Name: Méthodologies pour létude B. subtilis biofilms comme un modèle pour Caractériser Inhibiteurs biofilm petites molécules (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 17 s
Description: Découvrez des méthodologies reproductibles pour étudier les inhibiteurs de biofilms sur Bacillus subtilis. Ces techniques fournissent des insights quantitatifs et qualitatifs sur les mécanismes d'action des inhibiteurs spécifiques.

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L’imagerie au microscope électronique a été réalisée à l’unité de microscopie électronique de l’Institut Weizmann des sciences, soutenue en partie par le Centre Irving et Cherna Moskowitz pour l’imagerie nano et bio-nano. Cette recherche a également été soutenue par la subvention ISF I-CORE 152/1, M. et Mme Dan Kane, Mme Lois Rosen, par une subvention de recherche Yeda-Sela, par la Fondation caritative Larson, par le programme de bourses Ruth et Herman Albert pour les nouveaux scientifiques, par la subvention de l’Institut Ilse Katz pour les sciences des matériaux et la recherche en résonance magnétique, par la subvention du ministère de la Santé pour les méthodes de recherche alternatives, et par le Programme de recherche France-Israël - Maïmonide-Israël. IKG est récipiendaire de la chaire de développement de carrière Rowland et Sylvia.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Biofilms de Bacillus subtilis formes robustes et très structurés dans les deux liquides (pellicules) et sur un milieu solide (colonies). Par conséquent, il sert d&#39;organisme modèle idéal pour caractériser le mode d&#39;action des inhibiteurs de biofilm spécifiques. Sur un support solide, les cellules forment une structure multicellulaire présentant des caractéristiques distinctives qui ne sont pas évidents dans des pellicules, telles que les rides rayonnant à partir du centre vers le bord. Ainsi, les pellicu...

