Name: Automated Quantification et analyse des procédures de comptage cellulaire Utilisation ImageJ Plugins (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 1 s
Description: Découvrez la quantification automatisée des cellules en suspension et dans les essais de migration en utilisant les plugins ImageJ CCC et TC. Ces outils open-source offrent un comptage rapide et précis pour la biologie cellulaire.

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Ce travail a été soutenu par les Instituts de recherche en santé du Canada à CP (OR 142730 et OR 89931). Nous tenons à remercier Jelena Brkic pour son idée initiale de l’analyse binaire des particules dans ImageJ.

<ol><li>Ricardo, R., Phelan, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Counting+and+Determining+the+Viability+of+Cultured+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Counting and Determining the Viability of Cultured Cells.</a> J. Vis. Exp. (16), e752(2008).</li>
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<li>Kramer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((et+al.+In+vitro+cell+migration+and+invasion+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Mutat.+Res.%2FRev.+Mutat%22%5BJournal%5D)">et al. In vitro cell migration and invasion assays.</a> Mutat. Res./Rev. Mutat. 752, 10-24 (2013).</li>
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<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Appreciating+data%3A+warts%2C+wrinkles+and+all%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Appreciating data: warts, wrinkles and all.</a> Nat. Cell Biol. 8, 203(2006).</li>
<li>Rossner, M., Yamada, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What%27s+in+a+picture%3F+The+temptation+of+image+manipulation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">What's in a picture? The temptation of image manipulation.</a> J. Cell Biol. 166, 11-15 (2004).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Count+objects+in+an+image+in+Adobe+Photoshop%5BTitle%5D)+AND+%22Helpx.adobe.com%22%5BJournal%5D)">Count objects in an image in Adobe Photoshop.</a> Helpx.adobe.com. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://helpx.adobe.com/photoshop/using/counting-objects-image.html">https://helpx.adobe.com/photoshop/using/counting-objects-image.html</a> (2016).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Les étapes critiques, le dépannage et Limitations La nature même des méthodes de calcul automatiques, en particulier celles de l&#39;analyse des particules, nécessite la capacité mathématique pour définir ces particules. Par conséquent, la précision de la fois Calculatrice cellule de concentration et de détermination de la migration compteur est majorly dépend fidélité d&#39;image, qui est, à quel point l&#39;image capturée ressemble à la membrane échantillon de cellules ou de test de migration...

