Name: Comparaison de trois différentes méthodes pour la détermination de la prolifération cellulaire dans des lignées cellulaires de cancer du sein (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 35 s
Description: Découvrez trois méthodes de prolifération cellulaire pour la recherche sur le cancer du sein utilisant les lignées MCF-7. Ce protocole compare le comptage conventionnel, la viabilité par luminescence et l'imagerie cellulaire.

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Nous tenons à remercier le Dr Hamish Campbell et le professeur Antony Braithwaite pour leur aide dans le développement des lignées cellulaires MCF-7-LeGO transduites. Nous tenons à souligner le soutien financier que nous apportons à la Fondation Bloomfield Group par l’intermédiaire du Hunter Medical Research Institute. B.C.M est soutenu par une bourse APA de l’Université de Newcastle et la bourse MM Sawyer par le Hunter Medical Research Institute.

1. Les cellules Préparation pour la prolifération Assays Note: Préparer les deux lignées cellulaires de la même manière et de la graine dans le même format pour chaque méthode à analyser. <ol><li> Cultivez MCF-7-lego et MCF-7-Δ40p53 7 cellules à 75-80% de confluence dans T 75 cm 2 flacons de culture tissulaire en utilisant du phénol rouge libre milieu Eagle modifié par Dulbecco (DMEM) additionné de 10% de sérum de veau fœtal (FBS) , 200 mM de L-glutamine, 2 pg / ml d&#39; insuline et 1 pg / ml de puromycine à 37 ° C avec 5% de CO 2. Manipuler les cellules dans une biosécurité stérile classe armoire II. Remarque: La quantité de temps qu&#39;il faut pour faire croître les cellules jusqu&#39;à la confluence varie en fonction de la dilution de l&#39;ensemencement. En préparation pour le plaquage des cellules pour les analyses de prolifération, ensemencer les cellules à une dilution de 1: 3 dans du DMEM supplémenté et maintenir dans des conditions normales de croissance pendant 3 jours jusqu&#39;à ce que 75-80% de confluence. </li><li> Pour éliminer les cellules du flacon, verser les médias enun conteneur de déchets. Laver immédiatement la couche de cellules avec 2 ml de trypsine 2x préchauffé. Aspirer trypsine. Ajouter encore 2 ml de trypsine préchauffée à la couche de cellules et les placer dans un incubateur pendant 5 min à 37 ° C avec 5% de CO 2. <ol><li> Une fois que les cellules se détachent, laver les cellules avec 10 ml réchauffé frais complété DMEM. Transférer la suspension cellulaire à un tube stérile de 15 ml et centrifuger à 491 g pendant 5 min à température ambiante. Aspirer soigneusement et jeter le surnageant. </li></ol></li><li> Remettre en suspension le culot cellulaire dans 5 ml de DMEM frais complété. Effectuer une numération cellulaire pour déterminer la densité correcte pour ensemencer les cellules dans des plaques à 96 puits. <ol><li> Diluer 100 ul de la suspension de cellules dans 900 ul de solution saline tamponnée phosphate 1x Dulbecco (DPBS). Placez un nouveau capteur de 60 um sur le compteur de cellules automatisé. Maintenez le piston et immerger le capteur dans la suspension cellulaire diluée. Relâchez doucement le piston sur le compteur de cellules. Retirer le capteur du cou cellulairenter une fois rempli. Note: Le nombre de cellules sera affiché sur le compteur de cellules en cellules / ml. </li></ol></li><li> Cellules de semences à un volume final de 100 pi (en DMEM) dans une plaque à 96 puits à ~ 20% de confluence pour laisser place à la croissance cellulaire et la mesure de la prolifération sur 3-5 jours (voir le tableau 1). Graine toutes les lignées cellulaires en triple exemplaire. Remarque: Pour cette expérience, trois densités cellulaires différentes ont été évaluées pour déterminer la densité cellulaire optimale. Les nombres de cellules nécessaires sont résumés dans le tableau 1. Cellules de semences à une densité plus faible si la mesure de plus de croissance à long terme est nécessaire. <ol><li> Pour l&#39;hémocytomètre et des analyses basées sur la luminescence, préparer une plaque par point de temps (4 plaques par essai). Pour le dosage d&#39;imagerie cellulaire, préparer une seule plaque pendant toute la durée de l&#39;expérience. </li></ol></li><li> Maintenir les cellules