Name: Analyse de développement germe dentaire innervation Utilisation de périphériques Co-culture microfluidique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-08-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 1 s
Description: Apprenez à isoler et co-cultiver les ganglions trigéminaux et les bourgeons dentaires en développement à l'aide de dispositifs microfluidiques. Cette méthode permet d'étudier les interactions neuronales avec les tissus cibles dans un environnement contrôlé.

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Les travaux ont été financés par l’Université de Zurich. Les auteurs tiennent à remercier Estrela Neto et le Dr Meriem Lamghari pour leur aide dans l’établissement des conditions de co-culture.

Toutes les souris ont été maintenues et gérées selon la loi sur la protection des animaux en Suisse et en conformité avec les règlements de l&#39;office vétérinaire cantonal, Zurich. 1. Préparation de dissection Matériau, Culture Media, dispositifs microfluidiques <ol><li> Forceps autoclave micro-dissection et ciseaux (121 ° C, le temps de stérilisation: 20 min) et de les stocker dans un récipient stérile. </li><li> Stériliser lamelles de verre (24 mm x 24 mm) en les incubant dans HCl 1 M pendant 24 heures sur un agitateur orbital à 37 ° C. Laver trois fois avec eux stérile, H 2 O distillée et trois fois avec de l&#39;éthanol à 99%. Sec, puis les lamelles à 37 ° C ou sous une hotte à flux stérile. Enfin, l&#39;autoclave ou exposer les lamelles à la lumière UV (30 min) pour compléter la stérilisation. Lamelles peuvent ensuite être stockés dans de l&#39;éthanol 70%. </li><li> Retirer soigneusement l&#39;isolement périphériques AXIS Axon du package à l&#39;aide de pinces stériles et les placer dans une boîte de Pétri stérile. </li&gt; <li> En utilisant une biopsie poinçon stérile (ø: 1mm) créer un trou par échantillon pour être cultivées (figure 1) en correspondance des chambres de culture. NOTE: Ne perforer trop près des microsillons, car ils pourraient être endommagés par la pression appliquée. </li><li> Stériliser les Dispositifs d&#39;isolement AXIS Axon en les immergeant dans de l&#39;éthanol 70%. Sèches puis AXIS Axon Dispositifs d&#39;isolement et lamelles complètement sous une hotte à flux stérile. Attendre un minimum de 3 heures avant de procéder. NOTE: séchage incomplet entraînera l&#39;assemblage défectueux des dispositifs microfluidiques. </li><li> Placez chaque lamelle dans une boîte de Pétri de 35 mm ou dans un puits dans une plaque à 6 puits. </li><li> Placez le périphérique Isolation AXIS Axon sur la lamelle et appuyez doucement mais fermement avec une pince à bouts recourbés afin de permettre la pleine adhésion entre le dispositif d&#39;isolement et de la lamelle de verre. </li><li> Dans chaque chambre de culture, H 2 pipette 150 ul de poly-D-lysine (0,1 mg / ml dans stérile distillée,O). Placez les dispositifs microfluidiques sous vide pendant 5 minutes, afin d&#39;éliminer tout l&#39;air des chambres de culture. </li><li> Si de l&#39;air peut encore être vu dans les chambres, re-pipette la solution de poly-D-lysine dans les chambres. </li><li> Incuber les appareils avec O poly-D-lysine / N à 37 ° C. </li><li> Laver les chambres à trois temps avec stérile, H 2 O. distillée </li><li> Remplissez chambres avec 150 ul solution de travail laminine (Sigma-Aldrich, 5 ug / ml, dans du PBS ou un milieu sans sérum), et incuber O / N à 37 ° C. </li><li> Préparer 50 ml de milieu pour les cultures de ganglions de Gasser 37, composé comme suit: 48 ml Neurobasal moyenne, 1 ml B-27, 100 U / ml de pénicilline / streptomycine, 2 mM de L-glutamine, 5 ng / ml de facteur de croissance des nerfs (NGF) , 12:25 cytosine arabinoside. </li><li> Préparer 50 ml de milieu pour les cultures dent germinales 37, composé comme suit: 40 ml de DMEM-F12, 10 ml de sérum fœtal bovin (FBS, concentration finale: 20%), 100 U / ml de pénicilline / streptomycine, 2 mM de L-glutamine, 150 ug / ml d&#39;acide ascorbique. </li></ol> 2. Génération d&#39;embryon de souris et Dissection <ol><li> Déterminer l&#39;âge embryonnaire selon bouchon vaginal (bouchon vaginal: jour de développement embryonnaire 0,5, 0,5 ME) et le confirmer par l&#39;intermédiaire des critères morphologiques. Pour ce protocole, nous utilisons généralement des embryons de souris E14.5-E17.5. </li><li> Nettoyer la zone de dissection et le stéréoscope avec de