communautés bactériennes multi-cellulaires jouent un rôle important dans les milieux naturels et anthropiques, et peuvent être bénéfiques ou très néfaste. Ces colonies multicellulaires sont appelées biofilms, dans lequel les cellules individuelles sont noyées dans une (EPS) de la matrice extracellulaire des substances polymères auto-produites. Les EPS adhèrent fortement les cellules à la surface qu&#39;ils colonisent. Ils servent de bouclier contre les forces mécaniques et chimiques et de créer un contact étroit entre les cellules voisines, ce qui facilite la communication cellulaire 1. Un biofilm peut être considérée comme une communauté différenciée, où les cellules utilisent très réglementées, orchestré des processus pour coordonner leurs activités au sein de la communauté, ainsi que toutes les espèces 2-5. La transition d&#39;un planctoniques, mode libre-vie de la croissance à un état de biofilm est souvent associée à des processus de développement. Un bon exemple est la bactérie du sol Bacillus subtilis Gram positif, et donc un undómësouche sticated sert organisme modèle robuste pour étudier les étapes du développement menant à la formation de biofilm. Dans cette bactérie, cellules mobiles s&#39;organisent en structures multicellulaires visibles qui effectuent des tâches spécialisées 4. Un groupe de cellules, la matrice producteurs sécrètent exopolysaccharides 6, la protéine amyloïde Tasa 7,8, et la protéine de surface hydrophobe BSLA 9,10; qui tous participent à l&#39;assemblage des EPS 11-13. Compte tenu de l&#39;abondance des biofilms dans des niches naturelles et anthropiques et les dommages mortels putative ils peuvent causer, il y a un besoin urgent de trouver des moyens de prévenir leur formation. Les inhibiteurs de petites molécules peuvent aider à la découverte de nouvelles voies de régulation, des enzymes et des protéines structurales impliquées dans la formation de biofilm, et promouvoir ainsi un aperçu des processus complexes de l&#39;ensemble de la communauté multicellulaire. Comme B. subtilis est un modèle bien étudié pour la bioformation d&#39; un film 14,15, il peut être utilisé pour évaluer les effets de divers inhibiteurs de biofilm. Cette étude aborde quatre méthodes fondamentales qui sont essentielles pour évaluer la réponse des biofilms aux inhibiteurs de petites molécules. Tout d&#39;abord, pour s&#39;assurer que ces inhibiteurs ont une cible spécifique de biofilm, la séparation de l&#39;effet sur la croissance planctonique de l&#39;effet sur la formation de biofilm est critique. La plupart des agents antibactériens cellules cibles dans leur phase de croissance planctonique, mais des molécules qui ciblent le mode de vie de biofilm sont rares. En outre, en tant que molécules qui ne touchent pas la croissance planctonique ne sont pas toxiques, ils peuvent réduire la pression sélective favorisant des mutants résistants aux antibiotiques 16. Par exemple, lorsque les biofilms sont traités avec des acides aminés D ou de certaines autres molécules de paroi interférant cellule, ils sont soit perturbés ou démontées, mais ces inhibiteurs affectent seulement légèrement 12,17 croissance planctonique. En revanche, de nombreux antibiotiques altèrent considérablement la croissance planctonique, avec little ou pas d&#39; effet sur la formation de biofilm 17. Deuxièmement, l&#39;établissement d&#39;un cadre expérimental cohérente et solide pour étudier l&#39;effet des petites molécules est cruciale. Nous avons observé que la plage de concentration active d&#39;inhibiteurs de petites molécules est sensible aux conditions de préculture et le dispositif expérimental utilisé pour étudier l&#39;effet de ces inhibiteurs à petites molécules. Divers rapports, en particulier ceux qui étudient B. subtilis, a révélé des variations dans la plage de concentration à laquelle les acides D-aminés inhibent la formation de pellicules - les biofilms bactériens flottants 12,17-19. Les résultats présentés ici suggèrent que les facteurs suivants expliquent les différences dans la gamme de concentration active: les conditions de pré-culture (logarithmique 12,17 par rapport à la phase tardive stationnaire 20 croissance), le milieu de croissance utilisé dans l&#39;état pré-culture (riche, undefined [Luria Broth, LB] par rapport défini [glutamate monosodique-glycérol, MSgg]), le rapport d&#39;inoculation et en particulier l&#39;élimination du milieu de pré-culture avant l&#39;inoculation. La température de croissance pelliculaire statique a montré un rôle moins important dans le domaine d&#39;activité de l&#39;inhibiteur de petite molécule de D-leucine, représentant un acide D-aminé utilisé dans la présente étude. Enfin, une fois que les biofilms sont traités avec des inhibiteurs de biofilm spécifiques, des méthodes robustes et informatives sont nécessaires pour caractériser les effets de ces inhibiteurs sur biofilm fitness. Ici, deux méthodes pour caractériser de façon indépendante l&#39;effet des inhibiteurs de petites molécules sont décrits en détail: (1) L&#39;effet sur des cellules individuelles au sein d&#39;une colonie du biofilm et leur résistance aux agents antimicrobiens. Les cellules dans les biofilms sont généralement plus résistantes aux antibiotiques par rapport à des bactéries vivant librement 21-23. Bien que ce phénomène est multifactorielle, la capacité des EPS pour réduire la pénétration des antibiotiques a souvent été considérée comme une explication attrayante 24 </sup&gt;. Cette méthode évalue la survie des cellules pré-établies biofilm après exposition à des substances antibactériennes. (2) L&#39;effet sur l&#39;architecture biofilm de la colonie, de la grande à la petite échelle. les colonies biofilm se caractérisent par leur structure tridimensionnelle et la présence de l&#39;EPS. En utilisant la microscopie électronique à balayage, des changements dans la morphologie cellulaire, la structure de la colonie du biofilm et l&#39;architecture et l&#39;abondance de l&#39;EPS peut être visualisée à partir de la grande taille (mm) à la petite échelle (um).

