel la cellule se trouvait à la fin du film. Répétez l&#39;analyse pour chaque cellule qui traverse l&#39;interface en tfilm il. Exclure les cellules qui migrent hors du champ de vision au cours de l&#39;imagerie. NOTE: Il est également important de vérifier, par comptage au début de l&#39;expérience cellule, que les cellules sont capables d&#39;adhérer de manière égale aux PDMS revêtues de fibronectine et les surfaces de lamelle de verre. </li><li> Calculer le pourcentage de cellules qui ont migré à partir de PDMS à la surface du verre (par exemple, a subi durotaxis). Ajouter le nombre de traverser les événements de doux à dur et les multiples événements de passage qui se sont terminées sur le disque et diviser par le nombre total d&#39;événements de passage. </li><li> Calculer le pourcentage de multiples passages en divisant le nombre de multiples passages par le nombre total de passages. </li></ol>

<ol><li>Engler, A. J., Sen, S., Sweeney, H. L., Discher, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Matrix+elasticity+directs+stem+cell+lineage+specification%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Matrix elasticity directs stem cell lineage specification.</a> Cell. 126 (4), 677-689 (2006).</li>
<li>Paszek, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tensional+homeostasis+and+the+malignant+phenotype%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Cell%22%5BJournal%5D)">Tensional homeostasis and the malignant phenotype.</a> Cancer Cell. 8 (3), 241-254 (2005).</li>
<li>Levental, K. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Matrix+crosslinking+forces+tumor+progression+by+enhancing+integrin+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Matrix crosslinking forces tumor progression by enhancing integrin signaling.</a> Cell. 139 (5), 891-906 (2009).</li>
<li>Lo, C. M., Wang, H. B., Dembo, M., Wang, Y. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+movement+is+guided+by+the+rigidity+of+the+substrate%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Cell movement is guided by the rigidity of the substrate.</a> Biophysical Journal. 79 (1), 144-152 (2000).</li>
<li>Plotnikov, S. V., Waterman, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guiding+cell+migration+by+tugging%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Guiding cell migration by tugging.</a> Current Opinion in Cell Biology. 25 (5), 619-626 (2013).</li>
<li>Choquet, D., Felsenfeld, D. P., Sheetz, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+matrix+rigidity+causes+strengthening+of+integrin-cytoskeleton+linkages%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Extracellular matrix rigidity causes strengthening of integrin-cytoskeleton linkages.</a> Cell. 88 (1), 39-48 (1997).</li>
<li>Balaban, N. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Force+and+focal+adhesion+assembly%3A+a+close+relationship+studied+using+elastic+micropatterned+substrates%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Force and focal adhesion assembly: a close relationship studied using elastic micropatterned substrates.</a> Nature Cell Biology. 3 (5), 466-472 (2001).</li>
<li>Provenzano, P. P., Keely, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+signaling+through+the+cytoskeleton+regulates+cell+proliferation+by+coordinated+focal+adhesion+and+Rho+GTPase+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">Mechanical signaling through the cytoskeleton regulates cell proliferation by coordinated focal adhesion and Rho GTPase signaling.</a> Journal of Cell Science. 124 (8), 1195-1205 (2011).</li>
<li>Wang, Y. L., Pelham, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+a+flexible%2C+porous+polyacrylamide+substrate+for+mechanical+studies+of+cultured+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Enzymology%22%5BJournal%5D)">Preparation of a flexible, porous polyacrylamide substrate for mechanical studies of cultured cells.</a> Methods in Enzymology. 298, 489-496 (1998).</li>
<li>Prager-Khoutorsky, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibroblast+polarization+is+a+matrix-rigidity-dependent+process+controlled+by+focal+adhesion+mechanosensing%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Fibroblast polarization is a matrix-rigidity-dependent process controlled by focal adhesion mechanosensing.</a> Nature Cell Biology. 13 (12), 1457-1465 (2011).</li>
<li>Wormer, D. B., Davis, K. A., Henderson, J. H., Turner, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+focal+adhesion-localized+CdGAP+regulates+matrix+rigidity+sensing+and+durotaxis%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+ONE%22%5BJournal%5D)">The focal adhesion-localized CdGAP regulates matrix rigidity sensing and durotaxis.</a> PloS ONE. 9 (3), e91815(2014).</li>
<li>Trichet, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+of+a+large-scale+mechanosensing+mechanism+for+cellular+adaptation+to+substrate+stiffness%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Evidence of a large-scale mechanosensing mechanism for cellular adaptation to substrate stiffness.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 109 (18), 6933-6938 (2012).</li>
<li>Eyckmans, J., Boudou, T., Yu, X., Chen, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+hitchhiker%E2%80%99s+guide+to+mechanobiology%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Cell%22%5BJournal%5D)">A hitchhiker’s guide to mechanobiology.</a> Developmental Cell. 21 (1), 35-47 (2011).</li>
<li>Martinac, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanosensitive+ion+channels%3A+molecules+of+mechanotransduction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">Mechanosensitive ion channels: molecules of mechanotransduction.</a> Journal of Cell Science. 117 (12), 2449-2460 (2004).</li>
<li>Jafar-Nejad, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sec15%2C+a+component+of+the+exocyst%2C+promotes+notch+signaling+during+the+asymmetric+division+of+Drosophila+sensory+organ+precursors%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Cell%22%5BJournal%5D)">Sec15, a component of the exocyst, promotes notch signaling during the asymmetric division of Drosophila sensory organ precursors.</a> Developmental Cell. 9 (3), 351-363 (2005).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Ici, nous décrivons un test simple pour étudier durotaxis dans les cellules de la migration. Une des grandes forces de ce test est la facilité de préparation des chambres de durotaxis utilisant PDMS. La rigidité des substrats peut être facilement manipulé en changeant le rapport de la solution de base PDMS agent de reticulation afin de permettre l&#39;étude des diverses rigidités dans le dosage. Cependant, une limitation potentielle du système est que les cellules ne sont exposés à un seul changement de rigidité substra...