à 37 ° C avec 5% de CO2 pendant 24 heures. </li></ol> 2. Cellule Détermination Count Using un hémocytomètre <ol><li> Préchauffer les deux moyennes et de la trypsine à 37 ° C dans un incubateur de culture cellulaire, d&#39;un four ou un bain d&#39;eau. Aspirer le milieu de cellules dans un conteneur à déchets, laver une fois avec 30 pl de 2x trypsine, et aspirer la trypsine. </li><li> Laver les cellules à nouveau avec 30 pi de 2x trypsine, et on incube pendant 5 minutes à 37 ° C. Tapoter doucement bord de la plaque pour déloger les cellules de la plaque. Ajouter 50 pi de DMEM supplémenté et mélanger les cellules par pipetage jusqu&#39;à ce que les cellules forment une suspension cellulaire unique. </li><li> Préparer hémocytomètre par la surface et le couvercle en verre de nettoyage avec 70% d&#39;éthanol. </li><li> Placez le verre lamelle sur les chambres de comptage et apposer jusqu&#39;à ce que &#39;réfraction anneaux de Newton »peut être vu entre les bords lamelle et l&#39;hémocytomètre. Note: Ceux-ci indiquent que la lamelle a correctement adhéré à l&#39;hémocytomètre. </li><li> pipette doucement 20 pi de suspension cellulaire sous la lamelle, le remplissage de la chambre de comptage par le mouvement capillaire.Placez hémocytomètre sous un grossissement de 10x d&#39;un microscope et de visualiser les chambres de comptage dans la mise en page de la grille. </li><li> Nombre de cellules dans les 4 carrés externes de la configuration de la grille. Pour améliorer la précision, le nombre de répétitions de carrés extérieurs supplémentaires si nécessaire, ou jusqu&#39;à ce que le nombre a atteint 70 - 100 cellules 14,15. <ol><li> Calculer la concentration de cellules par ml comme suit: nombre moyen de cellules par facteur carré x de dilution (si elle est utilisée) x 10 4 </li></ol></li><li> Répétez les étapes 2,1-2,8 toutes les 24 heures pendant 96 heures après l&#39;ensemencement. </li></ol> 3. Détermination de la prolifération des cellules en utilisant un dosage à base de Luminescence- Note: Ceci est une mesure de point de terminaison. Une fois que le réactif est ajouté aux cellules, la plaque ne peut être quantifié d&#39;une fois. <ol><li> réactif de luminescence Thaw dans un bain d&#39;eau à 22 ° C pendant 30 min. </li><li> Mélanger délicatement réactif en inversant la bouteille pour obtenir un mélange homogène. </li><li> Equilibrer une plaque de cellules ensemencées (de l&#39;étape1,5) à température ambiante pendant 30 min. </li><li> Ajouter 100 ul de réactif de luminescence dans chaque puits. Mélanger le contenu sur un agitateur orbital pendant 2 min. Laisser la plaque à incuber pendant 10 min à température ambiante. </li><li> Mise en place d&#39;une expérience de luminescence en utilisant le logiciel de lecteur de plaque multi-mode. <ol><li> Allumez multi-mode lecteur de plaque et ouvrez le logiciel. Dans le «gestionnaire de tâches», sélectionnez «expériences» et «créer new&#39;.Select &#39;file&#39; de barre d&#39;outils, et sous« protocole »onglet, sélectionnez« procédure ». </li><li> Sélectionnez &#39;Grenier 96 fond plat «type de plaque, et cochez la case&#39; utilisation du couvercle. Sélectionnez l&#39;action «lire» sous la case «méthode read &#39;. Sélectionnez la méthode de détection de «luminescence». Cliquez sur &#39;OK&#39;. </li><li> Dans la zone étape de lecture, sélectionnez les puits à analyser sous l&#39;onglet &#39;assiette pleine&#39;, et sélectionnez puits d&#39;agir comme puits vides. </li><li> Réglez le filtre mis à filtre vide (par exemple, la fiche Em: trou, miroir: none). Réglez le gain sur135, avec un temps d&#39;intégration de 0,5 sec par puits et une hauteur de 6,5 mm lire. Cliquez sur &#39;OK&#39; pour enregistrer les paramètres pour la lecture de luminescence. </li></ol></li><li> Exécution d&#39;une luminescentes Lire <ol><li> Ejecter support de plaque en sélectionnant l&#39;onglet «contrôle de l&#39;instrument» et cliquez sur «plaque out&#39;.Place plaque de 96 puits sur le support de plaque, assurer le couvercle est en marche. Fermez le support de plaque en cliquant sur &#39;plaque&#39; onglet sous «contrôle de l&#39;instrument». Cliquez sur &#39;lire maintenant &quot;de la barre d&#39;outils pour effectuer