Name: Évaluation de l’Invasion des cellules et le processus de Migration : une comparaison de la rayure axée sur le Microscope vidéo blessure test et le test de chambre de Boyden (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 20 s
Description: Découvrez deux méthodes d'évaluation de l'invasion et de la migration cellulaires : le test de chambre de Boyden et le test de rayure optimisé par vidéomicroscopie. Ces protocoles permettent des comparaisons reproductibles pour la recherche en biologie cellulaire.

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Ces techniques ont été développées avec l’appui du LabEx nombres premiers (ANR-11-LABX-0063), le Contrat de Plan Etat-région (CPER) dans le cadre scientifique de l’ETOILE (CPER 2009-2013) et lyrique Grant INCa-DGCD-4664.

Remarque : Les dosages de chambre et d’éraflure de Boyden sans inclusion de l’ECM sont appelés le test de migration, et les mêmes dosages avec l’ECM est dénommé le dosage de l’invasion.
1. Boyden chambre Assay
Remarque : Ce protocole est adapté pour la cellule SQ20B, qui est dérivé d’un cancer laryngé récurrent, tête et cou Squamous Cell Carcinoma (HNSCC) et a été obtenue de John Little (Boston, MA, USA).
Jour 1
<ol><li>
Cellule de semis
	<ol>
<li>Graine 2 106 SQ20B cellules dans 12 mL de milieu de culture (CM) dans une fiole de2 175 cm 72 h avant le premier jour et laisser les cellules à confluence de cellule de 80 %.<ol>
<li>Pour préparer les cellules SQ20B CM, Supplément le milieu Eagle modifié de Dulbecco (DMEM) avec 10 % de sérum de veau foetal (FCS), hydrocortisone 0,04 mg/mL, 100 U/mL de pénicilline et la streptomycine 0,1 g/L.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Sous une hotte à flux laminaire, trypsinize les cellules. Enlever le milieu, laver les cellules avec stérile solution saline tamponnée au phosphate (PBS) et ajouter 2,5 mL de l’acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) (0,5 g/L) de la trypsine. Incuber les cellules pendant 5 min à 37 ° C et puis arrêter la réaction en ajoutant 12,5 mL de CM chauffé à 37 ° C. Compter le nombre de cellules à l’aide d’un compteur de cellules.</li>
		<li>Les semences des cellules dans une fiole de2 25 cm à une densité cellulaire des cellules5 6 10 pour chaque condition à évaluer. Incuber les cellules pendant 24 h dans 3 mL de CM.</li>
	</ol>
</li>
</ol>Jour 2
<ol start="2"><li>
Famine de cellules et préparation des chambres à couché
	<ol>
<li>Affamer les cellules en remplaçant le milieu dans chaque fiole avec 3 mL de milieu de sérum basse-fœtal (SVF) à l’aide de 0,1 % d’albumine sérique bovine (BSA) au lieu de FBS. Affamer les cellules pendant 24 h dans l’incubateur.<ol>
<li>Pour préparer la famine CM (s-CM), Supplément DMEM avec 0,1 % de BSA, hydrocortisone 0,04 mg/mL, 100 U/mL de pénicilline et de streptomycine 0,1 g/L.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Pour le test de migration, passez à l’étape 1.3.</li>
		<li>Pour le dosage de l’invasion, 12 h avant le jour 3, préparer les chambres Boyden couchés en ajoutant 500 μL de s-CM à chaque chambre couché. Utilisation préparés commercialement enduit Boyden chambers et les conserver à 4 ° C avant utilisation. Placer chaque chambre de Boyden dans la plaque de compagnon et mettez-le dans l’incubateur à 37 ° C pendant la nuit.</li>
	</ol>
</li>
</ol>Jour 3
<ol start="3"><li>
Cellule de semis dans la chambre de Boyden
	<ol>
<li>La plaque de compagnon permet de préparer le facteur chimiotactique. Remplir chaque puits de la plaque 24 puits compagnon avec 750 μl de milieu complet avec 10 % FBS, hydrocortisone 0,04 mg/mL, 100 U/mL de pénicilline et de streptomycine 0,1 g/L.<ol>
<li>Adapter le facteur chimiotactique pour chaque ligne de la cellule et chaque condition de traitement. Pour préparer le facteur chimiotactique CM (ca-CM), Supplément DMEM avec 10 % FCS, hydrocortisone de 0,4 mg/mL, 100 U/mL de pénicilline et de streptomycine 0,1 g/L.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Transvaser la chambre supérieure dans la plaque de compagnon préremplie, en prenant soin d’éviter les bulles.</li>
		<li>Pour le dosage de l’invasion, retirez soigneusement 450 μL de CM dans chaque chambre de Boyden.</li>
		<li>Sous une hotte à flux laminaire, trypsinize les cellules. Enlever le milieu, laver les cellules avec du PBS stérile, ajouter 0,5 mL de trypsine EDTA (0,5 g/L) et puis incuber les cellules pendant 5 min à 37 ° C. Arrêter la réaction en ajoutant CM chauffé à 37 ° C. Compter le nombre de cellules à l’aide d’un compteur de cellules.</li>
		<li>Les semences 3 104 SQ20B cellules de 500 μl de milieu de 0,1 % de BSA, donnant une dilution finale de 6 104 cellules/mL. NOTE : Il convient d’adapter la concentration cellulaire de chaque lignée cellulaire.</li>