Dans le comptage des cellules in vitro est une technique de base importante dans une large gamme d&#39;expériences de culture tissulaire. Déterminer avec précision le nombre de cellules dans une culture est essentielle pour la reproductibilité expérimentale et la normalisation 1,2. Le comptage des cellules peut être effectuée manuellement en utilisant un hémocytomètre ainsi que l&#39; utilisation d&#39; une variété de méthodes automatisées, chacun avec leurs propres avantages et inconvénients 3,4,5. La plupart des méthodes automatisées pour le comptage des cellules appartiennent à l&#39;une des deux classes, ceux qui utilisent le principe de Coulter ou de cytométrie de flux. compteurs Coulter profitent de cellules résistance électrique afin de déterminer le nombre de cellules et la taille. Ils sont rapides, précis et moins coûteux que les cytomètres de flux. Cependant, ils sont rarement utilisés que pour le comptage des cellules en raison de leur coût considérable par rapport au comptage manuel 3. Cytomètres de flux, d&#39;autre part, sont chers, mais ils ont de nombreuses applications telles que le comptage des cellules, l&#39;analyse de la forme des cellules, de structure et la cellule de mesure interne marqueurs de 4,5. Les machines qui utilisent l&#39;une de ces deux principes sont disponibles auprès de nombreux fabricants. Comptage manuel est abordable , mais beaucoup de temps et sujettes à des biais tandis que les méthodes automatisées viennent avec une fraction du temps nécessaire pour le comptage manuel , mais en utilisant des machines coûteuses 6. D&#39; autres procédés de culture de cellules communes sont tests in vitro de la motilité cellulaire, à savoir, la migration cellulaire et l&#39; invasion 7. Migration et l&#39;invasion des tests sont communément utilisées pour étudier la motilité cellulaire et l&#39;invasivité en réponse à une réponse chimiotactique. En outre, ils sont largement utilisés pour étudier le développement embryonnaire, la différenciation, la réponse inflammatoire, et les métastases de plusieurs types de cellules 7-11. Les cellules qui ont migré ou envahies à travers la membrane poreuse d&#39;un test de migration peuvent être quantifiés de deux façons différentes. En premier lieu, par coloration des cellules avec un colorant fluorescent, de la dissociation from la membrane et la quantification en utilisant un lecteur de fluorescence 12. Une limitation de cette méthode de quantification est qu&#39;aucun enregistrement peut être retenu des membranes et il n&#39;y a aucune possibilité pour une analyse ultérieure 13. La deuxième méthode de quantification est pour la migration / cellules à fixées et colorées par un colorant fluorescent ou plus communément, avec des colorants cytologiques tels que le cristal violet, toluidine colorant bleu ou hématoxyline envahi; puis les cellules sont quantifiées manuellement à l&#39; aide des images microscopiques inversées de ces membranes qui est une tâche de longue haleine très 12,13. Pour pallier les inconvénients de comptage manuel des cellules, deux marqueurs fiables et précises cellules automatisées pour la concentration des cellules et pour l&#39;essai de migration ont été développés. Ces contre algorithmes cellulaires automatisés ont été développés pour ImageJ comme un plugin Java en utilisant l&#39;ordinateur de la langue d&#39;Oracle. ImageJ est un outil de traitement d&#39;image publique et largement utilisé développé par l&#39;Institut national de Heanté (NIH) 14,15; ainsi, l&#39;écriture de ces plugins pour ImageJ facilite l&#39;intégration dans la communauté biologique. L&#39;automatisation de comptage de cellules assure un débit élevé et la reproductibilité par rapport à un comptage manuel. Bien que d&#39; autres logiciels et plugins disponibles peuvent être utilisées pour calculer la concentration de cellules par analyse d&#39;image 5,16,17, Concentration cellulaire Calculatrice plug - in est rapide et peut également gérer des dilutions de cellules et de traitements. En outre, tous les résultats et les calculs de ces deux compteurs peuvent être enregistrés et exportés. Les deux plugins décrits dans le présent document sont optimisés pour l&#39;utilisation d&#39;un microscope à contraste de phase pour l&#39;imagerie des cellules vivantes et un grand champ de vision (ensemble de capture de la membrane) imagerie pour les membranes d&#39;essai de migration à travers l&#39;utilisation d&#39;un champ de dissection. Les plugins sont disponibles gratuitement en téléchargement avec des instructions d&#39;installation à partir de: http://peng.lab.yorku.ca/imagej-plugins.