lecture luminescent. </li><li> Exporter les unité luminescente (ULR) des mesures relatives à chaque puits à une feuille de calcul pour une analyse ultérieure. </li></ol></li><li> Répétez les étapes 3,1-3,6 pour enregistrer la prolifération toutes les 24 heures jusqu&#39;à 96 heures après l&#39;ensemencement des cellules. </li></ol> 4. Déterminer le comte de cellule en utilisant un imageur portable <ol><li> Mettre en place une expérience d&#39;imagerie cellulaire en utilisant le logiciel d&#39;imagerie cellulaire multimode <ol><li> Allumez multi-mode imageur cellulaire et e ouvertelogiciels e. </li><li> Dans le «gestionnaire de tâches», sélectionnez l&#39;onglet &#39;expériences de et «créer new&#39;.On la&#39; &#39;barre d&#39;outils, cliquez sur&#39; file &#39;onglet ouvert et« protocole procédure température de consigne&#39; action &#39;tab.Select&#39;. Set incubateur pour &#39;on&#39; et régler la température à 37 ° C et vérifier «préchauffage» avant de continuer à l&#39;étape suivante box &#39;. Cliquez sur &#39;OK&#39; pour enregistrer les paramètres. </li><li> Sélectionnez l&#39;action «lire». Cliquez sur la méthode de détection &#39;image&#39;, sélectionnez &#39;extrémité / cinétique »lire le type et le type de l&#39;optique&quot; Filtres. Cliquez sur &#39;OK&#39;.Click sur&#39; onglet pleine plaque »et sélectionner des puits sur la plaque à imager. Cliquez sur &#39;OK&#39; pour enregistrer les paramètres. </li><li> Sélectionnez l&#39;objectif 2.5X dans la liste déroulante options &#39;objectifs de. Sous l&#39;onglet &#39;canaux de sélectionner deux canaux: GFP 469, 525 et Bright Champ. Vérifiez l&#39;exposition &#39;auto&#39; pour les deux canaux et sélectionnez bien l&#39;auto-exposition. </li><li> Pour déterminer auto les paramètres de mise au point, sélectionnez «auto-focus» et cliquez sur «options». Pour les options d&#39;auto-focus, sélectionnez la méthode «numériser et mise au point automatique. Cliquez sur &#39;OK&#39; pour enregistrer les paramètres. </li><li> Réglez le décalage horizontal et vertical du centre de bien (um) à 0.Select pour numériser plusieurs images par puits dans un montage 3 x 2, avec un espacement horizontal (um) = 2,881 et de l&#39;espacement vertical (pm) = 2127. Cliquez sur &#39;OK&#39; pour enregistrer les paramètres de la procédure. Note: Voir le tableau 2 pour les paramètres de lecture. </li></ol></li><li> Exécution Lire Expérience sur la planche sélectionnée <ol><li> Cliquez sur l&#39;onglet «contrôle de l&#39;instrument» et sélectionnez le function.Place &#39;assiette sur&#39; plaque de 96 puits dans le support de plaque, assurer le couvercle est en marche. Sous l&#39;onglet «contrôle de l&#39;instrument&quot;, sélectionnez la «plaque» fonction. Sélectionnez «lire maintenant» dans l&#39;onglet de la plaque. Répétez lire tous les 24 heures jusqu&#39;à 96 heures après l&#39;ensemencement. </li></ol></li><li> Analyse du Cell Count Utilisation de laCellule Imager Software. <ol><li> Pour analyser une image, cliquez sur l&#39;onglet «données» sur la plaque imagée, &#39;image [GFP 469, 525 + Fond clair]&#39; select. Double-cliquez sur un bien imagé. </li><li> Cliquez sur une image chargée. Sélectionnez &#39;analyser&#39; et sélectionner une seule image du montage à analyser. Cliquez sur &#39;OK&#39;.Check la «GFP» seul canal, et les paramètres fixés comme indiqué dans le tableau 3. Cliquez sur &quot;START&quot; pour appliquer des paramètres aux cellules imagées. </li><li> Observer le masque de comptage de cellules placées sur les cellules imagées, qui est utilisé pour déterminer le nombre de cellules par image. Cliquez sur &quot;appliquer les modifications &#39;et maintenir ces paramètres pour chaque plaque imagée pendant toute l&#39;expérience. </li><li> Une fois de retour à la plaque imagée, cliquez sur le menu «données» dans le menu déroulant et sélectionnez «nombre de cellules. Ceci générera le nombre total de cellules par puits. </li><li> Exporter toutes les données sur une feuille de calcul en cliquant sur l&#39;onglet «d&#39;exportation» pour une analyse plus approfondie of le nombre de cellules par puits. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils ont aucun intérêt financier concurrents.

