Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Immunology and Infection
Click here for the English version

Immunology and Infection

Кормление клещей на животных для передачи и ксенодиагностика в Лайма исследования заболеваний

Published: August 31, 2013 doi: 10.3791/50617
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1Division of Bacteriology & Parasitology, Tulane National Primate Research Center, Tulane University Health Sciences Center

Summary

Болезнь Лайма является наиболее часто сообщил трансмиссивных заболеваний в Северной Америке. Возбудитель, Borrelia Burgdorferi является спирохета бактерия передается иксодовые клещи. Передача и обнаружение инфекции в животных моделях оптимизирована с использованием клеща питания, который мы описываем здесь.

Abstract

Передача этиологического агента болезни Лайма, Borrelia Burgdorferi, происходит путем присоединения и кормления крови видов иксодовых клещей на хостах млекопитающих. В природе этот зоонозных бактериальный возбудитель может использовать различные резервуарных хозяев, но белый ногой мышь (Реготузсиз leucopus) является основным резервуаром для личинок и нимф клещей в Северной Америке. Человек является случайным хозяином наиболее часто инфицированные B. Burgdorferi через укус клещей в нимфальной этапе. Б. Burgdorferi адаптируется к его хозяев на протяжении всего энзоотический цикл, поэтому возможность исследовать функции этих спирохеты и их влияние на хозяев млекопитающих требует использования клеща кормления. Кроме того, методика ксенодиагностика (используя естественный вектор для обнаружения и восстановления инфекционного агента) был полезным при изучении загадочного инфекции. Для того чтобы получить нимф клещей, которые укрывают B. Burgdorferi,клещи питаются живыми спирохеты в культуре через капиллярные трубки. Две модели на животных, мышей и приматов, наиболее часто используются для исследований болезни Лайма, связанных галочку кормление. Мы демонстрируем методы, с помощью которых эти клещи могут быть поданы на, и оправился от животных для любой инфекции или ксенодиагностика.

Introduction

В 2011 году болезнь Лайма была шестая наиболее распространенным Национально болезнью, подлежащей регистрации в Северной Америке ( http://www.cdc.gov/lyme/stats/index.html ). Б. Burgdorferi является универсальным микроб, как генетически и антигенно (отзывы в 1). Его генетический конституция включает в себя большой (> 900 Kb) хромосому и до 21 плазмид (12 линейных, 9 круглых), с содержанием плазмиды различной среди изолятов. Многое предстоит узнал об этом спирохета, как более 90% плазмиды открытых рамок считывания не имеют отношения к любым известным бактериальных последовательностей 2,3. Б. Burgdorferi представляет широкий спектр антигенов в качестве потенциальных мишеней иммунитета хозяина. Тем не менее, лечить инфекции часто сохраняется. Взаимодействие спирохеты с клеща среды и позвоночных среде принимающей требует адаптации Б. Burgdorferi всей инфекционного процесса. Несколько плазмиды кодировкегены, как известно, дифференциально экспрессируются в ответ на изменения температуры, рН, плотности клеток и даже стадии жизненного цикла клещ 4-8.

Изучение В. Burgdorferi адаптации на протяжении всей своей энзоотический цикл, и реакции хозяина после инфицирования по естественным путем полагается на способность кормить клещей на соответствующих животных моделях. Такие исследования будут выполнены с техническими проблемами генерации клещей, которые укрывают B. Burgdorferi, а также обеспечение эффективной передачи и / или подачу клещей на модели хозяина. Кроме того, локализация и сбор инфицированных клещей имеет важное значение. Среди моделей, используемых являются мыши и приматов, каждый из которых служит в качестве ценного инструмента в исследованиях болезни Лайма. Как и в белой ногой мыши, который является естественным резервуаром для B. Burgdorferi, лаборатория мыши очень восприимчивы хост, который поддерживает постоянное заражение B. Burgdorferi 9. Фолщие инфекции болезни восприимчивы мышей, таких как штамма С3Н, спирохеты распространять на многих тканях, включая кожу, мочевого пузыря, мышц, суставов и сердца. Воспалительные реакции на инфекции приводят к больного сердца и совместной ткани. В то время как спирохеты упорствовать в этом хозяина и остаются инфекционные, воспалительные поражения может стать прерывистым, мало чем отличается от процесса в организме человека. Модель мыши, таким образом, при условии, много информации о В. Burgdorferi-индуцированной патологии, в том числе артрит и кардитом и иммунного ответа 10-12. С точки зрения патогена, определенные гены дифференциально экспрессируются во время инфекции у млекопитающих были охарактеризованы, как и некоторые необходимые для передачи от клеща вектора 13-21.