		<li>Placer la plaque dans l’incubateur à 37 ° C pendant 24 h.</li>
	</ol>
</li>
</ol>Jour 4
<ol start="4"><li>
Fixation de la cellule et coloration
	<ol>
<li>Fixer les cellules avant le temps de doublement spécifique à cette lignée de cellules. Difficulté SQ20B cellules avant 24h.</li>
		<li>Retirer chaque insert de la plaque de compagnon et retirer délicatement les cellules de la chambre haute à l’aide d’un coton-tige. Il est particulièrement important d’éliminer toutes les cellules situées dans la chambre haute.</li>
		<li>Difficulté et colorer chaque insert individuellement pour obtenir mai-Grunwald Giemsa coloration9 à l’aide de la trousse de coloration fournie. Alternativement, utilisez paraformaldéhyde à 4 % dans une autre plaque de compagnon pour une fixation de 30 min.</li>
		<li>Garder les insertions dans une assiette vide 24 puits compagnon sous une hotte de laboratoire à sécher chaque chambre.</li>
	</ol>
</li>
</ol>Jour 5
<ol start="5"><li>
Analyse au microscope
	<ol>
<li>Insérer la plaque de compagnon avec les inserts sur un microscope à contraste de phase 20 et compter chaque cellule migré sur la partie inférieure de la membrane. Optimiser la position de foyer droite en déplaçant l’objectif du bas vers le haut et la position de cuisson sur la partie inférieure de la membrane.</li>
		<li>Calculer le ratio entre le nombre de cellules migrés et cellules ensemencées. Répétez chaque chef d’accusation pour chaque condition de traitement en trois exemplaires.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. zéro blessure Assay : La Migration cellulaire
Remarque : Les Instructions doivent être adaptées pour chaque type de cellule.
Jour 1
<ol><li>
Cellule de semis
	<ol>
<li>Graine 2 x 106 SQ20B cellules dans 12 mL de CM dans une fiole de2 175 cm 72 h avant le premier jour et laisser les cellules à confluence de cellule de 80 %.</li>
		<li>Sous une hotte à flux laminaire, trypsinize les cellules. Enlever le milieu, laver les cellules avec du PBS stérile, ajouter 2,5 mL de trypsine EDTA (0,5 g/L) et incuber les cellules pendant 5 min à 37 ° C. Arrêter la réaction en ajoutant 12,5 mL de CM chauffé à 37 ° C. Compter le nombre de cellules à l’aide d’un compteur de cellules.</li>
		<li>Générer un échantillon dilué à une densité de 4 x 105/ml, ce qui donne une densité finale de 4 104 cellules par 100 μl à chaque puits. Cette concentration doit être adaptée pour chaque lignée cellulaire et devrait être de l’ordre de 1 x 104 6 104 cellules.</li>
		<li>Cellules de semences dans chaque puits d’une plaque 96 puits de dépôt 100 μL de la solution préparée à l’étape 2.1.2.</li>
		<li>Laisser la plaque à température ambiante pendant 5 min disperser les cellules uniformément sur le fond des puits.</li>
		<li>Placer la plaque dans l’incubateur et de permettre aux cellules d’adhérer à la plaque pour 12 à 16 h (maximum) à 37 ° C.</li>
	</ol>
</li>
</ol>Jour 2
<ol start="2"><li>
Gratter la plaie dosage
	<ol>
<li>Enlever les plaques préparées à l’étape 2.1 de l’incubateur.</li>
		<li>Sous le capot, faire une blessure en utilisant le dispositif commercial blessant selon le protocole du fabricant.</li>
		<li>Retirez immédiatement le milieu de chaque bien en utilisant une pipette avec une pointe conique adaptée, en prenant soin de ne pas pour toucher la plaie.</li>
		<li>Laver les cellules deux fois en répétant l’aspiration en utilisant 100 μL de CM chauffé à 37 ° C pour chaque puits.</li>
		<li>Enlevez le CM à l’aide d’une pipette avec une pointe conique adaptée après les étapes de lavage.</li>
		<li>Ajouter 100 μl de milieu spécifique pour chaque condition de traitement dans chaque puits.</li>
		<li>Essayez d’éviter de créer des bulles dans les puits. Une technique de pipetage inverse peut être utile ici. Vous pouvez également enlever les bulles avec une aiguille de seringue.</li>
		<li>Placer la plaque dans le rack adapté du microscope vidéo.</li>
		<li>Afin d’améliorer la qualité de l’image, laissez la plaque au chaud pendant au moins 15 minutes avant que le premier balayage pour éviter la condensation sur la face inférieure de la plaque.</li>
		<li>Programme de la planification des analyses, en utilisant le logiciel de vidéo microscope à une seule image par puits. Il faut un intervalle de 2 h maximum pour une expérience de l’immigration-invasion. Si l’objectif de l’expérience est de produire une vidéo, un intervalle de 30 min maximum est préféré.</li>
		<li>À la fin de l’expérience, laver l’appareil blessant soigneusement et suivre chacune des quatre étapes de lavage indiquées par le fabricant.</li>