Dans ce protocole trois méthodes différentes pour mesurer la prolifération cellulaire dans les cellules cultivées ont été examinées. Chaque procédé est capable de mesures reproductibles et précis de la prolifération cellulaire pendant 96 heures, et les résultats étaient comparables entre chacune des méthodes testées (figure 2 et 3). À la fois le dosage à base de luminescence et un procédé d&#39;imagerie de cellules ont produit des résultats les plus robustes, montrant une augmentation linéaire de la pro...

Le gène suppresseur de tumeur, p53, est un régulateur essentiel d&#39;un certain nombre de processus cellulaires, y compris l&#39; arrêt du cycle cellulaire, l&#39; apoptose et la sénescence 1. Il est responsable du maintien de la stabilité génomique et il est donc essentiel pour le maintien de l&#39;équilibre de la mort cellulaire et la croissance cellulaire. Des mutations dans p53 sont fréquents dans le cancer et sont la principale cause de l&#39; inactivation de p53 menant au cancer de la prolifération cellulaire incontrôlée 2. Fait intéressant, les mutations dans p53 ne comptent pour environ 25% des cancers du sein 3, ce qui suggère que d&#39; autres mécanismes sont responsables de la perte de fonction de p53. Les isoformes de p53 récemment découverts ont été révélés être surexprimé dans un certain nombre de cancers humains, et peuvent moduler la fonction de p53 4,5. Nous avons précédemment montré que l&#39;isoforme de p53, Δ40p53, est l&#39;isoforme la plus fortement exprimée dans le cancer du sein, et il est fortement régulée positivement dans les cellules du cancer du sein, par rapport à la normale adjacente tissue 6. Après cela, nous transduites de manière stable la lignée cellulaire de cancer du sein humain MCF-7 à surexprimer Δ40p53 utilisant le lego-IG2-puro + vecteur (GFP +) 7. Ces cellules ont été utilisées pour étudier si l&#39;expression élevée Δ40p53 augmente le taux de prolifération cellulaire dans les cellules cancéreuses du sein. Il existe de nombreuses méthodes directes et indirectes de la mesure de la prolifération cellulaire des cellules cultivées in vitro 8,9. Ceux - ci peuvent être effectuées soit en tant que mesures continues dans le temps, ou des essais comme point final 10. les méthodes classiques sont encore utiles, telles que le comptage des cellules en utilisant un hémocytomètre. Cet essai est un faible coût et de la mesure directe du nombre de cellules, mais il ne repose sur de grands nombre de cellules et la formation hautement qualifiée pour minimiser les erreurs et un grand écart par rapport aux standards chiffres. La nécessité d&#39;effectuer des mesures compatibles avec les formats à haut débit a conduit au développement d&#39;essais multipuits-plaque. Ces analyses basées sur la luminescence mesure le nombre de cellules en fonction d&#39;un signal luminescent proportionnel à l&#39;activité métabolique de la cellule 11,12. Plus récemment, l&#39;introduction de la haute teneur des plates - formes d&#39;imagerie a permis de nouveaux outils qui contrôlent la prolifération cellulaire tout en fournissant la collecte quantitative et qualitative des données phénotypiques, et comprend une variété de systèmes 13. Toutes ces méthodes fournissent des pistes pour mesurer la croissance des cellules, soit par mesure ou finaux des essais continus, et possèdent chacun une gamme d&#39;avantages et des inconvénients en ce qui concerne la sensibilité, le débit des numéros d&#39;échantillons, et des informations de cellules, qui peuvent tous être pesé en conséquence en fonction sur la question de la recherche. Ce protocole décrit trois méthodes différentes pour mesurer la prolifération cellulaire in vitro, avec chaque procédé utilisant des gammes différentes de sensibilité, la reproductibilité et les formats de plaque multi-puits. Ce protocole visait à comparer l&#39;utilisation d&#39;un hémocytomètre comptage chambre, un dosage à base luminescence viabilité cellulaire et d&#39;imagerie cellulaire, dans la mesure de la prolifération cellulaire pendant un décours temporel de 96 heures. Pour ce faire, la croissance des cellules vecteur-transduction (MCF-7-lego) a été comparé à des cellules transduites pour surexprimer Δ40p53 (MCF-7-Δ40p53), en utilisant trois densités cellulaires différentes. La prolifération cellulaire a été mesurée toutes les 24 heures jusqu&#39;à 96 heures. Chaque méthode a été constaté que ses propres avantages et inconvénients, et en fonction du but de l&#39;expérience, chacun est encore une méthode utile pour fournir des informations sur le taux de prolifération.