Хотя несколько видов животных были использованы для изучения болезнь Лайма 22, макак-резусов наиболее близко имитируют полиорганной характер болезни человека 23. В отличие от другихживотные модели, широта проявлений болезни, таких как мигрирующая эритема, кардит, артрит, и невропатии из периферической и центральной нервной систем наблюдаются в макак. У мышей, являются природным резервуаром для B. Burgdorferi, болезнь зависит от линии мышей и возрасте 24 лет, в то время как ранние и поздние-вкрапленных проявления встречаются редко 9. Кроме того, другие грызуны, зайцеобразных, и клыки все не в проявляют неврологическое заболевание из B. Burgdorferi инфекции 25. Важно отметить, что макаки проявлять признаки, которые характерны для всех трех фаз болезни Лайма, а именно, в начале-локализованы, раннего распространяться и на поздней стадии болезни Лайма 26-28. Мигрирующая эритема (ЭМ), как полагают, происходят в 70-80% случаев заболевания людей 29, а также рассматривается в макак-резус 28,30. После инфицирования спирохеты распространять с месте прививки к нескольким органам. Спирохетозный ДНК была обнаружена в скелетных муscles, сердце, мочевой пузырь, периферических нервов и сплетений, а также в центральной нервной системе (головного мозга, мозжечка и ствола мозга, спинного мозга и твердой мозговой оболочки) 31.

Отметьте кормления на мышах была использована нами и другими исследовательскими группами для распространения клещей колоний, в водохранилище компетенции изучает 32-36 и в исследованиях В. Burgdorferi патогенез 37-40. Этот метод также используется для ксенодиагностика и испытания эффективности вакцины у мышей 41-44. Мы накормили иксодовых клещей на приматов для разработки модели 28, исследование эффективности вакцины 45, а для ксенодиагностика в оценке настойчивости лечения пост-антибиотика 46. Клещи этой гавани B. Burgdorferi можно поддерживать в естественном энзоотический цикл путем подачи личинок на инфицированных мышей и использование нимф для исследований, а спирохеты передаются через этапах жизни. В этом докладе, Мы поручаем о том, как генерировать клещей, инфицированных дикого типа или мутантного B. Burgdorferi, используя капиллярную трубку грудью. Это также может быть достигнуто путем микроинъекции 47 и 48 путем погружения. Цель искусственного введения B. Burgdorferi в клещи могут быть для изучения штаммов мутантных чьи трансмиссивности неизвестно, генерировать группу клещей с высоким уровнем инфекции, а также уменьшить вероятность возникновения ошибки на сохранении чистой и иным неинфицированных колонию галочку. Кроме того, мы демонстрируем галочку кормление на мышах и приматах, с тем чтобы обеспечить сдерживание и восстановление изобилует клещей. Использование клещевого кормления имеет важное значение для будущих исследований иммунного ответа на B. Burgdorferi инфекция, потенциальная эффективность вакцины Лайма, и ксенодиагностика для обнаружения оккультных инфекций.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Экспериментальная схема клещей прививки и кормления по животных для исследования болезни Лайма изображен на рисунке 1.

1. Бактериологические нимфальных иксодовых клещей с В. Burgdorferi Использование капиллярная трубка вскармливания

При выполнении манипуляций с клещами, белые лабораторные халаты с эластичными рукавами, перчатки и одноразовые хирургические шапочки носят.

  1. Наша методика представляет собой модифицированную версию того, что сообщает Broadwater и др.. 49. Подготовка капиллярных трубок при нагревании и потянув Пастера пипец, чтобы разорвать тонкости помощью пипетки съемник. Использование щипцов и рассекает сферу, нарушать советы для оптимального диаметра (около 0,2 мм). Трубка стандартизированы к размеру тик mouthpart используется в качестве ориентира проклейки. Защитная маска, следует надевать при подготовке пипец.
  2. Расти B. Burgdorferi чтобы между 2-8 х 10 7 / мл (середины логарифмической фазы) в БСК-H среде (Sigma) консодержащих 6% кроличьей сыворотки.
  3. Используйте нимфальных клещей, которые были сохранены при 23 ° С в течение 4-6 недель постличиночной линьки. Место клещей на небольшой 60 х 15 мм чашку Петри с двухсторонней ленты на внешней нижней поверхности тарелки. Поместите тиков брюшной стороной вверх.
  4. Опустите кончик капилляра в B. Burgdorferi культура трубка после смешивания. Поместите капилляр над гипостомы клеща рот части, используя рассекает сферу. С помощью формовочной глины, чтобы зафиксировать трубку на месте, как показано на фиг.2А.
  5. Поместите чашки Петри с аффиксальных клещей внутри большой прозрачной пластиковой ванне в течение дополнительный уровень сдерживания. Влажные бумажные полотенца будут добавлены, чтобы обеспечить влажность. Поместите клещей в 37 ° C тепловой инкубаторе в течение 30 мин, 2 ч до дефекации не очевидна. Это указывает на то, что СМИ, содержащие спирохеты прошел через клеща.
  6. Отдых клещей в течение 2-4 недель при температуре 23 ° C, чтобы позволить адаптацию к окружающей среде клеща перед кормлениемих на животных.

