Visualisation par rayons X d’une perfusion ablative intracanalaire à base d’éthanol pour la prévention du cancer du sein dans des modèles de lapin

Le cancer du sein est la deuxième cause de décès liée au cancer. Bien qu’il existe peu d’interventions proactives pour les femmes à risque moyen, la mastectomie prophylactique et l’hormonothérapie sont des options disponibles pour les femmes à haut risque. Cependant, en raison des effets secondaires négatifs graves de ces options préventives, de nombreuses femmes à haut risque choisissent de ne pas les prendre.

Par conséquent, une nouvelle stratégie de prévention pour les personnes à haut risque est nécessaire. Nous avons mis au point une technique d’administration intracanalaire pour ablater les cellules épithéliales mémoires à partir desquelles le cancer du sein survient comme alternative locale et moins invasive à la mastectomie. Notre étude précédente a montré l’efficacité d’une perfusion intracanalaire unique d’éthanol à 70 % pour prévenir la formation du cancer du sein dans un modèle murin agressif.

Nous avons pu étendre cette procédure à un modèle de rat et confirmer par micro-tomodensitométrie le succès de la perfusion. Bien que nous ayons démontré le remplissage et l’imagerie par rayons X in vivo de l’arbre canalaire chez des modèles de souris et de rats, ces modèles n’ont qu’un seul arbre canalaire par glande mammaire. Par conséquent, dans cette procédure, nous aborderons l’évolutivité de cette technique dans un modèle de lapin avec un système d’arbre à plusieurs conduits.

Les lapins fournissent un modèle intermédiaire pratique et pertinent de grand animal pour l’application translationnelle de cette procédure ablative d’identification aux humains. Brièvement, nous avons commencé par préparer l’animal à l’intervention en enlevant la fourrure entourant les trayons à injecter, puis des perfusions intracanalaires sont effectuées et, après chaque perfusion, une image de fluoroscopie à rayons X est prise pour s’assurer que l’arbre canalaire a été rempli. Enfin, une analyse tissulaire est effectuée pour déterminer le taux de réussite de la solution abrasive.

Mettez le lapin sous sédatif 20 minutes avant l’administration d’isoflurane en injectant une anesthésie par voie intramusculaire. Nous avons utilisé de la kétamine et de la xylazine. Injectez un analgésique après l’apparition de signes cliniques de sédation.

Nous avons utilisé du kétoprofène. Placez le lapin sur la table d’imagerie recouverte d’une couverture d’eau chaude à recirculation et intubez le lapin à l’aide du tube d’intubation de taille appropriée qui est ensuite fixé à un appareil à isoflurane. La taille du tube dépend du poids du lapin, mais elle n’est pas toujours précise, il est donc bon d’avoir plusieurs tailles sous la main.

Un masque peut être utilisé à la place du tube d’intubation s’il ne peut pas être correctement scellé. Insérez un cathéter veineux de calibre 25 dans l’oreille du lapin pour permettre l’administration d’urgence du médicament. Une fois que le lapin a été complètement anesthésié, rasez l’abdomen caudal autour des deuxième et troisième paires de trayons.

Un aspirateur sans fil peut aider à maintenir un site de perfusion propre. Une fois la plupart des poils épilés, appliquez de la crème dépilatoire autour de la zone des trayons et retirez-la avec de la gaze mouillée après 15 secondes d’application. Confirmez la bonne visibilité et l’accès à la zone des trayons et répétez l’opération si nécessaire.

Essuyez la zone avec des compresses de gaze à la chlorhexidine pour nettoyer le site d’injection avant la canulation. Les lapins peuvent avoir un bouchon qui dépasse de l’ouverture canalaire et qui peut empêcher la canulation réussie de la tétine s’il n’est pas retiré. Retirez délicatement la couche de peau sur les ouvertures canalaires à l’aide d’une pince à pointe fine.

Insérez une aiguille de calibre 28, côté biseauté vers le haut, dans le côté de la tétine et infusez lentement 0,2 millilitre de sérum physiologique à 0,9 %. Une partie de la solution saline peut s’éjecter des ouvertures canalaires. Cela permettra une meilleure visualisation des ouvertures canalaires lors de la canulation.