La matrice extracellulaire (ECM) est constitué d&#39;un ensemble complexe de protéines de structure de réticulation et y compris le collagène, la fibronectine et la laminine. Bien qu&#39;il soit bien établi que l&#39;ECM fournit un soutien structurel important pour les tissus cellulaires, il est de plus en plus de preuves pour indiquer que les cellules réagissent activement aux changements physiques de leur environnement ECM pour réguler divers processus cellulaires, y compris la survie cellulaire, la différenciation et la migration cellulaire. Par exemple, les différences dans la rigidité de l&#39;ECM peuvent conduire les cellules souches mésenchymateuses vers différentes lignées, avec des substrats souples (~ 1 kPa) promotion lignées neurogéniques tout raides (~ 25 kPa) substrats favorisent la différenciation ostéogénique 1. De même, a montré une augmentation de la rigidité de la matrice du stroma, de promouvoir la tumorigenèse mammaire de cellules épithéliales et dans l&#39;invasion des tissus environnants 2,3. Un aspect particulièrement intéressant de la présente mechanosignrésultats de l&#39;activité de aling dans un processus connu sous le nom durotaxis, dans lequel les cellules migrent préférentiellement vers un substrat plus rigide. 4,5 Les cellules détectent en permanence les caractéristiques physiques de leur environnement extracellulaire par récepteur d&#39;intégrine de liaison à l&#39;ECM. Ceci, à son tour, favorise l&#39;accumulation de nombreuses protéines de structure et de signalisation de leurs domaines cytoplasmiques pour entraîner la formation de structures adhésives connues sous le nom adhésions focales focales ou des contacts 6,7. Depuis intégrines ont pas d&#39;activité enzymatique inhérente, les signaux sont relayés de l&#39;ECM à travers ces protéines accessoires pour coordonner la réponse de la cellule à leur environnement changeant 8. En conséquence, l&#39;identification et la caractérisation des protéines clés impliquées dans la régulation mechanosignaling et durotaxis est un domaine de recherche important. Différents systèmes de modèles ont été mis au point pour étudier durotaxis in vitro, mais la plupart ontutilisés substrats de Polyacrylamide enrobé de collagène 4. Cependant, la préparation des substrats de Polyacrylamide peut être techniquement difficile et le collagène utilisé dans ces essais doit être chimiquement réticulé sur le substrat neuf. Polydiméthylsiloxane (PDMS) substrats se sont révélés présenter des propriétés mécaniques comparables aux substrats de Polyacrylamide à 10. Toutefois, les substrats PDMS sont préparées en mélangeant simplement un rapport de la base pour agent de réticulation et de ces substrats peuvent être revêtus avec des protéines d&#39;ECM sans la nécessité d&#39;une reticulation chimique, ce qui rend PDMS un outil plus facile à étudier les effets de la rigidité sur le comportement de la cellule. Ici, nous décrivons comment préparer une chambre de durotaxis simple dans lequel un substrat de PDMS souple est intégré avec une lamelle de verre rigide. L&#39;essai, comme indiqué ci-dessous, fournit une méthode simple et rapide pour étudier durotaxis. Pour cette étude, nous avons utilisé des cellules d&#39;ostéosarcome de U2OS humaines combinées avec le siRNA médiationknockdown de cdGAP pour étudier le rôle de cette protéine d&#39;adhésion focale dans durotaxis 11. Surtout, ce protocole peut être facilement adapté aux besoins individuels. Autres types de cellules peuvent être substitués pour les cellules U2OS et toute protéine peuvent être renversés ou surexprimés pour déterminer les effets sur le comportement des cellules pendant durotaxis. En outre, ce protocole peut être adapté pour incorporer des protéines par fluorescence marqués d&#39;analyser leur dynamique et leur comportement à l&#39;aide FRAP ou FRET approches.