l&#39;éthanol 70%. </li><li> Sacrifiez la mère enceinte par dislocation cervicale. Bloquer le col de la souris avec la première et la deuxième doigt sur une grille, et tirez avec la décision de la queue. </li><li> Disséquer la peau autour de l&#39;abdomen inférieur, et d&#39;ouvrir l&#39;abdomen avec des ciseaux. Situer l&#39;utérus: au cours de ces derniers stades de la grossesse, l&#39;utérus remplir abondamment la cavité abdominale. </li><li> Disséquer l&#39;utérus et le placer dans un tube rempli de PBS sur la glace. Lorsque sur la glace, le tissu peut être laissé pour plusieurs heures. Jeter le cadavre de la mère selon les directives institutionnelles </li> &lt;li&gt; disséquer les embryons de l&#39;utérus et de les libérer de leurs tissus extra-embryonnaires. Placez les embryons dans PBS sur la glace. </li><li> Décapiter les embryons avec des ciseaux, et séparer la mâchoire inférieure du reste de la tête avec des ciseaux micro-dissection (figure 2A). Retirer précisément la mâchoire inférieure, sans endommager les ganglions de Gasser; comme celles-ci sont localisées à proximité immédiate de la mâchoire inférieure, leur endommagement accidentel est possible. Préserver la mâchoire inférieure et le reste de la tête dans du PBS froid, sur la glace. </li><li> Pour disséquer TG, prendre la tête et placez-le sur une boîte de Pétri en verre de dissection, préalablement rempli avec du PBS froid. Utilisation de la pince, enlever la peau et le crâne. Retirer ensuite le télencéphale et le cervelet en plaçant une pince ci-dessous le télencéphale et un ascenseur; le télencéphale et au cervelet se retourner, en laissant la partie inférieure du crâne exposé. </li><li> Localiser le ganglion trijumeau (représenté sur la figure 2B). Utilisez la pincepour séparer la TG des nerfs trijumeau. Éliminer les restes de les projections du trijumeau utilisant les aiguilles de dissection comme couteaux. Placez le TG disséqué dans une boîte de Pétri remplie de PBS froid et de les garder sur la glace. </li><li> Pour disséquer dents embryonnaires, placer la mâchoire inférieure, préalablement séparée du crâne, sur le verre de dissection boîte de Pétri, rempli avec du PBS froid. En utilisant des aiguilles de dissection comme couteaux, retirez la langue et la peau entourant la mâchoire. Séparer l&#39;hémi-mâchoires gauche et droite en coupant le long de la ligne médiane de la mâchoire. Les germes dentaires sont facilement accessibles, comme le montre la figure 1C. Isoler les germes dentaires en utilisant des aiguilles de dissection et éliminer l&#39;excès de tissus non-dentaires. Placez les germes dentaires disséqués dans une boîte de Pétri remplie de PBS froid et de les garder sur la glace. </li></ol> 3. microfluidiques Co-cultures <ol><li> Après dissection, retirez la laminine des dispositifs microfluidiques. Remplir les chambres avec 200 ul de la respective médias. </li><li> Avec des pinces, transférer doucement les germes TG et dents disséqués dans les trous créés par poinçonnage (figure 1D). Assurez-vous que les germes dentaires ne flottent pas et qu&#39;ils coulent jusqu&#39;à ce qu&#39;ils touchent les lamelles. </li><li> Culture des échantillons dans l&#39;incubateur à 37 ° C, 5% CO 2. </li><li> Changer le milieu de culture toutes les 48 heures. Ne pas vider les chambres complètement, et ne pas pipeter directement dans les chambres de culture. Vidange complète de chambres se traduirait par la formation de bulles d&#39;air à l&#39;intérieur des chambres; pipetage directe dans la chambre de causer des dommages axonale. Pour éviter ces problèmes, éliminer le milieu pointant la pipette vers le côté externe des puits; de même, la pipette sur du milieu frais du côté des puits situés à l&#39;opposé des chambres. </li><li> Pendant la période de culture, co-cultures peuvent être facilement visualisés par microscopie time-lapse. Co-cultures peuvent être maintenues pendant plus de 10 jours. </li><li> Après la pério de cultured, laver les chambres en pipetant 150 pi de PBS dans un puits par chambre, et en laissant PBS circuler à travers les chambres à trois reprises. </li><li> Retirez le PBS et fixer les échantillons par pipetage 150 pi de paraformaldéhyde 4% (dans du PBS) dans un puits par chambre; incuber à température ambiante pendant 15 min. </li><li> Laver les chambres deux fois avec PBS comme décrit dans 3.6. </li><li> Procéder à une analyse plus approfondie. </li></ol>