<table><tbody><tr><td>Bouillon Luria, Lennox</td><td>Difco</td><td>240230</td><td></td></tr><tr><td>Bacto Agar</td><td>Difco</td><td>214010</td><td></td></tr><tr><td>phosphate de potassium monobasique&nbsp ;</td><td>Sigma, 136,09 g/mol</td><td>P0662-500G</td><td></td></tr><tr><td>phosphate de potassium dibasique</td><td>Fisher Scientific, 174,18 g/mol</td><td>BP363-1</td><td></td></tr><tr><td>3-(N-morpholino)acide propanesulfonique</td><td>Fisher Scientific, 209,27 g/mol</td><td>BP308-500</td><td></td></tr><tr><td>chlorure de magnésium hexahydraté</td>.<td>Merck, 203,30 g/mol</td><td>1.05833.0250</td><td></td></tr><tr><td>chlorure de calcium anhydre</td><td>J.T. Baker, 110,98 g/mol</td><td>chlorure</td><td></td></tr> de <tr><td>manganèse(II) tétrahydraté</td><td>Sigma, 197,91 g/mol</td><td>31422-250G-R</td><td></td></tr><tr><td>chlorure de fer(III) hexahydraté.</td><td>Sigma, 270,30 g/mois)</td><td>F2877-500G</td><td></td></tr><tr><td>chlorure de zinc anhydre</td><td>Acros Organics, 136,29 g/mol</td><td>424592500</td><td></td></tr><tr><td>chlorhydrate de thiamine</td><td>Sigma, 337,27 g/mol</td><td>T1270-100G</td><td></td></tr><tr><td>L-tryptophane</td><td>Fisher Scientific, 204,1 g/mol</td><td>BP395-100</td><td></td></tr><tr><td>L-phénylalanine</td><td>Sigma, 165,19 g/mol</td><td>P5482-100G</td><td></td></tr><tr><td>L-thréonine</td><td>Sigma, 119,12 g/mol</td><td>T8625-100G</td><td></td></tr><tr><td>glycérol anhydre</td><td>Bio-Lab Itd</td><td>712022300</td><td></td></tr><tr><td>sels monosodiques d’acide L-glutamique hydrate&nbsp ;</td><td>Sigma, 169,11 g/mol</td><td>G1626-1KG</td><td></td></tr><tr><td>D-leucine</td><td>Sigma, 169,11 g/mol</td><td>855448-10G</td><td></td></tr> éthanol <tr><td>anhydre</td><td>Gadot</td><td>830000054</td><td></td></tr><tr><td>lame de rasoir</td><td>Eddison</td><td>NA</td><td></td></tr> papier <tr><td>filtre circulaire en cellulose</td><td>Whatman, 90 mm</td><td>1001-090</td><td></td></tr><tr><td>glutaraldéhyde</td><td>EMS (Electron Micoscopy Science), 25 % dans l’eau</td><td>16220</td><td></td></tr><tr><td>paraformaldéhyde&nbsp ;</td><td>EMS, 16 % dans l’eau</td><td>15710</td><td></td></tr><tr><td>cacodylate de sodium</td><td>Merck, 214,05 g/mol&nbsp ;</td><td>8.2067</td><td></td></tr><tr><td>chlorure de calcium 2-hydraté</td><td>Merck, 147,02 g/mol&nbsp ;</td><td></td><td></td>1172113</tr><tr><td>passe-partout en aluminium</td><td>EMS, tête fendue</td><td>75230</td><td></td></tr><tr><td>ruban adhésif carbone</td><td>EMS</td><td>77825-12</td><td></td></tr><tr><td>Shaker 37 &deg ; C</td><td>New Brunswick Scientific Innowa42</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse</td><td>de table Eppendorf 5424</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Sonificateur numérique, modèle 250, utilisé avec Double Step Microtip</td><td>Branson</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Incubator 30 &deg ; C</td><td>Binder</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Incubateur 23 &deg ; C</td><td>Binder</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Système de filtration, 500 ml, polystyrène</td><td>Cornig Incorporated</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Agitateur rotatif - Orbitron Rotatory II</td><td>Boekel</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>S150 Sputter Coater&nbsp ;</td><td>Edwards</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>CPD 030 Séchoir à point critique</td><td>BAL-TEC</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Microscope électronique à balayage environnemental</td><td>XL30 ESEM FEG Philips (FEI)</td><td>NA</td><td></td></tr></tbody></table>

méthodologies pour l&#39;étude<em&gt; b. subtilis</em&gt; biofilms comme un modèle pour caractériser inhibiteurs biofilm petites molécules

Methodologies for Studying B. subtilis Biofilms as a Model for Characterizing Small Molecule Biofilm Inhibitors