<table><tbody><tr><td>Milieu liquide classique HyClone : RPMI 1640 - Avec L-Glutamine</td><td>Fisher Scientific</td><td>SH3002702</td><td>Milieu de culture cellulaire</td></tr><tr><td>Sérum fœtal bovien (FBS)</td><td>GIBCO BRL</td><td>P00015</td><td>Supplication médiatique</td></tr><tr><td>Lignée cellulaire HTR8/SVneo trophoblaste</td><td>Les cellules ont été obtenues auprès du Dr Charles Graham (Queen' Le</td><td></td> <td>logiciel est conçu pour fonctionner avec n’importe quelle lignée cellulaire.</td></tr><tr><td>Trypsine</td><td>GIBCO BRL</td><td>27250-018</td><td>Préparée à 0,20 % (p/v) en 10 & micro ; M EDTA 1x PBS</td></tr><tr><td>Accutase</td><td>Innovative Cell Technologies</td><td>AT104</td><td></td></tr><tr><td>Plaques de culture cellulaire de 10 cm</td><td>SARSTEDT</td><td>833902</td><td>Toutes les plaques traitées pour la culture tissulaire seront appropriées</td></tr><tr><td>Inserts de membrane en polyester Transwell - 8.0&nbsp ; et micro ; m Taille des pores</td><td>Costar 3422 commandée à Fisher Scientific</td><td>7200150</td><td>Pour plaques à 24 puits ; Taille des pores : 8,0 & micro ; m; 6,5 mm de diamètre ; 0,33 cm2 surface</td></tr><tr><td>de croissance HARLECO Hématologie Colorants et réactifs, EMD Millipore - Soluntions 1, 2 & 3</td><td>EMD Millipore et commandé auprès de VWR</td><td>65044A, B, & C</td><td>L’ensemble de coloration Hemacolor se compose de trois flacons en polyéthylène de 500 ml (16,9 oz) et comprend un fixateur de méthanol (Solution 1), un colorant à l’éosine ou à l’acide (Solution 2) et un colorant au bleu de méthylène ou basique (Solution 3)</td></tr><tr><td>Applicateur à pointe de coton</td><td>Puritan Medical</td><td>806-WC</td><td></td></tr><tr><td>Lames de rasoir industriel à un tranchant</td><td>VWR</td><td>55411 - 055</td><td>Épaisseur : 0,30 mm (0,012")</td></tr><tr><td>Lames de microscope - Prénettoyées/Unies</td><td>Fisher Scientific</td><td>12550A3</td><td>Dimensions : 25 mm x 75 mm x 1,0 mm</td></tr><tr><td>Fisherbrand Cover Glasses - Rectangles n° 1</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-545E</td><td>Épaisseur : 0,13 à 0,17 mm ; Taille : 50 mm x 22 mm</td></tr><tr><td>Fisher Chemical Permount Montage Moyen</td><td>Fisher Scientific</td><td>SP15-500</td><td></td></tr><tr><td>Leica Stereo Dissection</td> microscope <td>Leica Microsystems</td><td></td><td>Le microsope est équipé d’une caméra de microscope Leica Modèle MC170 HD et le logiciel de la caméra est Leica App. Suite (LAS E2) Version 3.1.1 [Build : 490]. Pièces de microscope :&nbsp ; LED3000 modèle d’éclairage ponctuel : MEB126, Leica M80 modèle de support optique M80, objectif achromat 1.0X, WD=90&nbsp ; mm Modèle : MOB306 & Objectif achromat 0,32X, WD=303&nbsp ; mm Modèle : MOB315, Objectif vidéo 0.5X Modèle : MTU-293</td></tr><tr>Assistant<td>d’hémacytomètre</td><td>Allemagne&nbsp ;</td><td></td><td>0,100 mm Profondeur - 0,0025 mm2</td></tr><tr><td>Microscope à lumière inversée Olympus</td><td>Corporation CKX41SF</td><td></td><td>Le microsope est équipé d’une caméra couleur CMOS Lumenera Infinity 1-2 2.0 mégapixels et le logiciel de la caméra est Infinity analyze Version 6.5.2</td></tr><tr><td>Armoire à flux laminaire 1300 Series A2</td><td>Thermo Scientific&nbsp ;</td><td>Modèle : 1375</td><td>N’importe quelle armoire à flux laminaire pour les travaux de culture cellulaire conviendra.</td></tr><tr><td>Incubateur de culture cellulaire</td><td>Thermo Scientific&nbsp ;</td><td>Modèle : 370</td><td>N’importe quel incubateur de culture cellulaire conviendra - Les cellules ont été cultivées dans un environnement humide, 5 % CO2, 37 &deg ; C&nbsp ;</td></tr><tr><td>ImageJ</td><td>NIH</td><td>Version 1.50e</td><td>Version minimale requise</td></tr><tr><td>Java Runtime Environment</td><td>Oracle</td><td>Version 1.8.0_66</td><td>Version minimale requise</td></tr></tbody></table>

automated quantification et analyse des procédures de comptage cellulaire utilisation imagej plugins

Automated Quantification and Analysis of Cell Counting Procedures Using ImageJ Plugins