Préparez la ligne d’extension de 12 pouces pour la canulation à l’aide d’une technique aseptique. Nettoyez la surface de la paillasse avec de l’éthanol et mettez soigneusement des gants stériles. Retirez les capuchons de protection aux deux extrémités de la ligne d’extension.

Aspirez un millilitre de solution ablative préparée à l’aide d’une seringue Luer-Lok d’un millilitre. Fixez soigneusement la seringue à l’extrémité ailée femelle, puis fixez soigneusement une aiguille à pointe émoussée de calibre 27 à l’extrémité opposée. Poussez lentement la solution à travers la ligne jusqu’à ce qu’un flux constant de solution sorte de l’aiguille.

Veillez à ne pas renverser la seringue, car cela provoquerait la formation de bulles d’air. Tenez doucement la tétine avec le pouce et l’index et soulevez-la légèrement pour la perfusion intracanalaire. Canulez soigneusement le canal d’intérêt à l’aide d’une aiguille à pointe émoussée de calibre 27.

Une lampe loupe 10X peut aider à visualiser les ouvertures canalaires. Infusez lentement la solution pour minimiser les dommages potentiels causés par les fluides en mouvement rapide dans le conduit. En règle générale, il y a un chercheur qui canule et tient l’aiguille tandis qu’un deuxième chercheur tient la seringue et pousse le piston à la vitesse souhaitée.

Omnipaque est un agent de contraste à base d’iode approuvé par la FDA qui nous permet de voir l’arbre canalaire sous imagerie par fluoroscopie à rayons X. Cela nous permet de voir un arbre canalaire rempli de solution ablative en temps réel et de cesser la livraison lorsque la solution atteint les extrémités de l’arbre canalaire. L’imagerie par fluoroscopie fournit également une confirmation rapide et facile de l’obturation réussie de l’ensemble de l’arbre canalaire juste après la perfusion.

Dans cette session en direct d’une infusion dans le troisième conduit, vous pouvez voir que les conduits 1 et 2 ont déjà été infusés. Cette imagerie en direct guide pour maximiser le remplissage de l’arbre canalaire. Une fois la procédure terminée, commencez à récupérer le lapin en lui administrant un agent d’inversion par voie intramusculaire.

Dans notre cas, nous avons utilisé de l’atipamezole. Les signes de rétablissement comprennent la mastication et les contractions du nez. Assurez-vous que le lapin peut se tenir debout avant de le laisser récupérer par lui-même.

Administrez le kétoprofène par voie sous-cutanée pendant au moins trois jours après l’intervention pour aider à réduire l’inflammation et à minimiser les cicatrices. La coloration à l’hématoxyline et à l’éosine, ou plus communément appelée coloration H&E, est la coloration la plus utilisée en histologie. Avec cela, nous pouvons voir les quatre ouvertures canalaires et les voies canalaires à l’intérieur de la glande mammaire.

Dans nos expériences, nous avons testé une gamme de solutions avec une concentration d’éthanol de 10 à 70 %. Sur la base de cette gamme de concentrations, nous pouvons voir qu’une solution ablative avec moins de 10 % d’éthanol peut toujours ablater efficacement l’arbre canalaire par rapport à un pourcentage plus élevé d’éthanol. Ces résultats indiquent que cette solution ablative à 10 % d’éthanol devrait être priorisée pour une étude plus approfondie.

Nous décrivons une procédure d’infusion guidée par l’image dans le système d’arbre canalaire de la glande mammaire du lapin. Nous démontrons l’infusion contrôlée d’un agent de contraste à rayons X contenant une solution ablative à base d’éthanol dans toutes les ouvertures des trayons par fluoroscopie, imagerie en temps réel, et confirmons le taux d’ablation des cellules épithéliales et les lésions tissulaires par analyse histologique. Cette procédure constitue un pas vers l’évolutivité d’une méthode moins invasive de prévention primaire du cancer du sein comme alternative à la mastectomie prophylactique.

Ce protocole utilise des instruments, des réactifs et des matériaux pour la perfusion guidée par fluoroscopie d’une solution ablative à base d’éthanol contenant Omnipaque qui sont compatibles avec la pratique clinique actuelle pour la visualisation des arbres canalaires. Ainsi, la procédure décrite pourrait être facilement mise en œuvre et évaluée dans les premiers essais cliniques chez l’homme.