Name: Souris tissus adipeux collecte et le traitement pour l’analyse de l’ARN (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-01-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 13 s
Description: Apprenez la collecte de tissus adipeux blancs chez la souris et l'extraction d'ARN de haute qualité. Cette méthode permet d'étudier l'expression génique dans le métabolisme et la biologie moléculaire.

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Ce travail a été soutenu par diabète Canada.

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

HF-régime suivant l’alimentation, les souris obèses se sont avérées ont augmenté le corps et le tissu adipeux blanc poids par rapport aux souris nourries d’un N. ARN extrait à l’aide de solution de phénol ont donné des échantillons avec bonne pureté. La leptine est une adipokine principalement produite par le tissu adipeux et est connue pour la corrélation positive avec la masse grasse16. Comme prévu, expression de l’ARNm leptine a augmenté chez les souris obèses en concomitance avec leur masse gr...

L’obésité est une épidémie mondiale qui peut conduire à des complications comme le type 2 diabète1. Induite par l’alimentation obèses et génétiquement modifiés des modèles animaux sont fréquemment utilisés pour la recherche dans l’obésité et ses complications associées. Traditionnellement, le tissu adipeux blanc est connu comme un compartiment de rangement pour excès d’énergie et est surtout composé de lipides alors que le tissu adipeux brun convertit l’énergie en chaleur2,3. Le tissu adipeux est dynamique et agrandira et rétrécir en fonction de nombreux facteurs tels que la prise alimentaire et l’activité physique. Par conséquent, pour déterminer les facteurs ayant contribué à ces changements, manutention et collecte adéquate du tissu adipeux sont requis4.
Parmi les tissus adipeux blancs, il est généralement admis que les dépôts de graisse sous-cutanée et viscérales ont des propriétés différentes comme la localisation anatomique et fonctionnent2,5. Par conséquent, pour éviter des résultats contradictoires ou grande variabilité, attention doit être prises pour éviter la contamination croisée entre ces différents dépôts de graisse lors de la collecte des coussinets adipeux.
En outre, il y a trois défis majeurs lorsque isoler l’ARN ou les protéines du tissu adipeux blanc souris. Tout d’abord, le collecte des coussinets adipeux chez des souris obèses n’est pas une tâche facile car la frontière qui sépare les différents dépôts de graisse blanches n’est pas toujours claire, contrairement à d’autres organes comme les reins et le coeur6. Deuxièmement, en raison de la teneur élevée en lipides du tissu adipeux, lors de l’ARN ou protéine isolation, une couche de lipides flotte sur le dessus et empêche l’accès direct à l’échantillon. Troisièmement, par opposition au tissu adipeux brun ou d’autres tissus, le tissu adipeux blanc a considérablement plus faible teneur en ARN et des protéines et il s’agit d’une préoccupation majeure lors de l’utilisation de jeunes souris, souris nourries d’une normale (N) et souris qui sont censés ont faibles masses grasses (par exemple KO modèles, traitement par des médicaments, exercent de formation, etc..) 7 , 8.
Choisir la méthode appropriée pour isoler l’ARN du tissu adipeux est donc essentiel. Méthodes alternatives à l’extraction de phénol/chloroforme sont les kits commerciaux. Ils reposent généralement sur une étape d’extraction de phénol initiale, suivie de purification RNA sur une colonne9. Cependant, ces kits sont en général plus coûteuses et donnent des échantillons de rendement plus faible, tandis que la qualité de RNA peut être variable mais sont beaucoup moins de temps. Cependant, un des grands avantages de l’extraction de solution/chloroforme phénol décrite ici est la possibilité d’isoler l’ARN, ADN et protéine d’un seul échantillon10. Étant donné que les coussinets adipeux de souris sont généralement petits et donnent la petite quantité d’ARN et de protéines (en particulier dans les modèles de souris maigre), ces protocoles maximisent les données on peut sortir d’un petit échantillon.
L’objectif de cet article est de décrire en détail une méthode afin d’assurer un prélèvement adéquat de dépôts de tissu adipeux blanc trois souris ainsi que de quantité et de qualité des ARN. RNA obtenu en suivant ce protocole peut être utilisé pour effectuer des analyses par PCR en temps réel. Ce protocole n’est pas prévu pour l’isolement des adipocytes primaires cultivées.