<table><tbody><tr><td>Polydiméthylsiloxane (PDMS)</td><td>Dow Corning</td><td>3097358-1004</td><td>Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit</td></tr><tr><td>#1 Verre de couverture 12 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-545-82</td><td></td></tr><tr><td>Plaque 6 puits</td><td>Celltreat</td><td>229106</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Cellgro</td><td>15-017-CM</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamine</td><td>Cellgro</td><td>25-005-CI</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Pyruvate</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP356-100</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline/Streptomycine</td><td>Cellgro</td><td>30-002-CI</td><td></td></tr><tr><td>Fibronectine</td><td>BD Biosciences</td><td>610077</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Invitrogen</td><td>21600-044</td><td></td></tr><tr><td>Tubes Falcon</td><td>Celltreat</td><td>229456</td><td></td></tr><tr><td>Sérum de bovin fœtal</td><td>Atlanta Biologicals</td><td>S11150</td><td></td></tr><tr><td>Albumine sérique bovine</td><td>Sigma</td><td>A7906</td><td></td></tr><tr><td>U2OS cellules</td><td>ATCC</td><td>HTB-96</td><td></td></tr></tbody></table>

un système simplifié pour la cellule évaluation mechanosensing et durotaxis<em&gt; in vitro</em

A Simplified System for Evaluating Cell Mechanosensing and Durotaxis In Vitro

Les propriétés mécaniques et la composition de la matrice extracellulaire sont très variables entre les différents types de tissus. Cette diversité de stroma de tissu conjonctif considérablement le comportement des cellules des impacts pour réguler les processus normaux et pathologiques, y compris la prolifération cellulaire, la différenciation, la signalisation de l&#39;adhésion et la migration directionnelle. À cet égard, la capacité innée de certains types de cellules de migrer vers un substrat rigide, ou moins conforme matrice est appelée durotaxis. Ce phénomène joue un rôle important au cours du développement embryonnaire, la cicatrisation des plaies et l&#39;invasion des cellules cancéreuses. Ici, nous décrivons un test simple à étudier durotaxis, in vitro, utilisant polydiméthylsiloxane (PDMS) substrats. Préparation de la durotaxis décrit chambres crée une interface entre la rigidité du gel de PDMS relativement mou et une lamelle de verre rigide. Dans l&#39;exemple fourni, nous avons utilisé ces durotaxis chambres de démontrer un rôle pour le cdc42 / Rac1 activation GTPase protedans, cdGAP, dans les mécanorécepteurs et durotaxis la réglementation dans les cellules d&#39;ostéosarcome humain U2OS. Ce test est facilement adaptable à d&#39;autres types et / ou knockdown d&#39;autres protéines cellulaires d&#39;intérêt à explorer leurs rôles respectifs dans mechanosignaling et durotaxis.

Un schéma de la chambre de durotaxis est représentée sur la Figure 1A. Substrat de PDMS souple (un 90 mélange 1 de la base PDMS agent de reticulation solutions) est réparti dans une boîte de 6 puits et une lamelle de verre est placée sur le dessus du PDMS, qui couvre alors partiellement la surface supérieure de la lamelle couvre-objet, en créant ainsi une interface entre les deux substrats différents de conformité. La rigidité du substrat de PDMS est doux ~ 1 kPa, ce qui est comparable à la conformité t...