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<li>Neto, E., Alves, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensory+neurons+and+osteoblasts%3A+close+partners+in+a+microfluidic+environment%5BTitle%5D)+AND+%22Integrative+Biology%22%5BJournal%5D)">Sensory neurons and osteoblasts: close partners in a microfluidic environment.</a> Integrative Biology. , (2014).</li>
<li>Pagella, P., Neto, E., Jiménez-Rojo, L., Lamghari, M., Mitsiadis, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidics+co-culture+systems+for+studying+tooth+innervation%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+physiology%22%5BJournal%5D)">Microfluidics co-culture systems for studying tooth innervation.</a> Frontiers in physiology. 5 (August), (2014).</li>
<li>Connor, R., Tessier-Lavigne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+maxillary+factor%2C+a+maxillary+process-derived+chemoattractant+for+developing+trigeminal+sensory+axons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Identification of maxillary factor, a maxillary process-derived chemoattractant for developing trigeminal sensory axons.</a> Neuron. 24, 165-178 (1999).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Précédente dans des études in vitro de la dent innervation étaient basées sur des co-cultures conventionnelles de ganglions de Gasser et les tissus dentaires ou des cellules 26,28,29. Ces études ont été menées pour étudier principalement les effets attractifs de ces cellules ou de tissus sur axones sensoriels 38. Bien amener des avancées significatives dans le domaine, plusieurs questions techniques ont été soulevées. germes de dents commencent à dégénérer après quelques jours de ...