<table><tbody><tr><td>1 mL de seringues</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1X solution TE (10 mM de Tris-HCl et 1 mM d’EDTA&bull ; Na2. pH 8,0)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aiguilles de 22 g Aiguilles</td><td></td><td></td><td></td></tr> de <tr><td>26 g Éthanol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>à 75 %</td></tr><tr><td>Chauffe-bloc (bain sec)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chloroforme</td><td>Sigma</td><td>C2432-500mL</td><td></td></tr><tr><td>dATP&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>Thermo scientifique</td><td>R0141</td><td></td></tr><tr><td>dCTP&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Thermo scientifique</td><td>R0151</td><td></td></tr><tr><td>dGTP&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Thermo scientifique</td><td>R0161</td><td></td></tr><tr><td>DNase I (1 U/&micro ; l)&nbsp ;</td><td>Thermo scientifique</td><td>EN0521</td><td></td></tr><tr><td>dTTP&nbsp ;</td><td>Thermo scientific</td><td>R0171</td><td></td></tr><tr><td>Faststart Universal SYBR green Master (Rox)</td><td>Roche</td><td>4913922001</td><td></td></tr><tr><td>Faststart universal SYBR green master (Rox) colorant fluorescent&nbsp ;</td><td>Roche</td><td>4913914001</td><td></td></tr><tr><td>Pointes</td><td></td><td></td><td></td>filtrées</tr><tr><td>Pinces&nbsp ;</td><td>Instrumentarium</td><td>HB275</td><td></td></tr><tr><td>Marteau de</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>gaze</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Régime alimentaire riche en graisses pour rongeurs</td><td>Bio-Serv, Frenchtown, NJ</td><td>F3282</td><td></td></tr><tr><td>Isopropanol&nbsp ;</td><td>Laboratoire MAT</td><td>IH-0101</td><td></td></tr><tr><td>Amorce PCR directe à la leptine (5'-GGGCTTCACCCCATTCTGA-3') 10 uM</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Amorce PCR inverse à la leptine (5'-GGCTATCTGCAGCACATTTTG-3') 10 uM</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Azote</td><td></td><td></td><td></td>liquide</tr><tr><td>Maxima Transcriptase inverse (enzyme et tampon 5x)</td><td>Thermo scientific</td><td>EP0742</td><td></td></tr><tr><td>Eau nanopure (appelée eau ultrapure)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr>Gants <td></td><td></td><td></td><td>d’examen en nitrile</td></tr><tr>Gants <td></td><td></td><td></td><td>en nitrile</td></tr><tr><td>Régime normal pour rongeurs</td><td>Harlan Laboratories, Madison, WI</td><td>Harlan 2018</td><td></td></tr><tr><td>P1000 pipetman</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>P2 pipetman</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>P20 pipetman</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>P200 pipetman</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Solution phénolique (TRIzol)&nbsp ;</td><td>Ambion Life Technologies</td><td>15598018</td><td></td></tr><tr><td>Feuille</td><td></td><td></td><td></td>d’aluminium pré-identifiée</tr><tr><td>Cuvette</td><td></td><td></td><td></td>de spectrophotomètre</tr><tr><td>à quartz Rack pour bandelettes</td><td></td><td></td><td></td>de tubes PCR</tr><tr><td>Racks pour bandelettes de tubes RT-PCR Hexamères</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>aléatoires&nbsp ;</td><td>Invitrogen</td><td>58875</td><td></td></tr><tr><td>PCR en temps réel Rotor Gene system&nbsp ;</td><td>Corbett research</td><td>RG-3000 Rotor-Gene Thermocycleur</td><td></td></tr><tr>Centrifugeuse <td></td><td></td><td></td><td>de paillasse réfrigérée</td></tr><tr><td>Inhibiteur de la RNase RiboLock&nbsp ;</td><td>Thermo scientific</td><td>EO0381</td><td></td></tr><tr>Tubes <td></td><td></td><td></td><td>eppendorf sans RNase 1,5 mL</td></tr><tr>Tubes <td></td><td></td><td></td>à<td>bouchon à vis sans</td></tr><tr><td>RNase Bandes de tubes PCR sans RNase (0,2 mL) et bouchons</td><td></td><td></td><td></td></tr> sans <tr><td>RNase sans eau&nbsp ;</td><td>Hyclone</td><td>SH30538.02</td><td></td></tr><tr><td>Appareil RT-PCR</td><td>Qiagen</td><td>Rotor-Gene Corbett 3000</td><td></td></tr><tr><td>Bandelettes tubulaires RT-PCR (0,1 mL) et capuchons</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>S16 amorce PCR directe (5'-ATCTCAAAGGCCCTGGTAGC-3') 10 uM</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Amorce PCR inverse S16 (5' ACAAAGGTAAACCCCGATCG-3') Spectrophotomètre 10 uM</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Biochrom</td><td>Ultrospec 3100 pro</td><td></td></tr><tr><td>Mortier et pilon</td><td></td><td></td><td></td>en acier inoxydable</tr><tr><td>Coussinets chirurgicaux</td><td>Fait maison, un panneau de mousse enveloppé dans un sous-coussin</td><td></td><td></td>absorbant jetable</tr><tr><td>Ciseaux chirurgicaux&nbsp ;</td><td>Intrumentarium</td><td>130.450.11</td><td></td></tr><tr><td>Thermocycleur</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Thermocycleur</td><td>Biometra</td><td>Thermocycleur</td><td></td></tr><tr><td>Mélangeur</td><td></td><td></td><td></td>vortex</tr><tr><td>Spatule</td><td></td><td></td><td></td> de pesée</tr></tbody></table>