2. Заражение мышей с В. Burgdorferi по Tick

  1. Развести кетамина акции 1:10 в стерильной воде. Обезболить каждой мышью с 100 мг / кг кетамина посредством внутрибрюшинной инъекции с туберкулина шприца
  2. Как только мышь полностью под наркозом, бриться мышь от ушей до середины обратно, используя штраф (Remington гладкой и шелковистой) Электрический триммер.
  3. В белой сковороде без других объектов поблизости, передавать нимфальной клещей (что гавань Б. Burgdorferi) по влажной кистью на голую области мыши. Кроме того, неинфицированных клещи могут быть размещены на мышах для ксенодиагностика мышей с подозрительным инфекции. Использование чистой белой поверхности для размещения клеща помогает гарантировать, что любые одинокие клещей будет легко увидеть.
  4. Наведите в специализированной арретирования (Аллентаун арретирования, Аллентаун). Останов состоит из нержавеющей стали гриль повышенной из нижней части клетки. Тон клетку лучших был изменен нашим внутренним механического цеха, чтобы поднять держатель для бутылки с водой достаточно, чтобы позволить свободное движение мыши под ним. Кастрюля наполнен около ½ дюйма воды в ловушку любые клещей, которые уменьшаются мышей (рис. 3А). Чтобы свести к минимуму риск переохлаждения, многоразовые грелки, микроволновой печи перед использованием, помещаются под клетках, пока мыши не проснуться полностью от наркоза. Животные часто атаксическая как они оправиться от наркоза и трутся пищевые продукты и воду лотков, поэтому они должны быть удалены. Уровень воды достаточно низка, чтобы предотвратить конечности мышей от погружения.
  5. Поместите клетку внутри лотка, который был выложены Клубок ловушки пасты (Contech, Виктория, Британская Колумбия, Канада) и ленты для обеспечения захвата членистоногих. Мышей содержали поодиночке и наблюдали непрерывно в период анестезии.
  6. В 2 ч., когда мыши полностью проснулся от наркоза, лоток еда и бутылка воды заменяются в клетку. После 24 ч, корпус обогащения, состоящий из пластиковой хижине и Nylabone заменяется.
  7. После 3, 4, и 5 дней, проверить мыши, клетку и клетку воды для подаваемых клещей. Клетка воды просеивают через белого металла кастрюлю (т.е. "промывать золото"). Промыть кормили клещей в чистой воде и хранить в пластиковых банок (рис. 3б). В дни 3 и 4, заменить воду в клетке с чистой водой. На 5-й день, проверить не только клетку, но и тщательно мышь для клещей. Обычно на этой стадии все клещи кормили мышей и может быть возвращен в обычной арретирования.
  8. Поместите все отходы из клеток мыши, в том числе жидкостей, в биологически опасных контейнеров для стерилизации в автоклаве и утилизации. Хранить журнал числа клещей, расположенных на мышах и те восстановлены в любое время.

3. Кормление клещей на приматов для инфекции с Б. Burgdorferi или ксенодиагностика

  1. Подготовьте тик сдерживания устройство: Отрежьте 1 ¾ дюйма круг диаметром в 3 дюйма х3-дюймовый LeFlap (заслонка) с помощью чистой скальпель и направляющий выступ измерения. Используйте вырез в качестве шаблона, чтобы сократить круги одинакового размера в пене Biatane и Duoderm. Пена используется, чтобы поднять лоскут над поверхностью кожи и предотвратить возможное дробление клеща. Duoderm добавляет еще один уровень амортизации и перекрывает края удерживающего устройства для дополнительной безопасности от клеща побега. Схема удерживающего устройства изображен на рисунке 4.
  2. Ветеринарный персонал обезболить животное с 5-8 мг / кг Telazol внутримышечно.
  3. Клип волос животного, используя электрический триммер (Остер), оснащенный размера 40 лопастей. Все области, которые будут охвачены за куртку отсекаются: задние, передние, верхние части рук. Использование крем для бритья и двойным лезвием одноразовые бритвы, тесно бриться площадь около 25 см по вертикали х 20 см по горизонтали. Протирать влажной бумажных полотенец и просушите слабом огне, чтобы высушить кожу.
  4. Поместите крышку на тон животного спинки, чуть ниже лопатки, по обе стороны от позвоночника. Используйте маркер, чтобы проследить круг в этом месте. Подготовьте участок кожи вокруг круга, протирая его SkinPrep. Это устраняет масло в кожу, что может повлиять на адгезию клея и сдерживания устройств. Оставив о 1 см окружности пространства вокруг круга, нанесите слой клея кожи (SkinBond) с шириной ~ 4 см.
  5. Удалите наклейки из пены Biatane и прикрепить к коже в соответствующем месте. Животные снова анестезировали ветеринарной персонала с 5 мг / кг Telazol. Печать края с клеем кожи и Hypafix ленты. Удалите наклейки с клапаном и прикрепить поверх Biatane. Наведите Hypafix ленту вокруг краев LeFlap, то лента вниз сетки лоскут лоскут и поместить куртку на животных. Лента и запутывает Ловушка паста наносится на пол в периметр вокруг приматов арретирования для дополнительной безопасности.
  6. Чтобы минимизировать последствия химикоALS, используемого на стадии 3.4 в кредит кормления, клещи добавляют 24 ч после удерживающего устройства на месте. В этот момент, безопасность устройства также проверены и усиленный в случае необходимости. Как правило, 20 голодных нимф (4-8 недель после линьки личинок) добавляются к коже в устройстве с помощью кисти.
  7. Удалите наклейки из сетки лоскута и запечатать его на месте. Наконец, удалите Duoderm поддержку подвергать клей, и поместить в верхней части удерживающего устройства. Добавить кусочек Hypafix ленты через открытом круге сетки, и заменить куртку. Заполненный сдерживание устройство показано на фиг.5А.
  8. Через 5 дней анестезии животных, как указано выше, и жакеты удаляются. Удалите ленту сначала осмотреть галочку кормление через сетку (рис. 5б). Аккуратно снимите Duoderm от лоскута.
  9. Отойдите назад часть сетки по краям, чтобы обеспечить доступ к клещей. ФРС клещи часто встречаются вблизи или подкруг пены (рис. 5С) и удаляют и помещают в чистую воду с кистью. Удалите устройство, как только все видимые кормят клещей, собранных (рис. 5D).

