Modèle postopératoire d’iléus murin

Le champ d’application de notre étude est l’immunité intestinale. Nous essayons d’illustrer la physiopathologie et le mécanisme des lésions des POI pour le développement de nouvelles thérapies. L’un des défis consiste à établir des modèles expérimentaux cohérents et reproductibles de POI chez la souris.

Cela implique de contrôler les variables telles que les techniques chirurgicales et d’évaluer les protocoles de soins aux animaux afin de minimiser la variabilité entre les groupes expérimentaux. Un autre défi consiste à illustrer les mécanismes physiopathologiques sous-jacents de l’IOP chez la souris. Notre protocole vise à établir un modèle reproductible avec une variation minimale pour étudier la physiopathologie des POI et évaluer de nouvelles stratégies anti-inflammatoires.

Notre objectif est de combler l’écart entre les résultats précliniques dans des modèles murins et la pertinence clinique chez l’homme, augmentant ainsi le potentiel de résultats expérimentaux à se traduire en traitements efficaces pour le POI. Pour commencer, positionnez la souris anesthésiée sur la plate-forme chirurgicale. Utilisez un rasoir à cheveux électrique pour enlever les poils de l’abdomen.

Ensuite, utilisez une boule de coton humide d’une solution saline pour essuyer tous les poils lâches sur l’abdomen. Étendez complètement les membres pour exposer l’abdomen et positionnez la tête de la souris pour maintenir une voie respiratoire dégagée. Ensuite, à l’aide d’une boule de coton imbibée d’alcool à 75 %, désinfectez deux fois la peau de la zone chirurgicale.

Après cela, utilisez une gaze médicale sèche et stérile pour éliminer l’excès d’alcool de l’abdomen. Ensuite, faites une incision à travers la peau. À l’aide d’une pince à épiler, soulevez le muscle droit de l’abdomen au milieu de l’abdomen et faites une petite incision le long de la ligne médiane.

Assurez-vous que le bord supérieur de l’incision est de six à huit millimètres de l’apophyse xiphoïde du sternum et que la marge inférieure est de six à huit millimètres des organes génitaux externes. Placez ensuite de la gaze pré-humidifiée avec une solution saline normale des deux côtés de l’incision abdominale. Fixez la gaze avec une pince hémostatique sur les bords supérieur et inférieur de l’incision pour l’exposer.

Après avoir correctement fixé la gaze, appuyez doucement contre les deux côtés de la paroi abdominale avec deux cotons-tiges humides de solution saline. Ensuite, pressez une petite quantité du tube intestinal à travers l’incision intérieure et placez-le sur la gaze pour l’exposer. Localisez le cæcum.

Et retirez l’intestin avec des cotons-tiges humides d’une solution saline jusqu’à deux centimètres avant l’estomac pour éviter de toucher le pancréas. Étendre l’intestin de l’extrémité proximale du ligament pancréaticoduodénal à l’extrémité distale de la région iléo-caecale. Ensuite, appliquez une pression constante le long de tout l’intestin grêle, du proximal au distal, pendant cinq minutes jusqu’à ce que de petites taches de saignement apparaissent.

Après cela, utilisez des cotons-tiges pré-humidifiés pour remettre soigneusement tous les intestins grêles dans la cavité abdominale. Ensuite, massez doucement l’abdomen sur la gaze et la paroi abdominale pendant trois à cinq secondes pour assurer une position intestinale normale et prévenir l’obstruction ou la torsion post-opératoire. Ensuite, injectez 100 microlitres de solution saline dans la cavité abdominale pour remplacer les liquides perdus et lubrifier le tissu abdominal.

Ensuite, retirez la gaze et effectuez une fermeture à deux couches au niveau de l’incision abdominale. Après la suture, essuyez doucement la zone près de l’incision abdominale avec de la gaze médicale stérile sèche pour la garder sèche et exempte de sang, de liquide tissulaire ou de solution saline normale. Appliquez une petite quantité d’adhésif médical pour incision sur et autour de l’incision pour éviter de se fendre après la chirurgie.

Une fois que l’adhésif a séché, placez la souris sur une couverture chauffante à 37,5 degrés Celsius et surveillez la souris jusqu’à ce qu’elle se rétablisse complètement.