Évaluation de la fonction respiratoire chez des souris conscientes par pléthysmographie Double-chambre

L’objectif du présent article est de fournir une description détaillée des procédures recommandées pour évaluer la fonction respiratoire chez des souris conscientes par pléthysmographie double-chambre.

Cette technique aidera à répondre à des questions clés dans divers domaines, notamment la recherche respiratoire, la pharmacologie de l’innocuité et le développement de médicaments. Le principal avantage de cette technique est qu’elle fournit des lectures fiables pour évaluer la fonction respiratoire chez un animal conscient, à la fois au départ et pendant les défis. La technique est particulièrement utile lorsque le protocole expérimental nécessite peu d’écart par rapport à l’état physiologique normal des animaux.

L’animal est retenu, mais respire normalement, ce qui permet d’évaluer le schéma respiratoire en plus de l’obstruction des voies respiratoires. Le jour de l’expérience, démarrez une session expérimentale et chargez le fichier de configuration approprié. Entrez l’expérience et les informations sur l’animal.

Une fois cela fait, cliquez sur le bouton Exécuter en bas de la fenêtre. Procédez à l’étalonnage du système. Calibrez chaque site et signal d’entrée séparément.

Allumez le générateur de débit de polarisation relié à la chambre de tête via un morceau de tube et ajustez le débit. Fermez l’ouverture supérieure de la chambre de tête à l’aide d’un capuchon. Détachez le panneau arrière de la chambre thoracique.

Ensuite, insérez fermement l’outil de calibrage à l’intérieur de l’ouverture en caoutchouc entre la tête et la chambre du corps pour créer un joint hermétique. Fermez et refixez le panneau arrière de la chambre thoracique. Dans le menu de la barre d’outils du logiciel, accédez à Réglage, puis à Calibrer.

Allez dans Entrée une et sélectionnez calibrer pour ouvrir la boîte de dialogue d’étalonnage du signal de débit thoracique. Vérifiez que les paramètres répertoriés dans la fenêtre de dialogue d’étalonnage affichent les paramètres appropriés. La faible valeur de la contrainte physique appliquée doit être nulle.

La contrainte physique appliquée de valeur élevée doit être de moins 20 millilitres par seconde et les échantillons doivent être réglés pour s’intégrer. Une fois cela fait, cliquez sur bas dans la fenêtre des échantillons. Vérifiez que le signal généré est constant sur toute la fenêtre d’affichage, puis cliquez sur Fermer.

Connectez une seringue de 20 millilitres à travers l’orifice latéral de la chambre thoracique à l’aide d’un connecteur en plastique dans un morceau de tube. Sélectionnez haut dans la fenêtre des échantillons et injectez immédiatement 20 millilitres d’air dans la chambre sur une période de deux secondes à un débit aussi constant que possible. Vérifiez que le signal généré apparaît complètement à l’intérieur de la fenêtre d’affichage.

Utilisez l’icône de flèche pour vérifier si le signal est centré et symétrique autour de la ligne zéro. Cliquez ensuite sur fermer. Supprimez tout décalage de zéro en cliquant sur Supprimer le décalage AC dans la fenêtre des échantillons.

Calibrez la chambre de tête de la même manière que la chambre thoracique en sélectionnant l’entrée numéro deux. Cette fois, réglez la valeur élevée sur plus 20 millilitres par seconde au lieu de moins 20. Travaillez dans un endroit calme et éloigné de la pièce du logement.

Acclimatez les animaux à la contention et aux procédures avant le début de l’expérience. Parce qu’il n’est pas invasif et ne nécessite pas d’anesthésie, travailler dans des conditions où l’animal est confortable, bien adapté et calme limitera la propension aux fuites de poils entre les chambres et maximisera ainsi la qualité des données. Pesez les animaux.

Sélectionnez la contention appropriée pour l’animal. Insérez l’animal dans la contention en partant de l’ouverture arrière. Tenir l’appareil verticalement peut être utile.

Une fois l’animal en position, insérez le piston arrière et verrouillez-le doucement en place sans appliquer de force excessive. Vérifiez visuellement que l’animal respire normalement. Si nécessaire, ajustez sa position en déplaçant le mécanisme de verrouillage.