Innervation joue un rôle clé dans le développement, l&#39;homéostasie et la régénération des organes et des tissus 1,2. En outre, l&#39;innervation est impliquée dans la régulation de la prolifération des cellules souches, la mobilisation et la différenciation 3-5. En effet, des études récentes réalisées dans les tissus du complexe orofaciale ont montré que les nerfs parasympathiques sont nécessaires pour la fonction épithéliale de cellules souches au cours du développement et de la régénération glandes salivaires 6,7. De même, il a été démontré que l&#39;innervation est nécessaire pour le développement et l&#39;entretien des papilles 8-11. Ainsi, il est important d&#39;analyser le rôle de l&#39;innervation encore négligées dans le développement d&#39;autres organes et tissus oro-faciales importants tels que des dents. En dépit de la richesse de l&#39;innervation dents d&#39;adulte, et contrairement à tous les autres organes et tissus du corps, developing dents commencent à être innervée au stade de la post-natales premiers. Les dents se développent en raison des interactions séquentielles et réciproques entre l&#39;ectoderme oral et crânienne neuronal mésenchyme de la crête dérivés. Ces interactions donnent lieu à adamantoblastes épithéliales dérivées et les odontoblastes mésenchymateuses dérivées qui sont responsables de la formation de l&#39;émail et de la dentine, 12 respectivement. Les nerfs sensoriels du ganglion de Gasser et les nerfs sympathiques du ganglion cervical supérieur innervent les dents d&#39;adultes de 13 à 15. Au cours de l&#39;embryogenèse, les fibres nerveuses émanant du projet de ganglions de Gasser vers les germes dentaires développement et progressivement entourer eux, mais ils ne pénètrent pas dans la papille mésenchyme dentaire 13. Les fibres nerveuses pénètrent dans la pulpe dentaire mésenchyme à des stades de développement plus avancés qui sont en corrélation avec la différenciation des odontoblastes et la matrice de la dentine dépôt 16. Pulpe dentaire innervation est complETED peu de temps après l&#39;éruption des dents dans la cavité buccale 13. Des études antérieures ont révélé que divers sémaphorines et neurotrophines sont impliqués dans la régulation de l&#39;innervation cours odontogenèse 16-19. Des études antérieures ont clairement démontré que l&#39;innervation est une condition préalable à la formation des dents chez les poissons 20. Des études plus récentes ont montré que l&#39;homéostasie des cellules souches mésenchymateuses dentaire dans incisives de souris est réglementée par les nerfs sensoriels via la sécrétion de sonic hedgehog (Shh) 21. Néanmoins, le rôle de l&#39;innervation de la dent initiation, le développement et la régénération est encore très controversée chez les mammifères 22 - 24. Une pléthore d&#39;études in vivo ont fourni des informations importantes sur les motifs de l&#39;innervation des tissus dentaires au cours des processus de développement et de réparation de divers modèles animaux 13,25,26. Cependant, la plupart de ces Approdes maux ne sont pas optimales pour mettre en évidence la base moléculaire des interactions entre les fibres nerveuses et les organes et tissus cibles. Co-cultures constituent une méthode utile pour étudier et manipuler les interactions entre les fibres nerveuses et des dents dans un environnement contrôlé et isolé de 26 à 29. Dans le même temps, la co-culture est soumise à diverses adaptations techniques. Par exemple, les nerfs et les tissus dentaires spécifiques (par exemple, la pulpe dentaire, follicule dentaire, l&#39;épithélium dentaire) nécessitent souvent différents milieux de culture afin de garantir la survie des tissus pendant de longues périodes de temps 30-32. Dans les dernières décennies, les co-cultures conventionnelles utilisant le même milieu de culture ont été effectués pour des périodes très courtes (par exemple, deux jours) pour étudier les effets attractives ou répulsives de développer des tissus buccaux et dentaires sur les fibres nerveuses sensorielles 27-29.Cependant, l&#39;extension de la période de culture est nécessaire pour étudier les effets de l&#39;innervation sur la morphogenèse de la dent et cytodifférenciation, et d&#39;étudier la dynamique de fibres nerveuses de branchement dans les organes cibles. Par conséquent, les co-cultures non-contigus serait plus approprié de réaliser des études sur des tissus interactions neuronales-dentaire. systèmes microfluidiques permettent des co-cultures de neurones et de différents types de cellules dans leur milieu de culture approprié. Dans ces dispositifs, les tissus dentaires et les neurones sont séparés dans des compartiments différents, tout en permettant la croissance des axones dans les corps cellulaires neuronaux à travers des microcanaux vers le compartiment contenant leur tissu cible 33. Les dispositifs microfluidiques ont déjà été utilisées pour étudier les interactions entre les neurones et les microglies 34,35, ainsi que des cellules à des interactions cellulaires dans le cancer et la néovascularisation 35. En outre, ces systèmes ont été utilisés pour étudier les interactions entre dorsal ganglions de la racine et les ostéoblastes 36. Nous avons démontré récemment que les ganglions de Gasser (TG) et les dents sont capables de survivre pendant de longues périodes de temps en cas de co-cultivées dans des dispositifs microfluidiques 37. De plus, nous avons démontré que les dents de différents stades de développement de maintenir dans ces conditions in vitro les mêmes effets répulsifs ou attractifs sur innervation trijumeau qu&#39;ils montrent in vivo 37. Ce protocole fournit des informations sur un moyen simple, puissant et flexible de co-culture ganglions / nerfs et les tissus cibles et d&#39;étudier les rôles des molécules spécifiques sur ces interactions dans un environnement contrôlé et isolé.