	</ol>
</li>
</ol>Jours 3, 4 et 5
<ol start="3"><li>
Analyse de la migration à l’aide du microscope vidéo
	<ol>
<li>Pour un minimum de 24 h et jusqu'à 5 jours, surveiller et vérifier la migration cellulaire.</li>
		<li>Un masque de cellule approprié adapté pour chaque type de cellule permet d’analyser la migration cellulaire. Pour obtenir un masque cellulaire adapté pour chaque lignée cellulaire, générer une cellule traitement définition tirée du logiciel à l’aide d’une collection d’images de cellules spécifiques.</li>
		<li>Tracer les courbes et exporter les données dans une feuille de calcul, qui peut être utilisé pour analyser et comparer les résultats.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. zéro blessure Assay : Invasion des cellules
Remarque : Les Instructions doivent être adaptées pour chaque type de cellule.
Jour 1
<ol><li>
Cellule de semis
	<ol>
<li>Utiliser le même protocole pour cellule semis comme indiqué au point 2.1.</li>
	</ol>
</li>
</ol>Jour 2
<ol start="2"><li>
Préparation de l’ECM
	<ol>
<li>Décongeler la matrice pendant au moins 12 h avant de l’utiliser à 4 ° C. S’assurer qu’aucun agrégat n’est visibles. Si les agrégats sont visibles, garder la matrice à 4 ° C pendant une période prolongée jusqu'à disparaissent des agrégats. Garder la matrice sur la glace. Utiliser des pointes de pipette jetable. Remarque : La matrice consolidera sinon conservés à 4 ° C.</li>
		<li>Faites refroidir les tubes de microcentrifuge sur glace pendant 5 min.</li>
		<li>Prenez CM refroidi à 4 ° C du réfrigérateur et diluer la matrice dans les tubes de microcentrifuge rafraîchies pour obtenir une concentration finale de 300 μg/mL.</li>
		<li>Retourner les tubes de microcentrifuge avec matrice calibrant au réfrigérateur à 4 ° C. Remarque : Une grille adaptée pour les tubes de microcentrifuge est utile pour maintenir les tubes à 4° C tout au long de l’expérience.</li>
	</ol>
</li>
</ol>Jour 2
<ol start="3"><li>
Dosage zéro blessure et le traitement de l’ECM
	<ol>
<li>Retirez la plaque préparée à l’étape 3.1 de l’incubateur.</li>
		<li>Sous le capot, faites la plaie en utilisant le dispositif commercial blessant selon le protocole du fabricant.</li>
		<li>Retirez immédiatement le milieu de chaque bien en utilisant une pipette avec une pointe conique adaptée prenant soin de ne pas pour toucher la plaie.</li>
		<li>Laver les cellules deux fois en répétant la procédure d’aspiration en utilisant 100 μL de CM chauffé à 37 ° C.</li>
		<li>Après le deuxième lavage, placer la plaque sur l’incubateur de 4 ° C à équilibrer sa température pendant 5 min.</li>
		<li>Enlever le milieu froid de chaque puits avec la pipette d’aspiration avec une pointe conique, en prenant soin de Pipetter soigneusement le bord et pour éviter de toucher la plaie.</li>
		<li>Ajouter 50 μL de matrice pré-dilué dans chaque puits à l’aide de pointes coniques rafraîchies à 4 ° C.</li>
		<li>Placer la plaque dans l’incubateur à 37 ° C pendant 30 min. Remarque : Une grille de soutien préchauffée à 37 ° C est utile pour accélérer le réchauffement de la plaque à 96 puits.</li>
		<li>Retirez la plaque de l’incubateur et ajouter 100 μL de la CM adaptée à chaque puits comme il est indiqué pour chaque condition de traitement.</li>
		<li>Essayez d’éviter de créer des bulles dans les puits. Une technique de pipetage inverse peut être utile ici. Vous pouvez également enlever les bulles avec une aiguille de seringue.</li>
		<li>Placer la plaque dans le rack adapté dans le microscope vidéo.</li>
		<li>Afin d’améliorer la qualité de l’image, laissez la plaque au chaud pendant au moins 15 minutes avant que le premier balayage pour éviter la condensation sur la face inférieure de la plaque.</li>
		<li>Programmer l’horaire de numérisations, utilisant le logiciel de vidéo microscope à une seule image par puits, dans le mode de balayage Scratch enroulés. Un intervalle de 2 h maximum dans requis pour une expérience de l’immigration-invasion. Si l’objectif de l’expérience est de produire une vidéo, un intervalle de 30 min maximum est préféré.</li>
		<li>À la fin de l’expérience, laver l’appareil blessant soigneusement et suivre chacune des quatre étapes de lavage indiquées par le fabricant.</li>
	</ol>
</li>
</ol>Jours 3, 4 et 5
<ol start="4"><li>
Analyse d’invasion des cellules à l’aide d’un microscope vidéo.
	<ol>
<li>Répétez l’étape 2.3.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Friedl, P., Wolf, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumour-cell+invasion+and+migration%3A+diversity+and+escape+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cancer%22%5BJournal%5D)">Tumour-cell invasion and migration: diversity and escape mechanisms.</a> Nat Rev Cancer. 3 (5), 362-374 (2003).</li>