<table><tbody><tr><td>Milieu Eagle modifié de Dulbecco, sans rouge de phénol</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>21063-045</td><td>Complété par 10 % de FBS, 200 mM de L-glutamine, 2 et micro ; g/ml d’insuline et 1 & micro ; g/ml puromycine</td></tr><tr><td>L-glutamine solution (100x)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>25030-081</td><td></td></tr><tr><td>Solution d’insuline humaine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I9278-5ML</td><td></td></tr><tr><td>Sérum fœtal bovin (FBS)</td><td>Bovogen Biologicals</td><td>SFBS-F-500ml</td><td></td></tr><tr><td>Dichlorhydrate de puromycine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9620-10ML</td><td></td></tr><tr><td>solution de trypsine-EDTA à 0,5 % (10x)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>15400-054</td><td>Diluer à 2x dans DPBS</td></tr><tr><td>Solution saline tamponnée au phosphate de Dulbecco (DPBS) (1x)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>30028-02</td><td></td></tr><tr><td>Fiole de culture tissulaire, 75 cm2 growth area</td><td>Greiner Bio-One</td><td>658175</td><td></td></tr><tr><td>Scepter 2.0 Compteur de cellules</td><td>Merck Millipore</td><td></td><td>Compteur de cellules automatisé</td></tr><tr><td>96 puits plaque multipuits, </td><td></td> Hémocytomètre Neubauer amélioré <td>Nunc</td> 167008 <td></td></tr><tr><td>Improved</td><td>BOECO Germany</td><td>BOE 01</td><td></td></tr><tr><td>Olympus IX51 Microscope inversé Olympus IX51</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CellTiter-Glo 2.0 Assay</td><td>Promega</td><td>G9242</td><td>Dosage par luminescence</td></tr><tr><td>Cytation 3 Cell Imaging Lecteur multimode</td><td>BioTek</td><td></td><td>Lecteur de plaques pour luminescence, fluorescence et imagerie cellulaire en fond clair</td></tr><tr><td>Gen5 Logiciel d’analyse de données</td><td>BioTek</td><td>GEN5</td><td></td></tr></tbody></table>

comparaison de trois différentes méthodes pour la détermination de la prolifération cellulaire dans des lignées cellulaires de cancer du sein

Comparison of Three Different Methods for Determining Cell Proliferation in Breast Cancer Cell Lines