<table><tbody><tr><td>AXIS Axon Isolation Devices</td><td>Millipore</td><td>AX15010-TC</td><td>Des microcanaux de différentes longueurs sont disponibles</td></tr><tr><td>Laminin</td><td>Sigma Aldrich L2020</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neurobasal</td><td>Gibco</td><td>21103-049</td><td></td></tr><tr><td>B27</td><td>Gibco</td><td>17504</td><td></td></tr><tr><td>Souris recombinante bêta-NGF</td><td>R& D Systems</td><td>1156-NG-100</td><td>Bêta-NGF humain et rat (R& D Systems) sont équivalents</td></tr><tr><td>DMEM-F12</td><td>Gibco</td><td>11320-033</td><td></td></tr></tbody></table>

analyse de développement germe dentaire innervation utilisation de périphériques co-culture microfluidique

Analysis of Developing Tooth Germ Innervation Using Microfluidic Co-culture Devices

Innervation joue un rôle clé dans le développement, l&#39;homéostasie et la régénération des organes et des tissus. Cependant, les mécanismes sous-jacents de ces phénomènes ne sont pas encore bien compris. En particulier, le rôle dans le développement de l&#39;innervation de la dent et la régénération est négligée. Plusieurs études in vivo ont fourni des informations importantes sur les motifs de l&#39;innervation des tissus dentaires au cours des processus de développement et de réparation de divers modèles animaux. Cependant, la plupart de ces approches ne sont pas optimales pour mettre en évidence la base moléculaire des interactions entre les fibres nerveuses et les organes et tissus cibles. Co-cultures constituent une méthode utile pour étudier et manipuler les interactions entre les fibres nerveuses et des dents dans un environnement contrôlé et isolé. Au cours des dernières décennies, les co-cultures classiques en utilisant le même milieu de culture ont été effectués pendant des périodes très courtes (par exemple, deux jours)pour étudier les effets attractives ou répulsives de développer des tissus buccaux et dentaires sur les fibres nerveuses sensorielles. Cependant, l&#39;extension de la période de culture est nécessaire pour étudier les effets de l&#39;innervation sur la morphogenèse de la dent et cytodifférenciation. systèmes microfluidiques permettent des co-cultures de neurones et de différents types de cellules dans leur milieu de culture approprié. Nous avons montré récemment que les ganglions trigéminés (TG) et les dents sont en mesure de survivre pendant une longue période de temps lorsqu&#39;ils sont co-cultivées dans des dispositifs microfluidiques, et qu&#39;ils maintiennent dans ces conditions, le même schéma d&#39;innervation ils montrent que in vivo. Sur cette base, nous décrivons comment isoler et de co-culture et le développement de ganglions dents germes trijumeau dans le protocole de co-culture microfluidique décrit un moyen simple et flexible pour la co-culture ganglions / nerfs et les tissus cibles et d&#39;étudier les rôles de molécules spécifiques sur ces interactions dans un controlled et environnement isolé.