Ce travail évalue différentes méthodologies pour étudier l’impact des inhibiteurs de biofilms à petites molécules, tels que les acides aminés D, sur le développement et la résilience des biofilms de Bacillus subtilis. Tout d’abord, des méthodes sont présentées qui sélectionnent les inhibiteurs de petites molécules avec des cibles spécifiques du biofilm afin de séparer l’effet des inhibiteurs de petites molécules sur la croissance planctonique de leur effet sur la formation du biofilm. Ensuite, nous nous concentrons sur la façon dont les conditions d’inoculation affectent la sensibilité des cultures multicellulaires flottantes de B. subtilis aux inhibiteurs de petites molécules. Les résultats suggèrent que les divergences dans les effets rapportés de ces inhibiteurs, tels que les acides aminés D, sont dues à des conditions de pré-culture incohérentes. De plus, un protocole récemment développé est décrit pour évaluer la contribution des traitements à petites molécules à la résistance du biofilm aux substances antibactériennes. Enfin, des techniques de microscopie électronique à balayage (MEB) sont présentées pour analyser l’arrangement spatial tridimensionnel des cellules et de leur matrice extracellulaire environnante dans un biofilm de B. subtilis. Le MEB facilite l’aperçu de l’architecture tridimensionnelle du biofilm et de la texture de la matrice. Une combinaison des méthodes décrites ici peut grandement aider à l’étude du développement du biofilm en présence et en l’absence d’inhibiteurs de biofilm, et faire la lumière sur le mécanisme d’action de ces inhibiteurs.

Le dosage de la pellicule est une méthode pour étudier les processus hautement réglementés et dynamiques de B. multicellularité subtilis. En outre, le dosage de la pellicule est adapté pour tester une gamme de conditions soit pré-démarrage ou des concentrations de petites molécules dans une plaque multiple à la culture cellulaire unique dans une expérience. Cependant, B. la formation pelliculaire subtilis est sensible aux conditions de pré-culture (par exemple, le milieu de c...

Cette étude présente le développement de méthodologies reproductibles pour étudier les inhibiteurs de biofilm et leurs effets sur la multicellularité de Bacillus subtilis.

Méthodologies pour l&#39;étude<em&gt; B. subtilis</em&gt; biofilms comme un modèle pour Caractériser Inhibiteurs biofilm petites molécules

This work assesses different methodologies to study the impact of small molecule biofilm inhibitors, such as D-amino acids, on the development and ...