La mesure de la prolifération cellulaire peut être effectuée par un certain nombre de méthodes différentes, chacune ayant des niveaux variables de sensibilité, de reproductibilité et de compatibilité avec le formatage à haut débit. Ce protocole décrit l’utilisation de trois méthodes différentes pour mesurer la prolifération cellulaire in vitro, y compris une chambre de comptage d’hémocytomètre conventionnelle, un test basé sur la luminescence qui utilise la modification de l’activité métabolique des cellules viables comme mesure du nombre relatif de cellules, et un imageur cellulaire multimode qui mesure le nombre de cellules à l’aide d’un algorithme de comptage. Chaque méthode présente ses propres avantages et inconvénients pour la mesure de la prolifération cellulaire, notamment le temps, le coût et la compatibilité à haut débit. Ce protocole démontre que chaque méthode pouvait mesurer avec précision la prolifération cellulaire au fil du temps et qu’elle était sensible pour détecter la croissance à différentes densités cellulaires. De plus, la mesure de la prolifération cellulaire à l’aide d’un imageur cellulaire a permis de fournir des informations supplémentaires telles que la morphologie, la confluence et a permis un suivi continu de la prolifération cellulaire au fil du temps. En conclusion, chaque méthode est capable de mesurer la prolifération cellulaire, mais la méthode choisie dépend de l’utilisateur.

Pour étudier les différentes méthodes de mesure de la prolifération des cellules mises en culture, la prolifération cellulaire des cellules MCF-7-Δ40p53 cellules transduites a été comparée à la MCF-7-lego non transduites lignée cellulaire de cancer du sein. Les trois méthodes qui ont été comparés - la méthode d&#39;imagerie hémocytomètre classique, le dosage de luminescence de la viabilité des cellules et la cellule analyse- sont décrites dans le schéma (Figure 1). Chaqu...

Ce protocole décrit l’utilisation de trois méthodes différentes pour analyser la prolifération cellulaire dans les lignées cellulaires du cancer du sein. Cela comprend l’utilisation du comptage cellulaire conventionnel, de la viabilité cellulaire basée sur la luminescence et du comptage cellulaire à l’aide d’un imageur cellulaire. Chacun offre des avantages pour la mesure reproductible de la prolifération cellulaire.

Comparaison de trois différentes méthodes pour la détermination de la prolifération cellulaire dans des lignées cellulaires de cancer du sein

Measuring cell proliferation can be performed by a number of different methods, each with varying levels of sensitivity, reproducibility and compatibility ...