<li>Moncharmont, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radiation-enhanced+cell+migration%2Finvasion+process%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Rev+Oncol+Hematol%22%5BJournal%5D)">Radiation-enhanced cell migration/invasion process: A review.</a> Crit Rev Oncol Hematol. , (2014).</li>
<li>Burdsal, C. A., Damsky, C. H., Pedersen, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+E-cadherin+and+integrins+in+mesoderm+differentiation+and+migration+at+the+mammalian+primitive+streak%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The role of E-cadherin and integrins in mesoderm differentiation and migration at the mammalian primitive streak.</a> Development. 118 (3), Cambridge, England. 829-844 (1993).</li>
<li>Chen, C., Zimmermann, M., Tinhofer, I., Kaufmann, A. M., Albers, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelial-to-mesenchymal+transition+and+cancer+stem%28-like%29+cells+in+head+and+neck+squamous+cell+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Lett%22%5BJournal%5D)">Epithelial-to-mesenchymal transition and cancer stem(-like) cells in head and neck squamous cell carcinoma.</a> Cancer Lett. 338 (1), 47-56 (2013).</li>
<li>Nelson, A. R., Fingleton, B., Rothenberg, M. L., Matrisian, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Matrix+metalloproteinases%3A+biologic+activity+and+clinical+implications%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Oncol%22%5BJournal%5D)">Matrix metalloproteinases: biologic activity and clinical implications.</a> J Clin Oncol. 18 (5), 1135-1149 (2000).</li>
<li>Smith, A., Teknos, T. N., Pan, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelial+to+mesenchymal+transition+in+head+and+neck+squamous+cell+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Oral+Oncol%22%5BJournal%5D)">Epithelial to mesenchymal transition in head and neck squamous cell carcinoma.</a> Oral Oncol. 49 (4), 287-292 (2013).</li>
<li>Chen, H. -C. <a target="_blank" href="https://pdfs.semanticscholar.org/922b/e08c04a3ad311a32ca0fc52644681f1bf8b7.pdf">Boyden chamber assay.</a> Meth Mol Biol. 294, Clifton, N.J. 15-22 (2005).</li>
<li>Rodriguez, L. G., Wu, X., Guan, J. -L. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/15576902">Wound-healing assay.</a> Meth Mol Biol. 294, Clifton, N.J. 23-29 (2005).</li>
<li>Piaton, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technical+recommendations+and+best+practice+guidelines+for+May-Gr%C3%BCnwald-Giemsa+staining%3A+literature+review+and+insights+from+the+quality+assurance%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Path%22%5BJournal%5D)">Technical recommendations and best practice guidelines for May-Grünwald-Giemsa staining: literature review and insights from the quality assurance.</a> Ann Path. 35 (4), 294-305 (2015).</li>
<li>Moncharmont, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+a+cornerstone+of+radiation+resistance%3A+cancer+stem+cell%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+lett%22%5BJournal%5D)">Targeting a cornerstone of radiation resistance: cancer stem cell.</a> Cancer lett. 322 (2), 139-147 (2012).</li>
<li>Moncharmont, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carbon+ion+irradiation+withstands+cancer+stem+cells%E2%80%99+migration%2Finvasion+process+in+Head+and+Neck+Squamous+Cell+Carcinoma+%28HNSCC%29%5BTitle%5D)+AND+%22Oncotarget%22%5BJournal%5D)">Carbon ion irradiation withstands cancer stem cells’ migration/invasion process in Head and Neck Squamous Cell Carcinoma (HNSCC).</a> Oncotarget. 7 (30), 47738-47749 (2016).</li>
<li>Gilormini, M., Wozny, A. -S., Battiston-Montagne, P., Ardail, D., Alphonse, G., Rodriguez-Lafrasse, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+Characterization+of+a+Head+and+Neck+Squamous+Cell+Carcinoma+Subpopulation+Having+Stem+Cell+Characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Isolation and Characterization of a Head and Neck Squamous Cell Carcinoma Subpopulation Having Stem Cell Characteristics.</a> J Vis Exp: JoVE. (111), (2016).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Nous rapportons deux modalités différentes d’étudier le processus d’invasion et de la migration des cellules. L’analyse de ce processus est importante pour comprendre les facteurs de récidive métastatique, qui pourrait s’expliquer par la motilité accrue d’une sous-population de cellules cancéreuses appelé cancer cellules souches10,11.
L’expérience de chambre de Boyden est celle utilisée le plus souvent invasion et migration des cellule...