Ces résultats montrent que les ganglions trigéminés isolés peuvent se développer dans un compartiment du dispositif microfluidique et, en outre, que le développement des germes dentaires isolées est maintenue pendant une longue période de temps dans l&#39;autre compartiment du dispositif microfluidique. Des milieux de culture différents sont utilisés dans les deux compartiments, et les micro-rainures entre les deux compartiments permettre l&#39;extension de l&#39;axone du ganglion trijumeau vers les germes dentaires en ...

Les cocultures représentent une méthode précieuse pour étudier les interactions entre les nerfs et les tissus et organes cibles. Les systèmes microfluidiques permettent de co-cultiver des ganglions et des organes ou tissus entiers en développement dans différents milieux de culture, représentant ainsi un outil précieux pour l’étude in vitro de l’interaction entre les neurones et leurs cibles.

Analyse de développement germe dentaire innervation Utilisation de périphériques Co-culture microfluidique

Innervation plays a key role in the development, homeostasis and regeneration of organs and tissues. However, the mechanisms underlying these phenomena ...

L'objectif général de cette procédure est de montrer comment isoler et co-cultiver les ganglions trijumeaux en développement et les bourgeons dentaires. Cela s'accomplit en stérilisant, en montant et en recouvrant tout d'abord les dispositifs microfluidiques. La deuxième étape consiste à disséquer les ganglions trijumeaux et les bourgeons dentaires à un stade de développement spécifique chez la souris d'intérêt.Ensuite, les ganglions trijumeaux et les germes dentaires sont placés dans les dispositifs microfluidiques et cultivés en co-culture. La dernière étape consiste à fixer les cellules et à les colorer par immunofluorescence. Enfin, une microscopie est utilisée pour visualiser le schéma d'innervation résultant de la co-culture.Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que les cocultures conventionnelles, est qu'elle permet la coculture d'organes et de tissus différents, chacun dans son milieu de culture optimal. Cette méthode peut aider à répond游戏副本Ensuite, stérilisez un lot de lamelles en verre de 24 millimètres sur 24 millimètres en les plaçant dans une solution d'acide chlorhydrique à un molaire sur un agitateur orbital à 37 degrés Celsius pendant 24 heures. Lavez ensuite les lamelles trois fois avec de l'eau distillée stérile, puis rincez-les trois fois dans de l'éthanol à 99 %, faites-les sécher sous une hotte à flux laminaire ; une fois sèches, allumez la lumière UV de la hotte pendant 30 minutes. Conservez ensuite les lamelles dans de l'éthanol à 70 % jusqu'à ce qu'elles soient nécessaires.Ensuite, utilisez des pinces stériles pour retirer avec précaution les dispositifs microfluidiques d'isolement des axones de leur emballage et placez-les dans une boîte de Pétri stérile à l’aide d’un punch à biopsie stérile d’un millimètre. Créez un trou dans les dispositifs pour chaque échantillon, aligné avec les chambres de culture.Veillez à ne pas percer trop près des micro-gorges, car celles-ci pourraient être endommagées par la pression. Ensuite, stérilisez les dispositifs en les immergeant dans de l'éthanol à 70 %. Veillez à éliminer tout l'air emprisonné.Ensuite, retirez les dispositifs de l'éthanol et faites-les sécher complètement sous une hotte à flux laminaire. Retirez également les lamelles de la solution d'éthanol à 70 % et laissez-les sécher sous la hotte stérile. Attendez au moins trois heures avant de poursuivre.Placer chaque lame couvre-objet dans un puits d'une plaque à six puits. Ensuite, placer le dispositif microfluidique sur la lame couvre-objet et appuyer doucement mais fermement avec la pince afin d'assurer une adhérence complète entre le dispositif d'isolement et la lame couvre-objet en verre. Puis, ajouter 150 microlitres de poly-D-lysine à 0,1 milligramme par millilitre dans chacune des chambres de culture à l’aide d’une pipette.Ensuite, placer les dispositifs microfluidiques sous vide pendant cinq minutes afin d'éliminer tout l'air des chambres. Si de l'air est encore visible dans les chambres, répéter l'ajout de la solution de poly-D-lysine dans les chambres.Incubez les dispositifs avec la poly-L-lysine pendant la nuit à 37 degrés