souris tissus adipeux collecte et le traitement pour l’analyse de l’arn

Mouse Adipose Tissue Collection and Processing for RNA Analysis

Par rapport à d’autres tissus, le tissu adipeux blanc a une beaucoup moins teneur en ARN et des protéines pour des applications en aval comme la PCR en temps réel et Western Blot, puisqu’il contient surtout des lipides. Isolement d’ARN d’échantillons de tissus adipeux est aussi difficile que des mesures supplémentaires sont nécessaires pour éviter ces lipides. Nous présentons ici une procédure pour rassembler le tissu adipeux blanc trois anatomiquement différent de souris, pour traiter ces échantillons et effectuer des ARN. Nous décrivons plus loin la synthèse de cDNA et gène expériences d’expression à l’aide de la PCR en temps réel. Le protocole décrit par les présentes permet la réduction de la contamination de cheveux et de sang sur les coussinets adipeux ainsi que la contamination croisée entre les coussinets adipeux différents au cours de la collection de tissus de l’animal. Il a également été optimisé afin d’assurer une quantité adéquate et la qualité de l’ARN extrait. Ce protocole peut être largement appliqué à n’importe quel modèle de souris où des échantillons de tissus adipeux sont requises pour des expériences courantes comme la PCR en temps réel mais n’est pas prévu pour l’isolement de la culture de cellules primaires adipocytes.

En suivant la procédure de l’autopsie, le tissu adipeux blanc trois ont été recueilli et pondérée en fonction de deux groupes de souris (N et HF régime alimentaire chez les souris nourries). Comme prévu, souris sur le régime de HF avaient augmenté le poids corporel final et gain de poids par rapport à la même portée sur régime N (tableau 1). Ces observations étaient accompagnées par plus qu’une augmentation de 2 fois le poids de la PGF, PRF et SCF chez des souris obèses p...

Le but de cet article est de présenter une procédure étape par étape pour rassembler différents les tissus adipeux blancs de souris, de traiter les échantillons de matières grasses et d’extraire des RNA.

Souris tissus adipeux collecte et le traitement pour l’analyse de l’ARN

Compared to other tissues, white adipose tissue has a considerably less RNA and protein content for downstream applications such as real-time PCR and ...