L&#39;Institut national de ImageJ de santé est un puissant disponible gratuitement suite logicielle, de traitement d&#39;image. ImageJ dispose d&#39;algorithmes complets d&#39;analyse de particules qui peuvent être utilisés efficacement pour compter diverses particules biologiques. Lorsque l&#39;on compte un grand nombre d&#39;échantillons de cellules, le hémocytomètre présente un goulot d&#39;étranglement en ce qui concerne le temps. De même, le comptage des membranes à partir d&#39;essais de migration / invasion avec le plug-in ImageJ compteur de cellules, bien que précise, est le travail exceptionnellement intensive, subjective, et infâme pour causer des douleurs au poignet. Pour répondre à ce besoin, nous avons développé deux plugins au sein de ImageJ pour la seule tâche de hémocytomètre automatique (ou volume connu) et la migration / invasion cellulaire comptage. Les deux plugins reposent sur la capacité d&#39;acquérir des micrographies de haute qualité avec un fond minimal. Ils sont faciles à utiliser et optimisé pour le comptage rapide et l&#39;analyse des échantillons de grande taille avec des outils d&#39;analyse intégrés pour aider à l&#39;étalonnage des comptages. En combinant le principe de bases de compteur de cellules avec un algorithme de comptage et de post-comptage analyse automatisée, ce qui augmente considérablement la facilité avec laquelle les essais de migration peuvent être traités sans aucune perte de précision.

Calculatrice cellule de concentration La figure 1 présente le processus global de la CCC étalonnage et l&#39; acquisition d&#39;images dénombrable. Figure 1A et 1B représentent l&#39;image d&#39;étalonnage P-carré et le calcul de P-carré en pixels. La CCC détermine la concentration des cellules dans un volume donné par la formule: <img alt="L&#39;équat...

Cet article décrit la quantification des micrographies d’hémocytomètre et de migration/invasion à l’aide de deux nouveaux plugins ImageJ open-source : le calculateur de concentration cellulaire et le compteur de tests de migration. En outre, il décrit les protocoles d’acquisition et d’étalonnage des images et discute en détail des exigences d’entrée des plugins.

Automated Quantification et analyse des procédures de comptage cellulaire Utilisation ImageJ Plugins

The National Institute of Health&#39;s ImageJ is a powerful, freely available image processing software suite. ImageJ has comprehensive particle analysis ...