Celsius le jour suivant. Lavez les chambres trois fois avec de l'eau distillée stérile, puis remplissez les chambres avec 150 microlitres d'une solution working de laminine à cinq microgrammes par millilitre, et incubez-les pendant la nuit à 37 degrés Celsius. Ensuite, préparez les milieux de culture pour les ganglions trijumeaux et les bourgeons dentaires comme décrit dans le protocole de texte accompagnant.Nettoyez la zone de dissection et le stéréomicroscope avec de l'éthanol à 70 % et placez les instruments de dissection après l'euthanasie. Disséquez la peau autour de l'abdomen inférieur d'une souris gravide ayant des embryons âgés de E 14,5 à E 17,5. Ouvrez ensuite soigneusement l'abdomen à l'aide de ciseaux.Localisez l'utérus, retirez-le et placez-le dans un tube rempli de glace. Dans du PBS froid, disséquez les embryons et placez-les individuellement dans une nouvelle boîte de Pétri remplie de PBS glacé. Une fois tous les embryons séparés des tissus extra-embryonnaires, décapitez-les à l’aide de ciseaux.Séparez la mâchoire inférieure du reste de la tête à l’aide d’une microdissection avec des ciseaux, en prenant soin de ne pas endommager les ganglions trijumeaux. Ensuite, prenez la tête et placez-la sur une boîte de Pétri en verre refroidie. Utilisez une pince pour retirer la peau et le crâne.Ensuite, placer la pince en dessous du c&eacute;phalon et soulever. Pour retirer le c&eacute;phalon et le cervelet, localiser les ganglions trijumeaux et utiliser la pince ainsi que les aiguilles de dissection pour s&eacute;parer les ganglions trijumeaux des nerfs trijumeaux et nettoyer les ganglions. Conserver ceux-ci dans du PBS froid en utilisant les aiguilles de dissection comme des couteaux.Retirer la langue et la peau entourant la mâchoire. Séparer les deux hémimâchoires gauche et droite en coupant le long de la ligne médiane de la mâchoire. Puis localiser les bourgeons dentaires et les isoler à l’aide d’aiguilles de dissection. Après la dissection des ganglions trijumeaux et des bourgeons dentaires, retirer la laminine des dispositifs microfluidiques et remplir les chambres avec 200 microlitres du milieu respectif.À l’aide de pinces, transférer délicatement les ganglions trijumeaux disséqués et les bourgeons dentaires dans les orifices créés à l’aide d’un poinçon biopsique. Veiller à ce que les bourgeons dentaires ne flottent pas et qu’ils s’enfoncent jusqu’à entrer en contact avec les lamelles. Cultiver les échantillons dans un incubateur à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone.Changer le milieu de culture toutes les 48 heures pendant 10 jours pour renouveler le milieu. Tout d'abord, retirer le milieu en orientant la pipette vers le côté externe des puits. Ensuite, ajouter le nouveau milieu préchauffé sur le côté des puits situé à l'opposé des chambres pendant la période de culture.Observer les cocultures à tout moment en utilisant la microscopie optique. À la fin de la période de culture, laver les chambres en pipettant 150 microlitres de PBS dans un puits par chambre, en laissant le PBS circuler à travers les chambres. Répéter le lavage un total de trois fois après le dernier lavage.Retirer le PBS et fixer les échantillons en pipetant 150 microlitres de paraformaldéhyde à 4 % dans du PBS dans un puits par chambre, puis laisser le liquide circuler vers l'autre chambre. Incuber l'appareil à température ambiante pendant 15 minutes. Laver ensuite les chambres deux fois avec du PBS et poursuivre par des analyses supplémentaires telles que la coloration immunofluorescente et l'imagerie de l'expansion cellulaire.Lors de la culture en co-culture, les neurites issues des ganglions trijumeaux s'étendent depuis leur compartiment de culture et progressent vers le germe dentaire en développement. En fort grossissement, on peut observer les neurites qui s'allongent à travers les chambres axonales et les microsillons du dispositif microfluidique. L'évolution de la croissance nerveuse peut être suivie dans le temps afin de décrire le développement de l'innervation.Après cette procédure, d'autres méthodes comme la transcription d'ARN ou la production de protéines peuvent être réalisées afin d'étudier, par exemple, les modifications de l'expression des gènes ou de la sécrétion des protéines dans les tissus cibles suite à une innovation.