De nombreuses cellules de mammifères migrent préférentiellement vers une matrice ou un substrat plus rigide par durotaxie. L’objectif de ce protocole est de fournir un système in vitro simple qui peut être utilisé pour étudier et manipuler les comportements de la durotaxie cellulaire en incorporant des substrats de polydiméthylsiloxane (PDMS) de rigidité définie, en s’interfaçant avec des lamelles de verre.

Un système simplifié pour la cellule évaluation mechanosensing et durotaxis<em&gt; In Vitro</em

The composition and mechanical properties of the extracellular matrix are highly variable between tissue types. This connective tissue stroma diversity ...

L'objectif général de cette procédure est de fournir un système simplifié pour l'analyse de la durex cellulaire, un phénomène par lequel de nombreuses cellules de mammifères migrent préférentiellement vers un substrat plus rigide. Ceci est réalisé en préparant tout d'abord des substrats en Polyméthylséloxane ou PDMS de rigidité définie. Ensuite, le PDMS préparé est versé dans chaque puits d'une plaque à six puits et toutes les bulles d'air sont éliminées.Les chambres Durex sont ensuite complétées par la pose d'un coverslip stérilisé sur le dessus du PDMS dans chaque puits afin de créer une superposition. La dernière étape consiste à ensemencer des cellules dans les chambres Duro taxes à une densité permettant aux cellules suffisamment d'espace pour migrer sans interactions significatives avec d'autres cellules. Enfin, une microscopie de cellules vivantes est utilisée pour étudier les axxis dans les cellules migratrices.L'avantage principal de cette technique par rapport aux méthodes existantes telles que le polyacrylamide est qu'elle comporte une seule étape entre le PDMS souple et le verre rigide, contrairement aux gels à gradient. De plus, l'enduction du PDMS avec des composants de la matrice extracellulaire comme la fibronectine ne nécessite pas de réticulation chimique, laquelle est indispensable pour les gels de polyacrylamide. Pour préparer une plaque de culture tissulaire à six puits, commencez par déchirer l'équilibre avec un tube conique de 50 millilitres.Prélevez environ 10 grammes de la solution de base de polydiméthylsiloxane ou PDMS dans un tube de 50 millilitres. Pour un rapport de 90 à 1 du substrat, divisez le poids mesuré de la solution de base de PDMS par 90. Pour déterminer la quantité correcte de solution de réticulateur nécessaire, ajoutez la quantité calculée de solution de réticulateur de PDMS au tube, puis mélangez vigoureusement le mélange de base de PDMS et de réticulateur pendant cinq minutes à température ambiante.À l'aide d'une petite spatule à ce stade, le mélange contiendra un petit nombre de bulles d'air. Centrifuger le substrat en PDMS dans une centrifugeuse de table pendant cinq minutes à 50 fois. G. Ajouter la température ambiante pour éliminer les bulles s'il en reste.Après cinq minutes, effectuez une nouvelle centrifugation, puis pipetez un millilitre du substrat PDMS 90:1 dans chaque puits de la plaque de culture tissulaire traitée à six puits. Toutes les bulles d'air résiduelles présentes dans le PDMS peuvent être éliminées à ce stade en les perçant avec une aiguille de calibre 21.Laisser le PDMS s'étaler pendant 30 minutes dans le puits. Ensuite, faire bouillir des lamelles en verre de 12 millimètres, numéro un, dans de l'eau distillée pendant cinq minutes, au total trois fois. Placer une lamelle sèche dans chaque puits de la plaque de culture tissulaire en touchant doucement un côté de la lamelle.Insérez le lamelle dans la solution de PDMS, puis déposez délicatement le lamelle sur le PDMS. Lorsque le lamelle s'immobilise, le PDMS commence à recouvrir les bords du lamelle, sans toutefois le recouvrir complètement. Cela crée une interface entre le PDMS et le verre après polymérisation.Incuber la plaque à 70 degrés Celsius dans un four pendant 16 heures pour polymériser le PDMS. Enfin, placer la plaque dans une hotte de culture cellulaire et stériliser par rayonnement UV pendant 10 minutes. Recouvrir chaque chambre Durox d'un millilitre de fibronectine dans du tampon phosphate salin sans calcium ni magnésium, pendant une heure à 30 degrés Celsius.Veillez à ce que toute la surface soit immergée dans la solution de fibronectine dans le PBS. Préparez de l'albumine sérique bovine (BSA) à 1 % dénaturée par la chaleur en pesant 0,5 gramme de BSA et en la dissolvant dans 50 millilitres de PBS filtré. Stérilisez une solution à l’aide d’un filtre de 0,22 micron