Migration et invasion des cellules sont impliqués dans la dissémination des cellules cancéreuses, qui est la principale cause de la résistance au traitement1 et peuvent conduire à locorégional ou récidive métastatique après traitement de cancer2. La transition épithéliale-mésenchymateuse (EMT) est le processus initial de la migration-invasion cellulaire dans lequel le cancer cellules passer d’un épithélium à un phénotype mésenchymateux. E-cadhérine est un marqueur extracellulaire du phénotype épithéliales3, et une expression accrue de la N-cadhérine et la vimentine est caractéristique du phénotype mésenchymateuses4. Migration dépend aussi de la capacité intrinsèque des cellules cancéreuses à envahir la matrice extracellulaire (ECM) sous l’action des métalloprotéases de matrice5.
Ce mécanisme d’invasion – migration a été décrite pour le cancer dans de nombreux endroits, notamment dans la tête et du cou, du cancer6. De nombreux chercheurs ont mis l’accent sur les processus de migration et invasion de mieux comprendre comment les cellules cancéreuses diffusent dans l’espoir que cette connaissance conduira à nouvelles stratégies de traitement. Il est crucial que ces études sont réalisées à l’aide de tests fiables et reproductibles.
L’analyse in vitro de la motilité cellulaire peut être difficile. Mis au point il y a de nombreuses années, le test de chambre de Boyden est considéré comme la norme pour l’invasion – migration analyse7. Cependant, il prend beaucoup de temps et est souvent inexacte. Un deuxième essai est la cicatrisation test8, qui consiste à faire une égratignure sur la culture cellulaire monocouche et capturer des images de l’invasion cellulaire et migration à intervalles de temps fixes. Cette technique a été largement critiquée en raison des grandes variations entre les résultats de deux tests successifs. Cependant, l’application des technologies modernes, notamment en microscopie, a amélioré la reproductibilité du dosage zéro blessure. Microscopes vidéo peuvent être facilement introduits en couveuse et peuvent générer des images en temps réel de la migration cellulaire. Ces appareils enregistrent des données microscopiques et fournissent une analyse automatique de confluence cellulaire plaie au fil du temps. Cet article vise à décrire le test de chambre de Boyden et le dosage optimisé plaie de grattage et de discuter les avantages et les faiblesses de chaque approche.