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Cette étude décrit les procédures de mise en place d'un axone des neurones et roman (astro) glie plate-forme de co-culture. Dans ce système de co-culture, la manipulation de l'interaction directe entre un axone unique (et unique cellule gliale) devient possible, ce qui permet une analyse mécaniste du neurone mutuelle à la signalisation gliales.

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Cette vidéo présente une technique permettant d’établir une co-culture de neurones trigéminaux et de cellules primaires de la pulpe dentaire à l’aide d’un filtre transwell. Dans cette condition physiquement séparée, les cellules mésenchymateuses obtenues à partir du tissu de la pulpe dentaire sécrètent des molécules de signalisation paracrine qui traversent les pores, favorisant la différenciation et la migration des neurones vers les cellules mésenchymateuses établissant un système de...

Etablissement d’une co-culture de cellules de pulpe dentaire et de neurones trijumeaux pour la communication croisée

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Ici, nous détaillons une méthode de culture des germes de dents dans la mandibule tranches en utilisant un broyeur de tissus. Cette méthode permet un accès unique à la dent au cours du développement, offrant une excellente occasion pour la manipulation et de la lignée de traçage, pas disponible en utilisant des méthodes de culture traditionnelles.

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Nous décrivons l’isolement, la dispersion et le placage des cellules primaires de pulpe dentaire (DP) avec les neurones trigéminaux (TG) cultivés au-dessus des filtres transwell. Les réponses cellulaires des cellules DP peuvent être analysées avec l’immunofluorescence ou l’analyse d’ARN/protéine. L’immunofluorescence des marqueurs neuronaux avec la microscopie confocale permet l’analyse des réponses de excroissance neurite.

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Utilisation de la culture d’organes de type Trowell pour étudier la régulation des cellules souches dentaires

Des travaux récents révèlent l’impact neuronal sur les cellules de gliome pédiatrique de haut grade (pHGG) et leurs interactions réciproques. Les présents travaux montrent le développement d’un modèle in vitro co-cultivant des cellules pHGG et des neurones glutamatergiques et ont enregistré leurs interactions électrophysiologiques pour imiter ces interactivités.

Co-culture de neurones glutamatergiques et de cellules de gliome pédiatrique de haut grade dans des dispositifs microfluidiques pour évaluer les interactions électriques

neuroHuMiX est un modèle avancé d’intestin sur puce permettant d’étudier les interactions des cellules bactériennes, épithéliales et neuronales dans des conditions de co-culture proximales et représentatives. Ce modèle permet de démêler les mécanismes moléculaires sous-jacents à la communication entre le microbiome intestinal et le système nerveux.

Un modèle d’intestin sur puce pour étudier l’axe microbiome intestinal-système nerveux

Apprenez à isoler et co-cultiver les ganglions trigéminaux et les bourgeons dentaires en développement à l'aide de dispositifs microfluidiques. Cette méthode permet d'étudier les interactions neuronales avec les tissus cibles dans un environnement contrôlé.

Analyse de développement germe dentaire innervation Utilisation de périphériques Co-culture microfluidique

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