L'objectif général de ce protocole est d'utiliser des outils d'analyse numérique pour effectuer rapidement des décomptes précis de cellules en suspension ou en migration sur une membrane d'essai d'invasion. Ce protocole peut aider les chercheurs à quantifier le nombre de cellules nécessaire pour des techniques courantes et des essais de mobilité cellulaire in vitro. Le principal avantage de cette méthode réside dans le fait qu'elle fournit des décomptes cellulaires rapides et précis tout en incluant plusieurs filtres et outils d'analyse.Pour commencer, réglez l'éclairage du microscope au maximum. Passez à l'objectif 4x et assurez-vous que les filtres de contraste de phase sont utilisés. Ensuite, dans le logiciel du microscope, réglez les paramètres de capture d'image à leurs valeurs par défaut.Placez maintenant un hématimètre standard sur la platine du microscope et capturez une image pour l'étape d'étalonnage du volume d'image. Ajustez le temps d'exposition selon les besoins. Dans ImageJ, sous la calculatrice de concentration cellulaire, ouvrez l'image et cliquez sur le bouton Obtenir les dimensions de l'image.Cette action remplit les zones de texte de largeur et de hauteur de l'image avec la résolution de l'image en pixels. Ensuite, sélectionnez l'outil de ligne droite et tracez une ligne droite sur toute la longueur du carré principal p de l'hémocytomètre en cliquant et en faisant glisser le curseur. Puis, appuyez sur la touche M pour afficher la fenêtre des résultats.Maintenant, saisissez la valeur de la colonne longueur dans la zone de texte de longueur p carré du calculateur de concentration cellulaire. Ensuite, cliquez sur le bouton Calculer le volume de l'image pour afficher le volume de l'image dans la zone de texte du volume de l'image. Enfin, cliquez sur le bouton Enregistrer pour terminer l'étalonnage du module.Pour l'analyse de l'échantillon, chargez 10 microlitres de cellules dans les deux chambres d'une lame de cytomètre hématique et ajustez la mise au point de manière que l'intérieur des cellules soit plus sombre que la membrane cellulaire, afin de bien focaliser la coupe centrale de la cellule et non ses pôles. Ensuite, ajustez davantage l'exposition pour que les cellules ne soient pas surexposées. Des lignes légèrement visibles du cytomètre hématique sont acceptables.À présent, capturez cinq à dix images non superposées de la région centrale de la cellule de comptage. La résolution et le grossissement de chaque image doivent être identiques à ceux de l'image de calibration de volume. Ensuite, dans la calculatrice de concentration cellulaire, cliquez sur Compter les cellules et, dans la fenêtre contextuelle, sélectionnez un dossier à compter.Ensuite, dans la zone de saisie du nombre d'échantillons, entrez le nombre d'images prises par chambre, puis cliquez sur OK. Le module complémentaire va maintenant recueillir les données. Voir le texte pour plus de détails. Pour commencer, dans le logiciel du microscope, réglez les paramètres de capture d'image sur leurs valeurs par défaut.Pour l'étape du microscope de dissection, utilisez un fond blanc uni et une source lumineuse placée au-dessus de la platine, de préférence deux lampes LED flexibles. Placez maintenant une lame avec membrane provenant d'un test de migration terminé sur la platine. En observant l'image en temps réel affichée par le logiciel, ajustez manuellement le grossissement de sorte que les bords d'une membrane unique soient juste dans le champ de vue de la caméra.Ensuite, ajustez les positions des sources lumineuses et les temps d'exposition afin de reproduire, le plus fidèlement possible, l'image idéale, qui présente une couleur de fond minimale et une membrane uniformément illuminée. La précision du décompte cellulaire dépend d'une acquisition d'image de haute qualité.Il est donc important de capturer l’image la plus optimale possible avec la caméra de l’utilisateur pour une utilisation aussi efficace que possible des greffons. Retirez maintenant la lame et effectuez l’équilibrage des blancs de l’image à l’aide du logiciel du microscope afin de terminer l’étalonnage. Juste avant l’acquisition, aplanissez chaque membrane en appliquant une pression sur la lamelle afin d’éliminer le plus de bulles piégées possible.Maintenant, dans le logiciel, définissez l'emplacement du dossier de capture. Ensuite, capturez une image par membrane, enregistrant les fichiers d'image au format TIF en utilisant la convention de nommage échantillon 001 avec une augmentation incrémentielle du numéro pour chaque image. Cette convention de nommage est nécessaire pour que le plugin puisse trouver les fichiers.Si une correction de champ plat est souhaitée, recherchez pour chaque lame une zone vide et prenez une image vierge. Enregistrez le fichier sous le nom « nom de l'échantillon vierge ». Ensuite, dans ImageJ, ouvrez le module complémentaire TC.Dans