Les biofilms bactériens sont importants pour la santé humaine, car ils protègent les bactéries qui les composent contre les agressions environnementales et les agents antimicrobiens. L'objectif de cette procédure était de développer un système modèle permettant d'évaluer les effets d'inhibiteurs de petites molécules sur la formation de biofilms. Ces méthodes peuvent contribuer à établir un ensemble d'outils essentiel pour le domaine des biofilms, afin de sélectionner des inhibiteurs de petites molécules ciblant spécifiquement la formation de biofilms.Le principal avantage de ces méthodologies réside dans leur départ d'un cadre expérimental cohérent et robuste, offrant des aperçus quantitatifs et qualitatifs sur le mécanisme d'action d'inhibiteurs spécifiques aux biofilms. Bien que ces méthodes permettent d'étudier les biofilms de Bacillus subtilis, elles peuvent également être appliquées à d'autres bactéries formant des biofilms, telles que Pseudomonas aeruginosa ou la bactérie phytopathogène Xanthomonas citri. La microscopie électronique à balayage peut s'avérer essentielle pour analyser l'effet de petites molécules sur la formation de biofilms, car elle permet d'observer la matrice extracellulaire et offre une résolution au niveau cellulaire individuel.Pour commencer, sélectionnez d'abord une colonie unique appropriée et transférez-la dans trois millilitres de bouillon LB. Placez cette culture initiale dans un incubateur agité pendant quatre heures à 37 degrés Celsius. Après l'incubation, prélevez 1,5 millilitre de la culture initiale et centrifugez pendant quatre minutes.Retirez soigneusement le surnageant, puis resuspendez le culot dans 1,5 millilitre de milieu MSgg. Pour faire croître des pellicules, préparez une plaque de culture cellulaire à 12 puits en ajoutant trois millilitres de MSgg dans chaque puits. À certains de ces puits, ajoutez du MSgg contenant un inhibiteur de petite molécule à différentes concentrations, en répartissant les positions des différentes concentrations autour de la boîte, afin d'éviter les effets de bord.Mesurez la densité optique à 600 nanomètres de la culture initiatrice remise en suspension. La culture doit être comprise entre 0,6 et 1. Cela est essentiel pour la robustesse du système.Inoculez chaque puits de la plaque de culture avec 3 microlitres de la culture initiale re-suspendue. Incubez ensuite la plaque à 23 degrés Celsius pendant trois jours dans des conditions statiques. Après cela, retirez la plaque de l’incubateur et observez les pellicules.Pour cultiver des biofilms, utilisez un gabarit et déposez symétriquement quatre gouttes distinctes de 1,5 microlitre de culture initiale non lavée sur une boîte de Petri de 8,5 centimètres contenant du milieu MSgg sec avec 1,5 % d'agar. Laissez les gouttes s'absorber dans le milieu avant de déplacer la boîte. Incubez les boîtes à 30 degrés Celsius pendant trois jours.À l’aide d’un binoculaire avec une exposition lumineuse homogène, vérifiez que les colonies de biofilm se sont développées et ont formé une structure tridimensionnelle plissée. Commencez par prendre une lame de rasoir propre et coupez les colonies de biofilm en deux parties égales à l’aide du gabarit. Soulevez délicatement une moitié de la colonie avec une spatule propre, puis transférez-la dans un tube micro-centrifuge de 1,5 millilitre contenant 500 microlitres de PBS.Prendre la seconde moitié de la colonie et la transférer dans un tube de microcentrifugeuse contenant 500 microlitres d'éthanol à 50 %. Ces échantillons serviront à évaluer la résistance aux agents stérilisants. Ensuite, prélever de la même manière la première moitié de la colonie traitée au D-lysine et la placer dans du PBS.Ensuite, prenez la seconde moitié de cette colonie et transférez-la dans de l'éthanol. Incubez tous les tubes contenant les moitiés de biofilm pendant 10 minutes à température ambiante. Puis, centrifugez-les pendant cinq minutes à 18 000 × g.À l’aide d’une pipette, retirez soigneusement le surnageant. Ajoutez 300 microlitres de PBS, puis soniquez les cellules à faible puissance à l’aide d’un sonicateur à microsonde. Ajoutez 700 microlitres supplémentaires de PBS pour obtenir un volume final d’un millilitre.Ensuite, effectuez une dilution sérielle de 10 à la puissance moins sept dans du PBS. Prélevez 100 microlitres d'une des dilutions et ensemencez une boîte de gélose LB à 1,5 %. Répétez cette étape pour deux autres dilutions par échantillon.