<table><tbody><tr><td>Sérum de veau fœtal Gold</td><td>GE Healthcare</td><td>A15-151</td><td></td></tr><tr><td>Hydrocortisone soluble dans l’eau</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H0396-100MG</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline/Streptomycine 100 X</td><td>Dominique Dutscher</td><td>L0022-100</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco</td><td>61965-026</td><td></td></tr><tr><td>F12 Mélange de noix (1X) + GlutaMAX-I</td><td>Gibco</td><td>31765-027</td><td></td></tr><tr><td>EGF</td><td>Promega</td><td>G5021</td><td>La solution doit être préparée juste avant utilisation car elle est très instable</td></tr><tr><td>Particule de soc Z1</td><td>Beckman Coulter</td><td>6605698</td><td></td></tr><tr><td>Microscope optique</td><td>Olympus&nbsp ;</td><td>CKX31</td><td></td></tr><tr><td>SQ20B Lignée cellulaire</td><td>Don de John Little' s Fabricant</td> <td>de</td><td></td> plaies de laboratoire</tr> <tr><td></td><td>Essen Bioscience</td><td>4494</td><td>Conserver dans un endroit sûr et sec</td></tr><tr><td>Plaque ImageLock à 96 puits</td><td>Essen Bioscience</td><td>4379</td><td></td></tr><tr><td>CoolBox 96F Système avec CoolSink 96F</td><td>Essen Bioscience</td><td>1500-0078-A00</td><td></td></tr><tr><td>CoolBox avec système M30</td><td>Essen Bioscience</td><td>1500-0078-A00</td><td></td></tr><tr><td>Boyden Insert</td><td>Dominique Dutcher</td><td>353097</td><td></td></tr><tr><td>Boyden Insert Enduit</td><td>Dominique Dutcher</td><td>354483</td><td>Se vendent à -20 &deg ; C</td></tr><tr><td>Companion Plaque 24 puits</td><td>Dominique Dutcher</td><td>353504</td><td></td></tr><tr><td>BD Matrigel standard</td><td>BD BioScience</td><td>BD 354234</td><td>Stocker à -20&deg ;C.&nbsp ;</td></tr><tr><td>Kit de coloration RAL 555</td><td>RAL Diagnostics</td><td>&nbsp ; 361550</td><td>Stocker dans un endroit sûr et sec</td></tr><tr><td>Tubes à microcentrifuger</td><td>Eppendorf</td><td>33511</td><td></td></tr></tbody></table>