L’objectif global de cette procédure est d’assurer une collecte adéquate d’échantillons de dépôts de tissu adipeux blanc de différentes souris et d’isoler une grande quantité d’ARN de bonne qualité dans le tissu. Cette méthode peut répondre à des questions clés dans les domaines du métabolisme, de la biochimie et de la biologie moléculaire qui, par exemple, concernent l’expression des gènes dans le tissu adipeux de souris traitées ou génétiquement modifiées. Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet d’isoler de grandes quantités d’ARN de bonne qualité dans le tissu adipeux qui a généralement une faible teneur en ARN.La démonstration de la procédure sera assurée par Emilie Pepin, une assistante de recherche de mon laboratoire. Après avoir euthanasié une souris, coupez la peau sur la linea alba selon le protocole de texte, puis faites deux incisions d’environ deux centimètres du milieu de la cage thoracique vers le bras droit et près des organes génitaux au-dessus du membre postérieur droit. Étirez un coin de la peau ouverte et utilisez une aiguille de calibre 22 pour la fixer sur le coussin.Ensuite, épinglez l’autre coin. À l’aide de ciseaux chirurgicaux positionnés contre la peau aussi plat que possible, effectuez une dissection contondante de la graisse sous-cutanée abdominale, ou SCF, puis transférez-la sur un morceau de papier d’aluminium prédécoupé. Répétez la dissection pour le côté gauche de l’animal.Ensuite, tirez les coussinets de graisse collectés à gauche et à droite dans la feuille d’aluminium et utilisez de l’azote liquide pour congeler l’échantillon. Pour accéder au tissu adipeux viscéral, coupez le muscle abdominal le long de la linea alba. Ensuite, faites une incision dans les muscles abdominaux des organes génitaux vers l’arrière de la souris des deux côtés.La graisse autour des organes reproducteurs est la graisse périgonadique, ou PGF. Détachez les coussinets adipeux gauche et droit de l’épididyme, des testicules et du canal déférent et transférez-le sur la feuille d’aluminium pré-étiquetée. Ensuite, congelez l’échantillon dans de l’azote liquide.En commençant par le côté gauche, exposez les reins en éloignant l’intestin de la cavité abdominale vers le côté droit. Le tissu adipeux que l’on voit ici autour des reins et des glandes surrénales est la graisse périrénale, ou PRF. Isolez et retirez les glandes surrénales avant de collecter le PRF.Cela peut être fastidieux car ils sont juste un peu plus roses que le tissu adipeux. Maintenant, isolez le PRF de la paroi musculaire arrière et coupez l’uretère, l’artère rénale et la veine qui sépare le PRF et le rein du reste du corps. Ensuite, isolez le PRF du rein en coupant et en retirant la capsule rénale.Après avoir isolé le PRF droit, transférez l’échantillon dans la feuille d’aluminium avec le tissu du côté gauche et utilisez de l’azote liquide pour congeler les échantillons. Réfrigérez des tubes coniques sans RNase de 1,5 millilitre, un mortier et un pilon et une spatule à l’azote liquide selon le protocole de texte. Mettez l’échantillon de tissu adipeux dans le mortier, puis utilisez quelques couches de papier brun pour retirer le pilon de l’azote liquide et l’insérer dans le mortier.Tout en tenant le pilon avec le papier, utilisez le marteau pour frapper le haut du pilon une ou deux fois. Ensuite, broyez l’échantillon à l’aide d’un mouvement de rotation jusqu’à l’obtention d’une poudre fine. Ensuite, retirez le pilon, récupérez la spatule de l’azote liquide et utilisez-la pour transférer l’échantillon dans le tube conique pré-refroidi correspondant de 1,5 millilitre.Retrempez la spatule dans de l’azote liquide de temps en temps pour éviter que l’échantillon ne fonde. De plus, gardez le tube conique sur de la glace sèche pour éviter que l’échantillon ne dégèle. Remplissez le tube conique à environ 2/3 de sa capacité avec un échantillon moulu pour un rendement adéquat en ARN.Ensuite, préparez les échantillons restants selon le protocole de texte. Sous une cagoule chimique et en portant une blouse de laboratoire, des gants et des lunettes de sécurité, prélevez un échantillon broyé de l’azote liquide. Ouvrez lentement le tube et ajoutez 500 microlitres de solution de phénol.Fermez le couvercle du tube et faites tourbillonner à vitesse maximale pendant environ cinq secondes, puis ouvrez lentement et soigneusement le tube pour relâcher la pression de l’azote. Le bruit de l’air sortant du tube se fera entendre. Pipetez 500 microlitres supplémentaires de solution phénolique dans le tube.Ensuite, vortex et ouvrez-le lentement comme précédemment. Agitez l’échantillon jusqu’à ce qu’il soit complètement dissous. Ensuite, ouvrez le tube pour relâcher la pression avant de traiter des échantillons supplémentaires.Une fois