Примечание: Часто, сдерживание устройство может быть просто очищенные от кожи. Если адгезия является сильным и потенциально могут повредить кожу, Unisolve растворитель наносят на области для аккуратного удаления. Кожу протирают изопропанола и клещей хранятся при 23 ° С Если используется для инфекции, клещи могут быть измельчены, чтобы подтвердить номер, содержащийся B. Burgdorferi. Если использовать для ксенодиагностика, клещи хранятся в течение 1-3 недель до анализа содержимого средней кишки.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

После завершения капиллярной кормления, клещи, как правило, отдыхали при 23 ° С в течение 2-3 недель, прежде чем они поступают на животных для передачи. Используя технику капиллярной грудью, мы обнаружили, что более 90% от подаваемого клещей гавань B. Burgdorferi. Процент положительных клещей определяется путем промывки клещей в перекиси и этанола, а затем дробление их в стерильной PBS с пробирке-образный пестиком. Содержимое кишки вылилось в PBS фиксируются на слайдах и окрашивали с видового антитела против Borrelia, который FITC-сопряженными. Представительства тик кишки мазки просмотрены флуоресцентной микроскопии изображены на рисунке 2B-С

Mouse уровень заболеваемости с низким проход штамм В31 дикого типа Б. Burgdorferi являются около 100%. Сочетание серологических и культуры В. Burgdorferi из тканей мыши используется для определения, если каждый мышь заразиться. Вестерн-блот showiнг ответы сыворотки антител от мышей, инфицированных B. Burgdorferi галочкой показан на рисунке 3C. Этот метод был использован для изучения способности передаваться и инфекционность B. Burgdorferi мутантные штаммы 37-39.

Мы использовали галочку кормление на приматов для инфекции и для ксенодиагностика. Были предприняты усилия для улучшения галочку кормления и восстановление полностью кормили клещей путем реализации лоскут сдерживания устройство. Продукт лоскут используется для применения лекарственных личинок в организме человека, но мы изменили его на тик питаясь приматов. В предыдущих исследованиях, мы использовали твердую капсулу для сдерживания клеща 27,28,45,46 и получили среднюю скорость подачи (# кормили клещей / # клещей добавлен в капсулах) 35,2%, в диапазоне от 23.5-52.5%. В инфекционных исследований, темпы передачи (# животные заражены / # питался) в среднем 86,5%. В последние экспериментов, темпы кормления с использованием LeFlap были между 50-90%. В редких случаях, используя предыдущий метод, клещей залез под капсулой и в липкой лентой, где они пересушивают и умереть. Использование лоскута улучшение кормления и несколько слоев клея сохранили клещей, содержащихся.

Кроме прямого флуоресцентного окрашивания клеща подготовки средней кишки (фиг. 2B-C), более чувствительные методы могут быть использованы для обнаружения B. Burgdorferi пределах клещей. Молекулярная обнаружения может, и был использован для обнаружения B. Burgdorferi конкретных ДНК 42,50,51 либо стандартной или количественной ПЦР. Общие цели для обнаружения являются вялые мускулы 46,50, OspC 46 и OspA 42,51 гены. Жизнеспособность восстановленных спирохеты также был рассмотрен культуры средней кишки препаратов и кормления xenodiagnostic клещей на наивного мышей 42.

iles/ftp_upload/50617/50617fig1.jpg "/>
Рисунок 1. Кормление клещей на животных при передаче Borrelia Burgdorferi. Общая схема методов, участвующих в кормлении клещей на животных для исследований болезни Лайма. Клещи капиллярная трубка кормили культуры B. Burgdorferi и можно подавать на животных моделях болезни Лайма, таких как мыши и приматов (макак-резус). Нажмите здесь, чтобы увеличить рисунок .