Évaluation de l’invasion des cellules et le processus de migration : une comparaison de la rayure axée sur le microscope vidéo blessure test et le test de chambre de boyden

Evaluation of the Cell Invasion and Migration Process: A Comparison of the Video Microscope-based Scratch Wound Assay and the Boyden Chamber Assay

Les capacités d’invasion et de la migration des cellules tumorales sont les principaux contributeurs à la progression du cancer et de la récurrence. De nombreuses études ont exploré les capacités de migration et invasion de comprendre comment les cellules cancéreuses diffusent, dans le but de développer de nouvelles stratégies de traitement. Analyse des fondements cellulaires et moléculaires de ces capacités a conduit à la caractérisation de la mobilité de la cellule et les propriétés physico-chimiques du cytosquelette et microenvironnement cellulaire. Pendant de nombreuses années, le test de chambre de Boyden et le dosage zéro blessure ont été les techniques standards d’étudier la migration et l’invasion des cellules. Toutefois, ces deux techniques ont des limites. L’essai de chambre de Boyden est longue et difficile, et le dosage zéro blessure a faible reproductibilité. Développement des technologies modernes, notamment en microscopie, a augmenté la reproductibilité du dosage zéro blessure. À l’aide de systèmes d’analyse puissants, un microscope video de « en-incubateur » peut être utilisé pour fournir une analyse automatique et en temps réel de la migration cellulaire et l’invasion. L’objectif de cette communication est de déclarer et de comparer les deux essais utilisés pour étudier l’invasion cellulaire et migration : le dosage de chambre de Boyden et une optimisée en vitro vidéo axée sur le microscope scratch enroulés dosage.

Nous présentons ici deux méthodes différentes pour analyser les migrations et l’invasion des cellules. La figure 1 montre la Boyden expérience en chambre. Les inserts sont placées dans une assiette de compagnon avec chemoattractant moyen, et les cellules sont ensemencées en CM. La membrane peut être non couchée (test de migration) ou couché (dosage de l’invasion). Les cellules sont ensemencées dans la chambre haute en s-CM. La chambre basse est remplie de CM ...

Cette étude rend compte de deux méthodes différentes pour l’analyse de l’invasion cellulaire et migration : le test de chambre de Boyden et l’essai in vitro vidéo axée sur le microscope cicatrisation avec. Les protocoles de ces deux expériences sont décrites, et leurs avantages et leurs inconvénients sont comparés.

Évaluation de l’Invasion des cellules et le processus de Migration : une comparaison de la rayure axée sur le Microscope vidéo blessure test et le test de chambre de Boyden

The invasion and migration abilities of tumor cells are main contributors to cancer progression and recurrence. Many studies have explored the migration ...

L’objectif global de cette expérience est de rapporter et de comparer les deux tests utilisés pour étudier l’invasion et la migration cellulaires, le test en chambre Boyden et un test optimisé de plaie par égratignure au microscope vidéo in vitro. Ces expériences peuvent aider à répondre à des questions clés dans le domaine d’étude de l’invasion et de la migration, telles que le choix de la méthode la plus pertinente. Le principal avantage de ce test de plaie par égratignure basé sur la microscopie vidéo in vitro optimisée est qu’il fournit une comparaison reproductible et précise entre les conditions de traitement.Bien que cette méthode puisse évaluer la migration et l’invasion cellulaires, elle peut également être appliquée à d’autres domaines d’étude tels que la cicatrisation ou la régénération tissulaire. Préparez les cellules SQ20B 72 heures avant le premier jour de l’essai en enchaînant deux fois 10 cellules 1/6 dans 25 millilitres de milieu de culture dans une fiole de 175 centimètres carrés. Laissez les cellules croître jusqu’à 80 % de confluence cellulaire à 37 degrés Celsius.Le premier jour après la trypsinisation et le comptage cellulaire, ensemencez les cellules dans un

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Couramment utilisés, des méthodes très accessibles pour examiner la migration cellulaire et l'invasion in vitro sont décrits. La première méthode est la fermeture de la plaie dosage de cellules qui mesure la motilité cellulaire. La deuxième méthode est la migration et l'invasion essai transwell qui évalue la capacité chimiotactique et invasif des cellules.

Dans la migration cellulaire in vitro et Invasion dosages

L’étude de la migration précoce des cellules endothéliales (EEC) est importante pour comprendre la physiopathologie de certaines maladies et pour identifier potentiellement de nouvelles stratégies d’intervention thérapeutique. Le protocole suivant décrit les techniques d’évaluation de la migration cellulaire qui ont été adaptées pour l’étude de l’EEC.