TC, cliquez sur le bouton Flatfield, puis dans la boîte de dialogue Choisir un répertoire, sélectionnez le dossier où les images de membrane ont été enregistrées. Ouvrez maintenant une image de membrane d'essai de migration et sélectionnez Seuil de couleur. Dans la fenêtre, réglez la méthode sur Shanbhag.Définissez la couleur du seuil sur blanc. Réglez l'espace colorimétrique sur RVB et décochez l'option d'arrière-plan sombre. Ensuite, réglez les curseurs supérieurs sur zéro et les curseurs inférieurs sur 255 pour rendre l'image entièrement blanche.Une fois le blanc ajusté, réglez les curseurs vert et rouge jusqu'à ce que seuls les noyaux soient visibles. Dans le module complémentaire TC, copiez les valeurs des curseurs RVB dans les zones de texte associées des paramètres de configuration seuil RVB. Ensuite, cliquez sur le bouton Ajouter/Modifier et remplacez la configuration.Dans le panneau des paramètres de configuration, cliquez sur Enregistrer pour sauvegarder les paramètres sur le disque dur. Pour compter les images à l'aide du module TC, cliquez maintenant sur Compter le dossier et sélectionnez le dossier à compter. Le programme traitera ensuite les images et ajoutera automatiquement les données au tableau principal.Maintenant, dans le tableau principal, une coche apparaîtra dans la colonne Calibrer ? si l'image est marquée pour la calibration en fonction de sa ressemblance avec les métriques idéales. Sélectionnez tous les échantillons marqués pour la calibration.Ensuite, cliquez avec le bouton droit et sélectionnez Recompter et taille suggérée. Cela recomptera les images avec la surface minimale de particule suggérée. Ensuite, cliquez à nouveau avec le bouton droit et sélectionnez Afficher le graphique.Une image idéale présentera un graphique ressemblant à une distribution normale à queue droite étirée. Si nécessaire, ajustez les paramètres de la plage de taille inférieure ou du seuil RVB en sélectionnant l'échantillon, en effectuant un clic droit, puis en choisissant Recompter et paramètres manuels. Saisissez ensuite les paramètres souhaités et cliquez sur Compter pour recompter l'image.Pour ajuster manuellement les dénombrements, sélectionnez les échantillons, cliquez avec le bouton droit sur le tableau, puis choisissez Ouvrir l'image avec les décomptes. L'image d'origine s'ouvrira avec des marques rouges représentant chaque particule dénombrée par le module complémentaire. En outre, l'option Afficher l'image binaire décomptée peut être utilisée pour vérifier dans quelle mesure les cellules individuelles sont correctement résolues par le seuillage de couleur.Pour ajouter manuellement un décompte, maintenez la touche contrôle enfoncée et cliquez avec le bouton gauche. Un marqueur sera ajouté à l'emplacement du curseur et sera inclus dans le décompte total. Pour supprimer manuellement un marqueur, cliquez avec le bouton droit sur l'image et le plugin supprimera le marqueur le plus proche du curseur.Pour supprimer un groupe de marqueurs, sélectionnez une région d’intérêt et cliquez avec le bouton droit sur la région tout en maintenant la touche contrôle enfoncée. Le fonctionnement du calculateur de concentration cellulaire dépend de l’image d’étalonnage du p-carré et du calcul de la longueur du p-carré en pixels. Le p-carré d’un hémocytomètre a un volume de 100 nanolitres, et à partir de cette constante, le volume total de l’image peut être calculé après conversion des pixels en millimètres.Une comparaison des dénombrements manuels et automatisés effectués sur 57 images provenant d'expériences et de types cellulaires variés montre une corrélation très étroite entre les deux méthodes. Les concentrations comprises entre cinq millions et 2 000 cellules par millilitre ont été dénombrées avec précision à l’aide du processus automatisé. La métrique Q représente la clarté globale des images, basée sur la distribution des tailles de particules distinctes.Un Q adéquat est supérieur à 0,5. En appliquant ces critères à un ensemble d'images allant d'une qualité modeste à excellente en ce qui concerne la luminosité et le bruit de fond, les décomptes d'images étalonnés étaient nettement plus proches des décomptes manuels que les décomptes d'images non étalonnés. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment dénombrer avec précision et efficacité les cellules en suspension ainsi que celles issues de tests de mobilité cellulaire à l'aide des greffons CCC et TC pour ImageJ.Une fois le plugin TC maîtrisé, l'acquisition, la quantification et l'ajustement des décomptes cellulaires peuvent être effectués en moins d'une heure. Les deux plugins s'appuient sur la fonctionnalité de décompte de particules d'ImageJ et peuvent être modifiés en éditant les macros utilisées par ImageJ. Cela offre à l'utilisateur une plus grande flexibilité pour étendre l'application de ces plugins à d'autres types de particules.