L'objectif général de cette démonstration est de comparer trois tests différents de prolifération cellulaire et de présenter les avantages et les inconvénients de chaque méthode. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la recherche sur le cancer, telles que le choix de la méthode de prolifération cellulaire la plus appropriée. La préparation de cette méthode est essentielle, car les étapes impliquant l'imagerie cellulaire sont difficiles à maîtriser.Ils exigent que vous focalisiez sur les cellules avant d'appliquer le masque de comptage cellulaire approprié. Pour commencer cette procédure, faites croître deux lignées cellulaires MCF-7 pendant trois jours jusqu'à une confluence de 75 à 80 % dans des flacons de culture tissulaire de 75 cm² en utilisant un DMEM sans rouge de phénol. Après trois jours, retirez les cellules des flacons en versant le milieu dans un récipient pour déchets.Ensuite, lavez immédiatement la couche cellulaire avec deux millilitres de trypsine préchauffée deux fois. Aspirez la trypsine et ajoutez deux autres millilitres de trypsine préchauffée sur la couche cellulaire avant de placer celle-ci dans un incubateur. Une fois que les cellules se sont détachées, lavez-les avec 10 millilitres de DMEM frais complété et réchauffé.Ensuite, transférez la suspension cellulaire dans un tube stérile de 15 millilitres et centrifugez-la pendant cinq minutes à température ambiante. Après cinq minutes, aspirez soigneusement le surnageant et jetez-le. Ensuite, resuspendez le culot cellulaire dans cinq millilitres de DMEM frais supplémenté.Pour effectuer un décompte cellulaire, diluez 100 microlitres de la suspension cellulaire dans 900 microlitres de DPBS à une fois. Ensuite, placez un nouveau capteur de 60 micromètres sur le compteur cellulaire automatisé. Maintenez la poire enfoncée et immergez le capteur dans la suspension cellulaire diluée.Relâchez lentement le piston du compteur de cellules. Ensuite, retirez le capteur du compteur de cellules une fois l'opération terminée. Ensemencez les cellules dans un volume final de 100 microlitres dans une plaque de 96 puits à environ 20 % de confluence afin de laisser suffisamment d'espace pour la croissance cellulaire et la mesure de la prolifération sur une période de trois à cinq jours.Pour déterminer le nombre de cellules à l'aide d'un hématimètre, préchauffez le milieu et la trypsine à 37 degrés Celsius dans un incubateur de culture cellulaire, un four ou un bain-marie. Ensuite, aspirez le milieu des cellules dans un récipient pour déchets. Puis, rincez-les une fois avec 30 microlitres de trypsine deux fois et aspirez à nouveau le milieu dans le récipient pour déchets.Ensuite, lavez à nouveau les cellules avec 30 microlitres de trypsine deux fois, puis incubez-les pendant cinq minutes à 37 degrés Celsius. Tapez doucement sur le bord de la plaque pour détacher les cellules. Ajoutez ensuite 50 microlitres de DMEM supplémenté et mélangez les cellules par pipetage jusqu'à l'obtention d'une suspension monocellulaire.Placer la lame de verre sur les chambres de comptage et l'ajuster jusqu'à l'apparition des anneaux de réfraction de Newton entre les bords de la lame et l'hélocytomètre. Ensuite, pipeter délicatement 20 microlitres de la suspension cellulaire sous la lame et laisser la chambre de comptage se remplir par capillarité. Puis, observer les chambres de comptage disposées en grille avec un grossissement de 10x.Dans cette procédure, décongeler le réactif de luminescence dans un bain d'eau à 22 degrés Celsius pendant 30 minutes. Retourner doucement le flacon afin d'obtenir un mélange homogène. Ensuite, équilibrer une plaque de cellules ensemencées à température ambiante pendant 30 minutes.Ensuite, ajouter 100 microlitres de réactif de luminescence dans chaque puits. Mélanger le contenu sur un agitateur orbital pendant deux minutes. Puis, laisser la plaque incuber pendant 10 minutes à température ambiante.Pour configurer une expérience de luminescence à l'aide du logiciel du lecteur de plaques multimode, allumez le lecteur de plaques multimode et ouvrez le logiciel. Dans le Gestionnaire de tâches, sélectionnez Expériences et Créer nouveau. Ensuite, sélectionnez Fichier dans la barre d'outils latérale, puis sous l'onglet Protocole, choisissez Procédure.Ensuite, sélectionnez « Greiner 96 fond plat » comme type de plaque, puis cochez la case Utiliser le couvercle. Sélectionnez l'action Lecture dans la zone Méthode de lecture, puis choisissez Luminescence comme méthode de détection et cliquez sur OK. Dans la zone Étape de lecture, sélectionnez les puits à analyser sous l'onglet Plaque complète, et indiquez les puits qui serviront de blancs.Régler le jeu de filtres sur Filtre vide. Régler le gain à 135, avec un temps d'intégration de 5 secondes par puits et une hauteur de lecture de 6,5 millimètres. Cliquer sur OK pour enregistrer les paramètres de lecture de la luminescence.Pour effectuer une lecture de luminiscence, sortez le support de plaque en sélectionnant l'onglet Contrôle de l'instrument et en cliquant sur