Évaluation de la migration des cellules endothéliales après une exposition à des produits chimiques toxiques

Ce protocole décrit en détail une méthode personnalisable pour mesurer la migration cellulaire en réponse à des chimioattracteurs qui peuvent également être utilisés pour déterminer le débit d'un médicament par diffusion hors d'une matrice de polymère.

Une chambre de mesure de la migration des cellules personnalisable

Ce protocole décrit une analyse inversée invasion verticale qui pourrait être utilisée pour quantifier les capacités de migration et invasion des cellules dans un décor en trois dimensions tout en préservant le microenvironnement cellulaire. Ce dosage est adapté aux cellules rares et/ou sensibles.

Déplacement vers le haut : Un Simple et Flexible In Vitro Invasion en trois dimensions Assay protocole

Ce manuscrit décrit comment incision-comme des lésions sur des monocouches de cellules épithéliales cultivées idéalement modèle embobiné guérison in vitro, permettant pour l’imagerie confocale ou microscopie à balayage de laser, et qui peuvent fournir de haute qualité données quantitatives et qualitatives pour l’étude de comportement de la cellule tant les mécanismes impliqués dans la migration.

Méthodes basées sur la microscopie pour l’évaluation de la Migration de cellules épithéliales lors In Vitro la cicatrisation des plaies

Ici, nous décrivons une procédure pour tester la cellule migration in vitro avec un microscope caméra optique automatisé. Le dosage zéro a été largement utilisé lorsque la fermeture de la rayure est suivie pour une période déterminée. Le microscope optique permet une détection fiable et bon marchée de la migration cellulaire.

Optimisé de gratter Assay for In Vitro test de Migration cellulaire avec une caméra optique automatisée

Nous décrivons ici les techniques d’imagerie de cellules vivantes pour mesurer quantitativement la migration et l’invasion du glioblastome cerveau tumeur des cellules souches au fil du temps et dans plusieurs conditions de traitement.

Épreuves d’imagerie de cellules vivantes pour étude glioblastome Brain Tumor Stem Cell Migration et Invasion

Le protocole actuel décrit une méthode intégrée sur le cancer cell migration et invasion sur une seule plateforme en temps réel, offrant une option facilement reproductible et plus économes en temps d’étudier la morphologie et la mobilité de la cellule.

Un Workflow Simple Migration/Invasion à l’aide d’un imageur automatisé de cellules vivantes

Ici, nous présentons un protocole pour un test de rayure in vitro utilisant les fibroblastes primaires et pour un test de guérison in vivo de blessure de peau chez les souris. Les deux essais sont des méthodes simples pour évaluer la cicatrisation in vitro et in vivo des plaies.

Scratch Migration Assay et Dorsal Skinfold Chamber for In Vitro and In Vivo Analysis of Wound Healing Scratch Migration Assay and Dorsal Skinfold Chamber for In Vitro and In Vivo Analysis of Wound Healing Scratch Migration

Nous présentons une méthode rentable à l’essai de migration de rayures qui fournit une nouvelle approche pour déterminer la migration cellulaire sans l’utilisation de méthodes à forte intensité d’équipement. Bien que les fibroblastes aient été utilisés dans ce protocole, ils peuvent être adaptés et utilisés pour étudier d’autres types de cellules et influences sur la migration cellulaire.

Un test de migration à gratter rentable et adaptable

Cette étude présente le test de migration bidimensionnel (2D) et le test de germination de sphéroïdes tridimensionnel (3D), ainsi que leurs méthodes d’analyse respectives en aval, y compris l’extraction d’ARN et l’immunocytochimie, comme des tests appropriés pour étudier l’angiogenèse in vitro.

Étude de l’angiogenèse aux niveaux fonctionnel et moléculaire en exploitant le test de migration des plaies par égratignures et le test de germination des sphéroïdes

Découvrez deux méthodes d'évaluation de l'invasion et de la migration cellulaires : le test de chambre de Boyden et le test de rayure optimisé par vidéomicroscopie. Ces protocoles permettent des comparaisons reproductibles pour la recherche en biologie cellulaire.

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Évaluation de l’Invasion des cellules et le processus de Migration : une comparaison de la rayure axée sur le Microscope vidéo blessure test et le test de chambre de Boyden

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