que tous les échantillons ont été traités, agitez-les brièvement à la vitesse maximale et incubez-les à température ambiante pendant cinq minutes. Centrifugez les tubes à 12 000 fois G et quatre degrés Celsius pendant 10 minutes. Ensuite, ramenez les tubes à température ambiante.Pour éviter la contamination, pour chaque échantillon, utilisez une pipette P1000 avec une pointe filtrée pour isoler autant d’ARN que possible de la couche rose moyenne en perçant la phase lipidique près du côté du tube. Distribuez l’ARN dans les nouveaux tubes coniques sans toucher les côtés des tubes pour éviter le transfert des lipides présents à l’extérieur de l’embout. Ajoutez 200 microlitres de chloroforme pur à chaque échantillon et mélangez les tubes par inversion pendant 15 secondes.Ensuite, après avoir incubé les échantillons à température ambiante pendant 10 minutes, centrifugez les tubes à 12 000 fois G et quatre degrés Celsius pendant 15 minutes et ramenez les tubes à température ambiante. Pour chaque échantillon, utilisez une pipette P1000 et des pointes filtrées pour transférer autant de phase supérieure aqueuse transparente contenant de l’ARN que possible vers le deuxième ensemble de tubes coniques correspondants. Ensuite, ajoutez 500 microlitres d’isopropanol à 100 % à chaque échantillon et mélangez les tubes par inversion pendant 15 secondes.Ensuite, incubez les échantillons à température ambiante pendant 10 minutes. Centrifugez les tubes à 12 000 fois G et quatre degrés Celsius pendant 10 minutes avant de les ramener à température ambiante. Jetez l’isopropanol en le versant dans chaque tube.Maintenant, ajoutez un millilitre d’éthanol à 75 % à chaque échantillon et faites brièvement tourner les tubes à la vitesse maximale. Ensuite, centrifugez les échantillons à 7 500 fois G et quatre degrés Celsius pendant cinq minutes. Après avoir essoré les échantillons et les avoir amenés à température ambiante, jetez l’éthanol à 75 % en inversant chaque tube et en les allumant en les tapotant contre du papier brun pour éliminer tout résidu d’éthanol.Laissez le couvercle ouvert et faites sécher la pastille d’ARN à l’air libre pendant environ 15 à 20 minutes. Après avoir évalué la taille des pastilles d’ARN, ajoutez 10 à 25 microlitres d’eau sans RNase à chaque échantillon. Incuber les échantillons dans un bloc de chaleur à 60 degrés Celsius pendant cinq minutes.Ensuite, faites brièvement tourbillonner les tubes. Incuber les échantillons dans le même bloc de chaleur pendant cinq minutes supplémentaires. Ensuite, faites tourner rapidement tous les échantillons et placez-les immédiatement sur de la glace.Effectuer une RT-PCR pour l’expression des gènes dans le tissu adipeux selon le protocole textuel. Comme prévu, les souris suivant un régime riche en graisses avaient un poids corporel et une prise de poids accrus par rapport aux autres souris suivant un régime normal. Ces observations ont été accompagnées d’une augmentation de plus de deux fois du poids du PGF, du PRF et du SCF chez les souris obèses par rapport à celles suivant un régime normal.Ce tableau montre que pour chaque tissu adipeux blanc, l’isolement de l’ARN par une solution de phénol a produit des échantillons avec une OD260 sur OD280 d’environ 2,0, ce qui est considéré comme pur pour l’ARN. Comme le montre ce graphique à barres, les données PCR en temps réel ont montré que l’expression de l’ARNm de la leptine était significativement plus élevée chez les souris obèses PGF, PRF et SCF par rapport à celles suivant un régime normal. Les différences observées dans l’expression de l’ARNm de la leptine n’étaient pas dues à une variation de s16, le gène de référence utilisé pour normaliser les résultats entre les deux groupes de souris, car les valeurs CT n’ont pas été modifiées.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en quatre heures si elle est exécutée correctement. Lors de la tentative de cette procédure, il est important de se rappeler de travailler dans un environnement sans RNase pendant la procédure d’extraction de l’ARN. Suite à cette procédure, d’autres méthodes telles que l’amplification PCR en temps réel peuvent être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires telles que les modifications de l’expression génique.Après son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine du métabolisme pour explorer les modulations du tissu adipeux liées à l’obésité et au diabète chez les rongeurs. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’isoler différents coussinets adipeux et d’en isoler l’ARN. N’oubliez pas que travailler avec la solution de phénol peut être extrêmement dangereux et que des précautions telles que le port d’une blouse de laboratoire et de gants doivent toujours être prises lors de cette procédure.