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Biologie

Micropatterns adhésif qui normalisent l'architecture cellulaire peut être utilisé pour augmenter la sensibilité dans la détection des effets des médicaments, améliorer la reproductibilité et de simplifier l'acquisition automatique d'images et d'analyse. Une telle technologie bénéficieront tests de dépistage de drogue / siARN, réalisée sur conventionnelles soutient la culture cellulaire et par conséquent souffrent d'excès de cellule à cellule variabilité.

Amélioration de la visualisation et l&#39;analyse quantitative des effets des drogues utilisant des cellules Micropatterned

Nous décrivons la méthode prototype pour la fabrication des lamelles de microscope recouvertes de gélatine fluorescente pour visualiser dégradation de la matrice invadopodes médiation. Techniques de calcul à l'aide du logiciel disponible sont présentées pour quantifier les niveaux résultants de protéolyse de la matrice de cellules individuelles au sein d'une population mixte et des groupes pluricellulaires englobant ensemble des champs microscopiques.

Mesure quantitative de invadopodes la protéolyse matrice extracellulaire dans des contextes simples et multicellulaire

Source : Dodge, R., et al. Comptage rapide d’unités de formation de colonies sous forme de plaque à 96 puits appliquée au microbiome de la drosophile . J. Vis. Exp. (2023)Cette vidéo démontre la quantification des unités formant des colonies (UFC) de bactéries associées à l’intestin chez les mouches drosophiles à l’aide d’une approche de dilution et de placage en série. Des échantillons de mouches homogénéisés contenant des bactéries intestinales sont dilués en série, placés sur de la gélose et...

Quantification des unités formant des colonies de bactéries associées à l’intestin chez la drosophile

Ce protocole décrit la fonctionnalisation de surface personnalisable de la desthiobiotine, de la streptavidine et du système APTES afin d’isoler des types de cellules spécifiques d’intérêt. De plus, ce manuscrit couvre les applications, l’optimisation et la vérification de ce processus.

Une méthode d&#39;isolement cellulaire ciblée via verre fonctionnalisation de surface

L’amibe sociale Dictyostelium discoideum a récemment été établie comme système pour étudier le mauvais repliement des protéines et la protéostasie. Ici, nous décrivons une nouvelle méthodologie basée sur l’imagerie pour étudier l’agrégation de protéines induite par la température et la réponse au stress cellulaire chez D. discoideum.

L&#39;étude de la protéine système de contrôle de la qualité des<em&gt; D. discoideum</em&gt; Utilisation de cellules vivantes d&#39;imagerie à température contrôlée

Cet article décrit une méthode pour visualiser et quantifier les événements de traduction localisée dans les compartiments subcellulaires. L’approche proposée dans ce manuscrit nécessite un système d’imagerie confocal base et réactifs et est rapide et rentable.

Immunofluorescence quantitative de mesure globale localisée Translation

L’article décrit la quantification de 1) la taille et le nombre d’adhérences focales et 2) l’indice de forme cellulaire et sa distribution à partir d’images confocales des monocouches confluentes des cellules MCF7.

Quantification des distributions de zone d’adhérence cellule-substrat et de forme cellulaire dans les monocouches cellulaires MCF7

Nous présentons une méthode qui utilise une approche d’analyse d’image généraliste basée sur des zones pour identifier le nombre de cellules. L’analyse de différentes populations cellulaires a exploité les différences significatives de hauteur et de structure cellulaires entre les différents types de cellules au sein d’un algorithme adaptatif.

Algorithme d’analyse d’image basé sur la zone pour la quantification des cocultures macrophages-fibroblastes

Ici, une méthode est présentée pour l’analyse de la cinétique d’agrégation des protéines chez le nématode Caenorhabditis elegans. Les animaux d’une population synchronisée selon l’âge sont photographiés à différents moments, suivis d’un comptage semi-automatisé des inclusions dans CellProfiler et d’un ajustement à un modèle mathématique dans AmyloFit.

Surveillance de la cinétique d’agrégation des protéines in vivo à l’aide du comptage automatisé de l’inclusion chez Caenorhabditis elegans

Cette méthode quantifie l’abondance microbienne à l’aide d’un format de plaque de 96 puits pour les unités formant colonie (UFC) et est appliquée au microbiome de la drosophile dans des échantillons d’homogénat de mouches entières. Les UFC sont comptées à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images automatisé fourni ici.

Comptage rapide des unités formant des colonies sous forme de plaque à 96 puits appliqué au microbiome de la drosophile

Cet article décrit des méthodes étape par étape pour automatiser la quantification de noyaux basée sur des images à l’aide d’un programme exécutable open source validé sur une gamme de densités cellulaires. Ce programme offre une solution de rechange qui s’attaque aux obstacles liés au coût, à l’accessibilité pour les utilisateurs ayant des compétences technologiques limitées et à la validation propre à l’application qui peut limiter l’utilité des technologies existantes.

Utilisation des bibliothèques de vision par ordinateur pour rationaliser la quantification des noyaux

Découvrez la quantification automatisée des cellules en suspension et dans les essais de migration en utilisant les plugins ImageJ CCC et TC. Ces outils open-source offrent un comptage rapide et précis pour la biologie cellulaire.

Automated Quantification et analyse des procédures de comptage cellulaire Utilisation ImageJ Plugins

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