Plaque sortie. Placez la plaque de 96 puits sur le support de plaque, en veillant à ce que le couvercle soit en place. Refermez le support de plaque en cliquant sur Plaque entrée sous l'onglet Contrôle de l'instrument.Ensuite, cliquez sur Lire maintenant dans la barre d'outils pour effectuer une lecture luminescente. Après cela, exportez les mesures en unités de lumière relative (RLU) pour chaque puits vers un tableur afin de procéder à des analyses supplémentaires. Pour configurer une expérience d'imagerie cellulaire, allumez l'imager cellulaire multimode et ouvrez le logiciel.Dans le gestionnaire de tâches, sélectionnez l'onglet Expériences et créez un nouveau. Dans la barre d'outils Fichier, cliquez sur l'onglet Protocole, puis sur l'onglet Procédure. Sélectionnez l'action Définir la température.Mettre l'incubateur en marche et régler la température à 37 degrés Celsius. Cocher Préchauffage, puis cliquer sur OK pour enregistrer les paramètres. Ensuite, sélectionner l'action Lecture.Cliquez sur « Image » comme méthode de détection. Ensuite, sélectionnez le type de lecture « Endpoint/Kinetic » et le type d'optique « Filters », puis cliquez sur OK. Après cela, cliquez sur l'onglet « Full Plate » et sélectionnez les puits de la plaque à imager. Cliquez sur OK pour enregistrer les paramètres.Maintenant, sélectionnez l'objectif 2,5 fois dans l'option Objectifs du menu déroulant. Sous l'onglet Canaux, sélectionnez GFP 469,525 et Champ Clair. Cochez Exposition automatique pour les deux canaux, puis sélectionnez le puits d'exposition automatique.Pour déterminer les paramètres de mise au point automatique, cliquez sur Options. Pour les options de mise au point automatique, sélectionnez la méthode Analyse, puis mise au point automatique. Cliquez sur OK pour enregistrer les paramètres.Ensuite, réglez à zéro le décalage horizontal et vertical par rapport au centre du puits. Sélectionnez l'option pour numériser plusieurs images par puits selon un montage de trois par deux. Cliquez ensuite sur OK pour enregistrer les paramètres de la procédure.Pour lire l'expérience sur la plaque sélectionnée, cliquez sur l'onglet Contrôle de l'appareil et sélectionnez la fonction Sortie de la plaque. Placez une plaque de 96 puits sur le support de plaque, en veillant à ce que le couvercle soit en place. Sous l'onglet Contrôle de l'appareil, sélectionnez la fonction Entrée de la plaque.Ensuite, sélectionnez « Lire maintenant » dans l'onglet de la plaque et répétez la lecture toutes les 24 heures, jusqu’à 96 heures après le semis. Pour analyser une image, cliquez sur l'onglet Données de la plaque imagée et sélectionnez l'option Image GFP 469, 525 plus Champ clair. Puis, double-cliquez sur le puits imagé.Maintenant, cliquez sur une image chargée. Sélectionnez Analyser, puis sélectionnez l'image unique du montage à analyser. Ensuite, cliquez sur OK. Par la suite, cochez uniquement le canal GFP et réglez les paramètres selon ce qui est indiqué dans le tableau 3.Ensuite, cliquez sur Démarrer pour appliquer les paramètres aux cellules imagées. Observez le masque de comptage cellulaire placé sur les cellules imagées, qui est utilisé pour déterminer le nombre de cellules par image. Cliquez sur Appliquer les modifications, et conservez ces paramètres pour chaque plaque imagée au cours de l'expérience.Dans cette figure, une analyse de régression linéaire a été réalisée afin de comparer les relations corrélatives entre les différentes méthodes examinées pour mesurer la prolifération cellulaire dans les cellules MCF-7-LeGO et les cellules MCF-7-delta 40p53. Un coefficient de corrélation de Pearson a été calculé, et la significativité a été déterminée entre les différentes méthodes mesurant la prolifération cellulaire. La corrélation la plus forte a été observée lors de la comparaison entre le test basé sur la luminescence et l'analyseur cellulaire.Voici des images représentatives de cellules cancéreuses du sein MCF-7-LeGO et MCF-7-delta 40p53 positives pour la GFP, capturées à l’aide de l’imageur cellulaire toutes les 24 heures jusqu’à ce que les cellules atteignent une confluence proche de 100 %. Cette méthode fournit des informations cellulaires utiles, notamment la possibilité de surveiller visuellement la croissance cellulaire sur plusieurs jours, ainsi que de comparer la taille cellulaire et la morphologie cellulaire entre différentes lignées cellulaires. Un résumé des avantages et des inconvénients de chaque méthode testée est présenté ici, ce qui illustre la polyvalence de chacune des méthodes et aidera les lecteurs à choisir la méthode la plus appropriée.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre trois tests différents de prolifération cellulaire et être en mesure de déterminer lequel convient le mieux à votre propre conception expérimentale.

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Comparaison de trois différentes méthodes pour la détermination de la prolifération cellulaire dans des lignées cellulaires de cancer du sein

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