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Nous rapportons une procédure permettant d’isoler l’ARN avec une grande intégrité du pancréas de souris riche en ribonucléases.

Isolement de l&#39;ARN de souris Pancréas: un tissu de Ribonuclease riche

cryo-sections consécutives sont recueillies pour permettre aux applications histologiques et l'enrichissement de l'ARN pour la mesure de l'expression des gènes en utilisant des régions adjacentes à partir d'un muscle squelettique de souris unique. ARN de haute qualité est obtenu à partir de 20 - 30 mg de cryosections et les mesures mises en commun sont comparés directement à travers des applications.

Cryosectioning de contigües Les régions d&#39;un muscle squelettique de souris unique pour l&#39;expression génique et analyses histologiques

Nous décrivons ici un protocole pour une microdissection laser reproductible de la saisie (LCM) pour isoler le réseau trabéculaire (TM) pour l’analyse en aval de RNA. La capacité d’analyser les changements dans l’expression des gènes dans le TM aidera à comprendre les mécanismes moléculaires sous-jacents des maladies oculaires liées au TM.

Saisie Microdissection de trabéculum très Pure de souris yeux de laser pour l’analyse de l’Expression génique

Un protocole de microdissection de capture laser (LCM) a été développé pour obtenir une quantité suffisante d'ARN de haute qualité pour l'analyse d'expression génique dans les cellules osseuses. L'étude actuelle se concentre sur les sections de fémur de souris. Cependant, le protocole LCM rapporté ici peut être utilisé pour étudier l'expression des gènes dans les cellules de tout tissu dur.

Un protocole de microdissection de capture de laser qui donne l'ARN de haute qualité des os frais-congelés de souris

Une méthode cryogénique de pulvérisation pour traiter les pattes murines à l'aide d'une usine de congélation à azote liquide a été mise au point pour améliorer le rendement et la qualité de l'ARN ou des protéines extraits des tissus et permettre l'analyse des profils moléculaires associés aux Réponses.

Un protocole de cryo-pulvérisation pour le traitement des pattes de souris pour évaluer les voies moléculaires de l'inflammation des tissus dans un modèle d'arthrite induite par le collagène

Cette procédure décrit la collecte de régions cérébrales congelées discrètes pour obtenir des protéines et de l’ARN de haute qualité à l’aide d’outils peu coûteux et couramment disponibles.

Collection de régions de cerveau de rongeur congelés pour des analyses en aval

Cette publication décrit un protocole pour l’isolement des noyaux des adipocytes matures, la purification par le tri activé par fluorescence, et la transcriptomique de niveau unicellulaire.

Isolement des noyaux de tissus adipeux pour applications génomiques unicellulaires

Ce protocole fournit une méthode efficace de digestion de la collagénase pour isoler des adipocytes viables et des cellules stromales de fraction vasculaire-SVF de la graisse viscérale humaine en un seul processus, y compris une méthodologie pour obtenir un ARN de haute qualité à partir d’adipocytes et la phénotypification des macrophages SVF par coloration de plusieurs marqueurs membranaires pour analyse par cytométrie en flux.

Isolement d’adipocytes viables et d’une fraction vasculaire stromale à partir de tissu adipeux viscéral humain adapté à l’analyse de l’ARN et au phénotypage des macrophages

Ici, nous fournissons une procédure pratique pour disséquer et effectuer des analyses histologiques et d’expression génique du tissu adipeux brun supraclaviculaire murin.

Dissection, traitement histologique et analyse de l’expression génique du tissu adipeux brun supraclaviculaire murin

Ce protocole décrit une méthode pour isoler l’ARN à partir de régions histologiques définies de tissu hépatique de souris fixé au paraformaldéhyde et à la température optimale de coupe, en utilisant une microdissection par capture laser, permettant une analyse ciblée de l’expression génique en aval.

Microdissection par capture laser du tissu hépatique de souris fixé au paraformodéhyde pour l’analyse de l’ARN

Apprenez la collecte de tissus adipeux blancs chez la souris et l'extraction d'ARN de haute qualité. Cette méthode permet d'étudier l'expression génique dans le métabolisme et la biologie moléculaire.

Souris tissus adipeux collecte et le traitement pour l’analyse de l’ARN

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