Étaler l'inoculum à l'aide de billes de verre, puis incuber les boîtes pendant toute une nuit à 30 degrés Celsius. Examiner les boîtes et dénombrer les unités formant des colonies, ou UFC. Après avoir calculé la valeur d'UFC par millilitre, déterminer le pourcentage de survivants dans les traitements au PBS par rapport à l'éthanol.Pour commencer la fixation de l'échantillon, préparez d'abord une solution de fixateur fraîche en quantité suffisante pour le nombre souhaité de colonies de biofilm. Ajoutez soigneusement cinq millilitres de fixateur dans chaque boîte de Pétri, en évitant de pipeter directement sur les colonies. Les colonies commenceront à se détacher de l'agar et à flotter.Fermez soigneusement les plaques avec du parafilm et incubez-les pendant deux heures à température ambiante sur un agitateur rotatif. Transférez les plaques au réfrigérateur à quatre degrés Celsius pour une conservation nocturne. Retirez délicatement le liquide fixateur à l’aide d’une pipette Pasteur reliée à un vide. Ajoutez 10 millilitres de cacodylate de sodium 100 nanomolaire, tampon de chlorure de calcium 5 millimolaire pour laver le biofilm, puis incubez pendant cinq minutes. Détachez soigneusement le centre de la colonie de biofilm de la boîte de Pétri contenant de l'agar à l'aide d'une pipette de Pasteur. Pour sécher à l'air les colonies, découpez du papier filtre en cellulose en quatre morceaux, puis immergez une section dans de l'éthanol à 100 %.Transférez soigneusement une colonie de biofilm flottante sur le papier. Placez le papier dans une boîte de Pétri tapissée de papier filtre sec. Ensuite, couvrez la boîte et laissez-la sécher toute la nuit dans une hotte chimique.Afin de préserver la morphologie de la colonie de biofilm, il est important de recouvrir complètement le biofilm flottant avec le papier en cellulose. Une fois déposé sur le papier, le biofilm ne peut plus être réajusté. Recouvrez un support pour microscopie électronique avec du ruban de carbone, puis utilisez une pince pour transférer délicatement les colonies de biofilm sur le support.Après avoir relié chaque colonie au support à l’aide d’un fin pont de ruban de carbone, conserver les supports dans un dessiccateur pendant 24 heures ou jusqu’à leur utilisation. Cette étape exige une main ferme et précise, car à ce stade les biofilms sont très fragiles et se fissurent facilement. Le défi consiste à monter une partie importante du biofilm sans provoquer de fissures.Le jour de l'examen, placer les colonies dans un appareil de dépôt par pulvérisation or-palladium. Recouvrir les échantillons pendant deux minutes à un angle de 60 degrés. Répéter cette étape deux fois, en tournant les échantillons de 120 degrés entre chaque étape.Enfin, recouvrir les échantillons une fois pendant trois minutes par le haut. Les échantillons sont désormais prêts à être observés au MEB. Ces images montrent la formation d'une pellicule par B.subtilis cultivé dans un milieu MSgg inducteur de biofilm.Avec l'ajout de l'inhibiteur de petite molécule D-lysine, le développement du pellicule est réduit. Et à mesure que la concentration de l'inhibiteur augmente, la formation du pellicule montre une diminution corrélée. Ce graphique montre l'effet de l'exposition à l'éthanol sur la survie des cellules au sein des colonies de biofilm, traitées avec un inhibiteur de D-lysine ou non traitées.Les colonies traitées au D-lysine et exposées à 50 % d'éthanol pendant 10 minutes ont montré une réduction spectaculaire de la survie par rapport à la fraction non traitée. Les images binoculaires en vue supérieure montrent que les colonies cultivées en présence de D-lysine étaient globalement plus petites et formaient des plis moins prononcés que celles laissées non traitées. Les images au microscope électronique à balayage de colonies de biofilm séchées par point critique révèlent encore davantage l'altération du développement du biofilm.La matrice de substances polymériques extracellulaires, ou EPS, ressemblait davantage à une toile d'araignée dans les échantillons non traités, les échantillons traités présentant une organisation réduite. Enfin, l'examen à la résolution des cellules bactériennes individuelles montre que les cellules traitées sont allongées, moins recouvertes d'EPS et moins étroitement liées à leurs voisines que les cellules non traitées. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de garder à l'esprit qu'établir un cadre cohérent pour l'étude des inhibiteurs de biofilms est essentiel pour obtenir des résultats reproductibles.Une fois maîtrisée, une analyse de criblage de petites molécules pour l'inhibition du biofilm peut être réalisée en moins d'une semaine si elle est effectuée correctement. Après cette procédure, d'autres méthodes, telles que l'étude de l'expression génique dans des cellules individuelles de biofilm, peuvent être mises en œuvre afin d'obtenir des informations supplémentaires sur la cible de l'inhibiteur de petite molécule. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'analyser l'effet global de certains inhibiteurs de biofilm sur le développement du biofilm et sur la résistance aux antibiotiques.