avant de la chauffer à 80 degrés Celsius pendant 12 minutes.Ensuite, aspirez la solution de fibronectine et lavez les chambres trois fois avec du PBS. Ajoutez un millilitre de BSA dénaturé par la chaleur dans du PBS dans chaque puits et incubez pendant 30 minutes à température ambiante, trypsinisez les cellules, puis comptez les cellules de votre choix pendant que les chambres Durex sont bloquées avec le BSA dénaturé par la chaleur. Aspirez la solution de BSA des chambres juste avant de semer les cellules.Plaquez 10 000 cellules dans un volume de deux millilitres dans chaque puits de la chambre doax. À l’aide du milieu requis pour le type cellulaire choisi, laissez les cellules adhérer et s’étaler sur le substrat pendant quatre heures dans un incubateur humide à 37 degrés Celsius avec 5 % CO2, puis effectuez une imagerie de cellules vivantes sur un microscope inversé en contraste de phase avec un objectif 10 x. Le microscope doit être équipé d’une chambre environnementale fermée et humidifiée, permettant de contrôler la température à 37 degrés Celsius et 5 % CO2 pendant l’imagerie à long terme.Après environ 3,5 heures de dispersion des cellules, monter la plaque dans la chambre du microscope. Laisser les échantillons s'équilibrer dans la chambre pendant 30 minutes. Configurer un système d'acquisition automatisé en plusieurs points sur le microscope, si disponible.Portez l'attention sur l'interface entre le PDMS et la lame de verre et choisissez des points à imager tout autour de cette interface. En moyenne, 40 points par chambre Durex, imagez les cellules toutes les 10 minutes pendant jusqu'à 16 heures ; la région d'intérêt apparaîtra sous forme de deux lignes, la ligne externe correspondant au bord de la lame de verre et la ligne interne correspondant à l'interface réelle entre le PDMS et la lame de verre. Pour analyser les données, générez un tableau similaire à celui présenté dans le protocole textuel.Comptez le nombre d'événements de franchissement du PDMS vers la surface en verre et inversement à partir de chaque vidéo générée. Un événement de franchissement est défini comme le passage du noyau cellulaire au-delà de la frontière entre le PDMS et le verre, dans un sens ou dans l'autre. Enregistrez le nombre d'événements de franchissement dans la colonne appropriée du classeur Excel afin de quantifier les franchissements multiples.Comptez le nombre de fois que la cellule a franchi l'interface. Ce nombre doit être enregistré dans la colonne Excel correspondant au substrat sur lequel la cellule se trouvait à la fin du film. Répétez l'analyse pour chaque cellule qui franchit l'interface dans le film.Exclure les cellules qui migrent hors du champ de vision pendant l'acquisition d'images. Calculer le pourcentage de cellules ayant migré du PDMS vers la surface en verre et ayant ainsi subi le test Duro Texas. Pour ce faire.Ajouter le nombre d'événements de franchissement passant du doux au dur ainsi que les événements de franchissement multiples qui se sont terminés sur le dur, puis diviser par le nombre total d'événements de franchissement. Calculer le pourcentage de franchissements multiples en divisant le total des franchissements multiples par le nombre total de franchissements, afin de commencer à comprendre le mécanisme moléculaire par lequel les cellules répondent aux indices mécaniques de leur environnement. Des protéines spécifiques peuvent être inhibées par ARNi, comme illustré ici.Environ 70 % des cellules contrôles traitées par ARNi présentaient un axe. De manière frappante, lorsque l'expression de CD gap était inhibée par ARNi, les cellules ne montraient aucune préférence quant à leur migration vers le substrat dur ou mou. En outre, les cellules avec inhibition de CD gap franchissaient la frontière plusieurs fois.Alors que les cellules traitées au irna contrôle franchissent généralement la frontière une seule fois, des pistes représentatives de cellules irna contrôle montrent que ces cellules migrent généralement à travers la frontière une fois seule et restent préférentiellement sur la surface la plus rigide, comparé aux cellules traitées au CD gap irna, qui ne démontrent aucune préférence pour l'une ou l'autre rigidité et franchissent la frontière plusieurs fois.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment préparer les substrats en PDMS, assembler les chambres duris et quantifier les impôts DUR.

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JoVE Journal

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