Analyse des interactions entre les germes dentaires et les ganglions du trijumeau à l’aide d’un système de co-culture microfluidique

Prenons l’exemple d’un dispositif microfluidique recouvert d’un polymère synthétique et d’une protéine d’adhésion.

Le dispositif se compose de puits et de chambres de culture interconnectées séparées par des micro-rainures.

Les chambres contiennent des trous perforés pour le placement des tissus.

Obtenez les ganglions du trijumeau, une collection de corps cellulaires neuronaux du trijumeau, et les germes dentaires, des structures prénatales qui se développent en dents adultes, à partir d’un embryon de souris.

Placez les tissus dans les trous et ajoutez le milieu de culture correspondant.

Les nutriments et les vitamines contenus dans le milieu germinatif des dents facilitent la survie des germes dentaires pendant la culture.

La surface du dispositif revêtue et les facteurs de croissance dans les ganglions du trijumeau facilitent la croissance des neurites et des axones.

Les axones atteignent la chambre germinative de la dent à travers les microsillons.

Les signaux dérivés de la dent entraînent une répulsion neuronale, ce qui permet aux axones d’entourer le germe de la dent sans l’innerver.

Lavez les chambres de culture avec un tampon et fixez les tissus avec un fixateur.

La co-culture est maintenant prête pour une analyse plus approfondie.

Après la dissection des ganglions du trijumeau et des germes dentaires, retirez la laminine des dispositifs microfluidiques et remplissez les chambres avec 200 microlitres du milieu respectif. À l’aide d’une pince, transférez doucement les ganglions du trijumeau disséqués et les germes dentaires dans les trous créés à l’aide d’un poinçon de biopsie. Assurez-vous que les germes dentaires ne flottent pas et qu’ils coulent jusqu’à ce qu’ils entrent en contact avec les lamelles.

Cultivez les échantillons dans un incubateur à 37 degrés Celsius et à 5 % de dioxyde de carbone. Changer le milieu de culture toutes les 48 heures pendant 10 jours. Pour changer de fluide, il faut d’abord retirer le fluide en pointant la pipette vers le côté externe des puits. Ensuite, ajoutez le milieu frais préchauffé sur le côté des puits situés en face des chambres.

Pendant la période de culture, imagez les co-cultures à tout moment à l’aide de la microscopie optique. Après la période de culture, lavez les chambres en pipetant 150 microlitres de PBS dans un puits par chambre et en laissant le PBS s’écouler à travers les chambres. Répétez le lavage trois fois au total.

Après le dernier lavage, retirez le PBS et fixez les échantillons en pipetant 150 microlitres de paraformaldéhyde à 4 % dans du PBS dans un puits par chambre et en le laissant s’écouler dans l’autre chambre. Incuber l’appareil à température ambiante pendant 15 minutes. Ensuite, lavez les chambres deux fois avec du PBS et procédez à des analyses plus approfondies, telles que la coloration par immunofluorescence et l’imagerie de l’excroissance.