Рисунок 2
Рисунок 2. Способ и результаты. A) трубка грудью капиллярной Устройство используется для подачи клещей в показана, с увеличенным видом клеща и капиллярной трубки справа. Н.э.) представительные изображения с midguts клещей подается B. Burgdorferi. Средняя кишка малого и среднего бизнесаARS окрашивали анти-Borrelia видов-FITC поликлональных антител (Kirkegaard & Perry Labs) и рассматривается под флуоресцентным микроскопом.

Рисунок 3
Рисунок 3. Ixodes scapularis тик кормления на лабораторных мышах.) Специализированная арретирования для мышей при использовании для клеща кормления. Провод пол приподнят над кастрюлю с водой для сбора клещей. Наркозом мыши показано на рисунке справа. B) Контейнеры хранения, используемые для клещей. C) Представительства иммуноблоты от клещей, зараженных мышей. Сыворотка с 21 дня после заражения был использован для исследования помарки, содержащие B. Burgdorferi лизаты и рекомбинантный OspC белок, иммунодоминантный антиген.

Рисунок 4
Рисунок 4. Схема тик удерживающего устройства, используемого для подачи клещей на макак-резус. Первый слой состоит из Biatane пены. Лоскут размещены в верхней части пены и Duoderm является третьим уровнем. Нажмите здесь, чтобы увеличить рисунок .

Рисунок 5
Рисунок 5. Ixodes scapularis галочку вскармливания на макак-резус.) Полный сдерживания устройство. B, C) ​​Просмотров клещей, питающихся через устройство, и после удаления лоскута. D) Сайт клеща кормления следующей полного удаления Устройство.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Для того чтобы получить клещей этой гавани B. Burgdorferi для последующих исследований, клещи могут быть: (1) подается на зараженных мышей в личиночной стадии; (2) погружается в B. Burgdorferi культуры на обоих личиночной или нимф этапе 48; (3) микроинъекции с В. Burgdorferi 47; или (4) капиллярная трубка кормили B. Burgdorferi 49. Хотя каждый из этих методов имеет свою цель, за то, чтобы большая часть клещей, которые будут использоваться для инфекции гавани B. Burgdorferi, мы выступаем за кормление капиллярная трубка. Если прививка с известными количествами спирохет не требуется, методы капиллярного питания может быть меньше потенциал, чтобы повредить клещей. Это важно, если они должны быть поданы на животных. Этот метод также может быть предпочтительным, если исследователи тестируют мутанты на водопроводимости / инфекционности. Важно признать, что рост культуры может привести к потере плазмиды 52, так что использованиенизкий проход Б. Burgdorferi имеет важное значение. Кроме того, средний и плотность спирохеты искусственно при введении, так что клещи не следует использовать немедленно посткапиллярная грудью. Вместо этого, период не менее 2 недель допускается для спирохеты адаптироваться к клеща микросреды перед использованием в экспериментах.

При кормлении клещей на мышах, не стоит бриться мышей заранее. В предыдущем исследовании (не опубликовано), в котором мы стремились изучить влияние клеща слюны на кожу, бритье было необходимо. При этом, и счетчик интуитивно, мы обнаружили, что клещи: а) приложить готовностью голую кожу, б) имеют высокую скорость подачи и в) хорошо видны. Скорости подачи варьироваться в зависимости от того, используются ли личинки или нимфы но последовательно выше 50%, когда нимфы используются. Таким образом, для бритья мышей до кормления стало обычной практикой в ​​нашей лаборатории, не только для экспериментов, но и для распространения колонии. Ранее в нашей дивизии в Тулейна Национального центра изучения приматов, 34 обезьян были питался по 770 Ixodes нимф в 5 различных исследований. Отметьте цены кормления (# кормили / # добавлен в капсулах) в среднем 35,2%, в пределах между 23.5-52.5%. В инфекционных исследований, темпы передачи среднего 86,5%. В недавнем исследовании экспериментального (не опубликовано), отметьте кормления ставки варьировались от 5-75% и никакого сопротивления последующего кормления не было очевидным. Тем не менее, процент успеха между попытками 2 и 3 значительно различаются, где уровень кормления были значительно выше для 3-го попытки, чем для 2-го. В "попытка 2" клещи были размещены при температуре окружающей среды больше, чем "попытка 3" клещей. Наиболее важным фактором, мы обнаружили, что влияет галочку кормление является возраст тик и окружающая среда предварительно эксперимент. Те, не хранить при температуре 4 ° С после линьки, пока незадолго до использования, как правило кормить лучше. Таким образом, мы рекомендуем постоянно распространяющихся клещей, сохраняя их accordinglу и двух отдельных много клещей доступные при выполнении подачи на животных.