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Research

Recherche

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie et infection

Source : Tay, S. B., et al. Perturbation antivirulente des biofilms pathogènes utilisant des lactonases modifiées pour l’extinction du quorum.  J. Vis. Exp. (2016)La vidéo démontre une méthode pour quantifier la biomasse de biofilm dans une bactérie pathogène, en comparant des témoins non traités à des échantillons traités avec une enzyme quorum-quenching. L’enzyme perturbe la signalisation bactérienne lors de l’incubation précoce, réduisant l’adhésion cellulaire. Après lavage et incubation...

Quantification de la suppression du biofilm induite par les enzymes chez les bactéries pathogènes

Source : Tay, S. B., et.al. Perturbation antivirulente des biofilms pathogènes utilisant des lactonases modifiées pour l’extinction du quorum.  J. Vis. Exp. (2016)Cette vidéo montre le processus d’inhibition de la formation de biofilms en introduisant une enzyme qui perturbe la signalisation cellulaire bactérienne. Cette enzyme empêche les bactéries de produire des substances polymériques extracellulaires, réduisant ainsi le développement de biofilms sur une micro-vaiselle à fond de verre.

Évaluation microscopique de l’inhibition enzymatique de la formation de biofilms

Source : Bucher, T., et al. Méthodologies pour l’étude des biofilms de B. subtilis comme modèle de caractérisation des inhibiteurs de biofilms de petites molécules. J. Vis. Exp. (2016)Cette vidéo montre un test de formation de pellicule utilisant Bacillus subtilis pour évaluer des inhibiteurs de petites molécules qui perturbent la synthèse matricielle et le développement du biofilm, fournissant un modèle pour cribler des composés qui inhibent sélectivement la croissance associée à la surface...

Évaluation des effets inhibiteurs sur la formation des pellicules chez Bacillus subtilis

Source : Bucher, T., et al. Méthodologies pour l’étude des biofilms de B. subtilis comme modèle de caractérisation des inhibiteurs de biofilms de petites molécules. J. Vis. Exp. (2016).Cette vidéo montre comment l’intégrité de la matrice de biofilms influence la résistance bactérienne à l’éthanol en comparant les unités formant des colonies dans des biofilms non traités et perturbés par les inhibiteurs. La réduction des UFC dans les échantillons traités par inhibiteurs démontre que la matrice...

Essai de résistance à l’éthanol pour évaluer l’intégrité de la matrice de biofilm

Source : Bucher, T., et al., Méthodologies pour l’étude des biofilms de B. subtilis comme modèle pour caractériser les inhibiteurs de biofilms de petites molécules. J. Vis. Exp.(2016)Cette vidéo montre la préparation de colonies biofilmées bactériennes matures pour l’imagerie haute résolution. Il couvre les étapes de fixation, déshydratation, montage et revêtement métallique afin de préserver et visualiser la morphologie du biofilm.

Préparation des colonies de biofilms bactériens pour l’analyse morphologique

Les enzymes d’extinction du quorum sont des options anti-virulentes et antibactériennes qui peuvent atténuer la pathogenèse sans risque d’encourir une résistance, en empêchant l’expression de facteurs de virulence et de gènes associés à la résistance aux antibiotiques et à la formation de biofilms. Dans cette étude, nous rapportons une méthode qui démontre l’efficacité des enzymes d’extinction du quorum dans la perturbation du biofilm bactérien.

Perturbation Anti-virulente de biofilms pathogènes en utilisant Engineered Quorum-trempe Lactonases

La plupart des infections bactériennes produisent un biofilm. En raison de leur environnement, les bactéries associées au biofilm sont souvent phénotypiquement résistantes aux médicaments. Les nouvelles molécules antibactériennes qui tuent les bactéries dans les biofilms sont donc une priorité élevée. Nous établissons un test pour dépister rapidement les composés antimicrobiens efficaces pour éradiquer les biofilms.

Ciblage biofilm Associated<em&gt; Staphylococcus aureus</em&gt; Utilisation de résazurine Basé Essai de sensibilité aux médicaments

Les infections à biofilm montrent une tolérance élevée à la chimiothérapie. Aucun test unique ne permet de saisir la complexité des biofilms. Au lieu de cela, des tests complémentaires sont nécessaires. Nous présentons une plateforme de criblage (développée pour S. aureus) qui combine des tests de viabilité, de biomasse et de matrice de biofilm. Il permet la découverte de médicaments anti-biofilm, y compris l’évaluation des effets chimiothérapeutiques à long terme.

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Evaluation de l’efficacité des peroxyacides organiques pour l’éradication des biofilms laitiers à l’aide d’une approche combinant des méthodes statiques et dynamiques

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Méthodologies pour l'étude

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