Assurez-vous que les narines de l’animal dépassent à l’extérieur du cône nasal et que son museau repose contre les parois intérieures du dispositif de contention. Détachez le panneau arrière de la chambre thoracique. Insérez le dispositif de contention contenant l’animal à travers l’ouverture en caoutchouc de la chambre thoracique et fermez la chambre.

Fixez la chambre de tête, fournissez un flux de polarisation et laissez l’animal se détendre pendant au moins cinq minutes. Une fois que l’animal est calme, lancez le protocole de commandes en sélectionnant la première étape puis cliquez sur Exécuter. Vérifiez sur l’écran de l’ordinateur que les signaux respiratoires de l’animal sont réguliers et réguliers.

Le logiciel affiche automatiquement les paramètres calculés respiration par respiration. Vérifiez que les paramètres de l’animal sont stables. Enregistrez le schéma respiratoire dans des conditions de base pendant 10 minutes maximum.

Pour les protocoles impliquant l’administration d’une substance d’essai par aérosol, il faut d’abord régler le nébuliseur sur le temps et le cycle de service au besoin. Effectuez un défi de véhicule et enregistrez la réponse. Au besoin, exposer l’animal à des concentrations croissantes de la substance d’essai en modifiant la concentration dans le nébuliseur et en augmentant les étapes.

Enregistrez la réponse après chaque administration. Dans cet exemple, 15 milligrammes par millilitre de méthacholine sont testés. L’augmentation maximale de la résistance spécifique des voies respiratoires est enregistrée un instant plus tard, puis on voit qu’elle revient lentement à la valeur de base.

À la fin de la séance expérimentale, retournez l’animal dans sa chambre et sa cage d’hébergement. Entre les sessions, nettoyez les chambres du pléthysmographe et rincez le nébuliseur à l’eau. Procédez à l’analyse des données comme décrit dans le protocole texte.

Le présent document montre le résultat d’une évaluation répétée de la fonction respiratoire au départ pendant trois jours consécutifs dans deux groupes de souris BALB/c. Un témoin et un avec inflammation allergique pulmonaire. Des valeurs stables et comparables ont été obtenues pour une sélection de paramètres fournis par pléthysmographie à double chambre.

Ces valeurs ont été tracées pour la fréquence respiratoire, le volume du titre, la ventilation minute, la pause inspiratoire finale, le débit au volume expiratoire médian du titre et la résistance spécifique des voies respiratoires. Des modifications de la fonction respiratoire et de la réponse à des doses croissantes de méthacholine inhalée ont également été effectuées sur des jours successifs afin d’évaluer le degré de réactivité chez les souris témoins et allergiques C57BL/6. Les résultats montrent l’augmentation progressive attendue de la résistance spécifique des voies respiratoires avec des doses croissantes de méthacholine avec un degré de réactivité exagéré chez les souris allergiques le deuxième et le troisième jour.

Le lendemain, la résistance newtonienne a été mesurée avec la technique de l’oscillation forcée. Les modifications de ce paramètre reflètent principalement les variations de résistance des grandes voies respiratoires conductrices. La résistance newtonienne mesurée au départ et en réponse à la méthacholine était bien corrélée avec la résistance spécifique des voies respiratoires mesurée obtenue la veille chez les mêmes animaux.

Cette technique est pratique pour évaluer plusieurs animaux à la fois, pour saisir la cinétique d’une réponse aiguë, ainsi que pour mesurer la fonction respiratoire de manière répétée au cours d’une expérience qui a duré plusieurs jours. Après la procédure, d’autres méthodes comme la technique d’association forcée peuvent être effectuées afin de compléter l’évaluation par des mesures directes de la mécanique respiratoire telle que la résistance des voies respiratoires. La pléthysmographie à double chambre fournit vraiment une approche intéressante pour évaluer le schéma respiratoire et la géographie de l’obstruction des voies respiratoires, en particulier lorsque le protocole expérimental exigeait que les animaux soient conscients.