В нашем последнем исследовании (не опубликовано) мы сравнили кормления клещей на макак, используя твердую капсулу для кормления с заслонкой. Десять обезьян кормили на один раз с капсулами и дважды LeFlap. В данной группе экспериментов мы наблюдали и в среднем скорость подачи 17% (в пределах 5-25%) с капсулами и средняя скорость 54,75% (диапазон 35-90%) с заслонкой. Мы предполагаем, что чем шире площадь поверхности для клеща кормления и уменьшенного использования агрессивных клеев улучшает питание. Использование лоскута сдерживания также позволяет следователи либо пусть клещи питаются больше или добавить больше клещей, как клещ может быть удалена без удаления всего устройства. Наконец, при том, что клей может вызвать слабое раздражение кожи у некоторых животных (которые могут повлиять или индуцировать иммунные реакции кожные) сам клапан устройстве могут быть ограничены, если таковые имеются, дискомфорт для животных.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы заявляют, что они не имеют конкурирующие финансовые интересы.

Acknowledgments

Авторы хотели бы поблагодарить Николь Hasenkampf и Аманда Tardo за технической поддержкой. Мы также благодарим доктора. Линден Ху и Адриана Marques для рекомендации удерживающего устройства LeFlap, и д-р Лиза Герн для обучения по методу капиллярного кормления. Эта работа была поддержана NIH / NCRR Грант 8 P20 GM103458-09 (КОЗ) и Национального центра научных исследований ресурсов и Управления научно-исследовательских программ в области инфраструктуры (ORIP) из Национального института здоровья в виде субсидий P51OD011104/P51RR000164.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Reagent
BSK-H Sigma B-8291
Ketamine HCl
Tangle Trap coating Paste Ladd research T-131
SkinPrep Allegro Medical Supplies 177364
LeFlap, 3" x 3" Monarch Labs
Hypafix tape Allegro Medical Supplies 191523
SkinBond Allegro Medical Supplies 554536
UniSolve Allegro Medical Supplies 176640
Biatane Foam, adhesive 4"x4" Coloplast 3420
DuoDerm CGF Dressing - 4" x 4", (3/4)" adhesive border Convatec 187971
Nonhuman primate jackets with flexible 2" back panels; add drawstrings at top and bottom Lomir Biomedical Inc.
EQUIPMENT
Pipet puller David Kopf Instruments Model 700C
Dark field microscope Leitz Wetzlar Dialux
Dissecting microscope Leica Zoom 2000
Mouse caging Allentown caging

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Porcella, S. F., Schwan, T. G. Borrelia burgdorferi and Treponema pallidum: a comparison of functional genomics, environmental adaptations, and pathogenic mechanisms. Journal of Clinical Investigation. 107, 651-656 (2001).
  2. Fraser, C. M., et al. Genomic sequence of a Lyme disease spirochaete, Borrelia burgdorferi. Nature. 390, 580-586 (1997).
  3. Casjens, S., et al. A bacterial genome in flux: the twelve linear and nine circular extrachromosomal DNAs in an infectious isolate of the Lyme disease spirochete Borrelia burgdorferi. Molecular Microbiology. 35, 490-516 (2000).
  4. Carroll, J. A., Garon, C. F., Schwan, T. G. Effects of environmental pH on membrane proteins in Borrelia burgdorferi. Infection & Immunity. 67, 3181-3187 (1999).
  5. Gilmore, R. D., Mbow, M. L., Stevenson, B. Analysis of Borrelia burgdorferi gene expression during life cycle phases of the tick vector Ixodes scapularis. Microbes & Infection. 3, 799-808 (2001).
  6. Ramamoorthy, R., Philipp, M. T. Differential expression of Borrelia burgdorferi proteins during growth in vitro. Infection & Immunity. 66, 5119-5124 (1998).
  7. Ramamoorthy, R., Scholl-Meeker, D. Borrelia burgdorferi proteins whose expression is similarly affected by culture temperature and pH. Infection & Immunity. 69, 2739-2742 (2001).
  8. Schwan, T. G., Piesman, J. Temporal Changes in Outer Surface Proteins A and C of the Lyme Disease-Associated Spirochete, Borrelia burgdorferi, during the Chain of Infection in Ticks and Mice. J. Clin. Microbiol. 38, 382-388 (2000).
  9. Barthold, S. W., de Souza, M. S., Janotka, J. L., Smith, A. L., Persing, D. H. Chronic Lyme borreliosis in the laboratory mouse. Am. J. Pathol. 143, 959-971 (1993).
  10. Barthold, S. W., de Souza, M. Exacerbation of Lyme arthritis in beige mice. Journal of Infectious Diseases. 172, 778-784 (1995).
  11. Barthold, S. W., Feng, S., Bockenstedt, L. K., Fikrig, E., Feen, K. Protective and arthritis-resolving activity in sera of mice infected with Borrelia burgdorferi. Clin. Infect. Dis. 25, Suppl 1. S9-S17 (1997).
  12. Miller, J. C., Ma, Y., Crandall, H., Wang, X., Weis, J. J. Gene expression profiling provides insights into the pathways involved in inflammatory arthritis development: Murine model of Lyme disease. Experimental and Molecular Pathology. 85, 20-27 (2008).
  13. Purser, J. E., Norris, S. J. Correlation between plasmid content and infectivity in Borrelia burgdorferi. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97, 13865-13870 (2000).
  14. Grimm, D., et al. Outer-surface protein C of the Lyme disease spirochete: a protein induced in ticks for infection of mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101, 3142-3147 (2004).
  15. Zhang, J. R., Norris, S. J. Kinetics and in vivo induction of genetic variation of vlsE in Borrelia burgdorferi. Infection & Immunity. 66 (1), 3689-3697 (1999).
  16. Hodzic, E., Feng, S., Freet, K. J., Borjesson, D. L., Barthold, S. W. Borrelia burgdorferi population kinetics and selected gene expression at the host-vector interface. Infection & Immunity. 70, 3382-3388 (2002).
  17. Hodzic, E., Feng, S., Freet, K. J., Barthold, S. W. Borrelia burgdorferi population dynamics and prototype gene expression during infection of immunocompetent and immunodeficient mice. Infection & Immunity. 71, 5042-5055 (2003).
  18. Liang, F. T., Nelson, F. K., Fikrig, E. Molecular adaptation of Borrelia burgdorferi in the murine host. Journal of Experimental Medicine. 196, 275-280 (2002).
  19. Samuels, D. S. Gene Regulation in Borrelia burgdorferi. Annual Review of Microbiology. 65, 479-499 (1146).
  20. Gilmore, R. D., et al. The bba64 gene of Borrelia burgdorferi, the Lyme disease agent, is critical for mammalian infection via tick bite transmission. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 7515-7520 (2010).
  21. Fisher, M. A., et al. Borrelia burgdorferi σ54 is required for mammalian infection and vector transmission but not for tick colonization. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102, 5162-5167 (2005).
  22. Barthold, S. W. Animal models for Lyme disease. Laboratory Investigation. 72, 127-130 (1995).
  23. Pachner, A. R. Early disseminated Lyme disease: Lyme meningitis. American Journal of Medicine. 98, 30S-37S (1995).
  24. Barthold, S. W., Beck, D. S., Hansen, G. M., Terwilliger, G. A., Moody, K. D. Lyme Borreliosis in Selected Strains and Ages of Laboratory Mice. Journal of Infectious Diseases. 162, 133-138 (1990).
  25. Philipp, M. T., Johnson, B. J. Animal models of Lyme disease: pathogenesis and immunoprophylaxis. Trends in Microbiology. 2, 431-437 (1994).
  26. Roberts, E. D., et al. Pathogenesis of Lyme neuroborreliosis in the rhesus monkey: the early disseminated and chronic phases of disease in the peripheral nervous system. Journal of Infectious Diseases. 178, 722-732 (1998).
  27. Roberts, E. D., et al. Chronic lyme disease in the rhesus monkey. Laboratory Investigation. 72, 146-160 (1995).
  28. Philipp, M. T., et al. Early and early disseminated phases of Lyme disease in the rhesus monkey: a model for infection in humans. Infection & Immunity. 61, 3047-3059 (1993).
  29. Steere, A. C., Sikand, V. K. The Presenting Manifestations of Lyme Disease and the Outcomes of Treatment. N. Engl. J. Med. 348, T. reatment.N. .E. ngl.J. .M. ed. 348, 2472-2474 (2003).
  30. Pachner, A. R., Delaney, E., O'Neill, T., Major, E. Inoculation of nonhuman primates with the N40 strain of Borrelia burgdorferi leads to a model of Lyme neuroborreliosis faithful to the human disease. Neurology. 45, 165-172 (1995).
  31. Cadavid, D., O'Neill, T., Schaefer, H., Pachner, A. R. Localization of Borrelia burgdorferi in the nervous system and other organs in a nonhuman primate model of lyme disease. Laboratory Investigation. 80, 1043-1054 (2000).
  32. Mather, T. N., Wilson, M. L., Moore, S. I., Ribiero, J. M. C., Spielman, A. Comparing the Relative Potential of Rodents as Reservoirs of the Lyme Disease Spirochete (Borrelia Burgdorferi). American Journal of Epidemiology. 130, 143-150 (1989).
  33. Mather, T. N., Telford, S. R. Iii, Moore, S. I., Spielman, A. Borrelia burgdorferi and Babesia microti: Efficiency of transmission from reservoirs to vector ticks (Ixodes dammini). Experimental Parasitology. 70 (90), 55-61 (1990).
  34. Telford, S. R., Mather, T. N. 3rd, Adler, G. H., Spielman, A. Short-tailed shrews as reservoirs of the agents of Lyme disease and human babesiosis. Journal of Parasitology. 76, 681-683 (1990).
  35. Mather, T. N., Fish, D., Coughlin, R. T. Competence of dogs as reservoirs for Lyme disease spirochetes (Borrelia burgdorferi). J. Am. Vet. Med. Assoc. 205, 186-188 (1994).
  36. Telford, S. R., Mather, T. N. 3rd, Moore, S. I., Wilson, M. L., Spielman, A. Incompetence of deer as reservoirs of the Lyme disease spirochete. Am. J. Trop. Med. Hyg. 39, 105-109 (1988).
  37. Lin, T., et al. Analysis of an Ordered, Comprehensive STM Mutant Library in Infectious Borrelia burgdorferi: Insights into the Genes Required for Mouse Infectivity. PLoS ONE. 7, e47532 (2012).
  38. Lin, T., et al. Central Role of the Holliday Junction Helicase RuvAB in vlsE Recombination and Infectivity of Borrelia burgdorferi. PLoS Pathog. 5, e1000679 (2009).
  39. Jacobs, M. B., Norris, S. J., Phillippi-Falkenstein, K. M., Philipp, M. T. Infectivity of the Highly Transformable BBE02- lp56- Mutant of Borrelia burgdorferi, the Lyme Disease Spirochete, via Ticks. Infection and Immunity. 74, 3678-3681 (2006).
  40. Jacobs, M. B., Purcell, J. E., Philipp, M. T. Ixodes scapularis ticks (Acari: Ixodidae) from Louisiana are competent to transmit Borrelia burgdorferi, the agent of Lyme borreliosis. J. Med. Entomol. 40, 964-967 (2003).
  41. Bockenstedt, L., Mao, J., Hodzic, E., Barthold, S., Fish, D. Detection of Attenuated, Noninfectious Spirochetes in Borrelia burgdorferi-Infected Mice after Antibiotic Treatment. The Journal of Infectious Diseases. 186, 1430-1437 (2002).
  42. Barthold, S. W., et al. Ineffectiveness of tigecycline against persistent Borrelia burgdorferi. Antimicrobial Agents & Chemotherapy. 54, 643-651 (2010).
  43. de Silva, A. M., Telford, S. R., Brunet, L. R. 3rd, Barthold, S. W., Fikrig, E. Borrelia burgdorferi OspA is an arthropod-specific transmission-blocking Lyme disease vaccine. Journal of Experimental Medicine. 183, 271-275 (1996).
  44. Fikrig, E., et al. Vaccination against Lyme disease caused by diverse Borrelia burgdorferi. Journal of Experimental Medicine. 181, 215-221 (1995).
  45. Philipp, M. T., et al. The outer surface protein A (OspA) vaccine against Lyme disease: efficacy in the rhesus monkey. Vaccine. 15, 1872-1887 (1997).
  46. Embers, M. E., et al. Persistence of Borrelia burgdorferi in Rhesus Macaques following Antibiotic Treatment of Disseminated Infection. PLoS ONE. 7, e29914 (2012).
  47. Kariu, T., Coleman, A. S., Anderson, J. F., Pal, U. Methods for Rapid Transfer and Localization of Lyme Disease Pathogens Within the Tick Gut. J. Vis. Exp. , e2544 (2011).
  48. Policastro, P. F., Schwan, T. G. Experimental infection of Ixodes scapularis larvae (Acari: Ixodidae) by immersion in low passage cultures of Borrelia burgdorferi. J. Med. Entomol. 40, 364-370 (2003).
  49. Broadwater, A. H., Sonenshine, D. E., Hynes, W. L., Ceraul, S., de Silva, A. M. Glass Capillary Tube Feeding: A Method for Infecting Nymphal Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) with The Lyme Disease Spirochete Borrelia burgdorferi. Journal of Medical Entomology. 39, 285-292 (2002).
  50. Hodzic, E., Feng, S., Holden, K., Freet, K. J., Barthold, S. W. Persistence of Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice. Antimicrob Agents Chemother. 52, 1728-1736 (2008).
  51. Bockenstedt, L. K., Mao, J., Hodzic, E., Barthold, S. W., Fish, D. Detection of attenuated, noninfectious spirochetes in Borrelia burgdorferi-infected mice after antibiotic treatment. Journal of Infectious Diseases. 186, 1430-1437 (2002).
  52. Schwan, T. G., Burgdorfer, W., Garon, C. F. Changes in infectivity and plasmid profile of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi, as a result of in vitro cultivation. Infection and Immunity. 56, 1831-1836 (1988).

Tags

Инфекция выпуск 78 Медицина иммунология инфекционные болезни биомедицинской инженерии Приматы Muridae Клещи Borrelia Borrelia Инфекции, Клещей болезнь Лайма ксенодиагностика, Мыши приматов животная модель
Кормление клещей на животных для передачи и ксенодиагностика в Лайма исследования заболеваний
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Embers, M. E., Grasperge, B. J.,… More

Embers, M. E., Grasperge, B. J., Jacobs, M. B., Philipp, M. T. Feeding of Ticks on Animals for Transmission and Xenodiagnosis in Lyme Disease Research. J. Vis. Exp. (78), e50617, doi:10.3791/50617 (2013).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter