Summary
Dieses Protokoll beschreibt das Transpositionsmodell des Tibianeuroms, das eine Läsion des Nervus tibialis mit anschließender Transposition des proximalen Nervenendes in eine subkutane prätibiale oder laterale Position beinhaltet. Die Verhaltensdiagnostik von Neuromschmerzen und Plantarhyperalgesie wird mit Hilfe von Von-Frey-Monofilamenten quantifiziert.
Abstract
Die Tibianeuromtransposition (TNT) ist ein Rattenmodell, bei dem die Allodynie an der Stelle des Neuroms (Nervus tibialis) unabhängig von der Allodynie an der Plantaroberfläche der Hinterpfote beurteilt werden kann, die durch den intakten Nervus suralis innerviert wird. Dieses TNT-Modell eignet sich, um Therapien für Neuromschmerzen zu testen, wie z.B. die potenzielle Überlegenheit bestimmter chirurgischer Therapien, die bereits in der Klinik eingesetzt werden, oder um neue Medikamente und deren Wirkung auf beide Schmerzmodalitäten am selben Tier zu bewerten. In diesem Modell wird eine distale Läsion (Neurotmesis) im Nervus tibialis vorgenommen und das proximale Nervenende subkutan und prätibia transponiert und fixiert, um die Beurteilung der Neuromstelle mit einem 15 g Von-Frey-Monofilament zu ermöglichen. Zur Beurteilung der Allodynie über dem Nervus suralis können Von-Frey-Monofilamente über die Up-Down-Methode an der plantaren lateralen Region der Hinterpfote eingesetzt werden. Nach Durchtrennung des Schienbeinnervs entwickelt sich innerhalb von 1 Woche nach der Operation eine mechanische Überempfindlichkeit an der Stelle des Neuroms, die mindestens bis 12 Wochen nach der Operation anhält. Die Allodynie an der sural-innervierten Plantaroberfläche entwickelt sich innerhalb von 3 Wochen nach der Operation im Vergleich zur kontralateralen Extremität. Nach 12 Wochen bildet sich am proximalen Ende des durchtrennten Schienbeinnervs ein Neurom, das durch Streuung und Verwirbelung von Axonen angezeigt wird. Für die TNT-Modelloperation müssen mehrere kritische (mikro-)chirurgische Schritte befolgt werden, und einige chirurgische Übungen unter terminaler Anästhesie werden empfohlen. Im Vergleich zu anderen neuropathischen Schmerzmodellen, wie z.B. dem Modell der verschonten Nervenverletzung, kann die Allodynie über der Neuromstelle unabhängig von der Suralnervenüberempfindlichkeit im TNT-Modell getestet werden. Die Neuromstelle kann jedoch nur an Ratten getestet werden, nicht an Mäusen. Die Tipps und Anweisungen in diesem Protokoll können Forschungsgruppen, die sich mit Schmerzen befassen, dabei helfen, das TNT-Modell erfolgreich in ihrer Einrichtung zu implementieren.
Introduction
Jede Wunde, von einfachen Platzwunden bis hin zur Amputation ganzer Gliedmaßen, wird von unterschiedlichen Graden peripherer Nervenverletzungen begleitet. Eine solche Nervenverletzung kann zur Bildung eines Neuroms führen, einer unorganisierten Verstrickung sprießender Nervenfasern. Neurome werden bei 8 % bis 30 % der Patienten schmerzhaft und beeinträchtigen ihre Lebensqualitäterheblich 1,2,3,4,5. Nach einer Amputation der Gliedmaßen entwickeln sich bei 50 % der Patienten Neuromschmerzen 6,7,8. Zu den berichteten Symptomen gehören Druckempfindlichkeit, spontane Schmerzen, Allodynie, Hyperalgesie und mechanische oder thermische Überempfindlichkeit im innervierten Bereich9. Wenn Neuromschmerzen nicht innerhalb von 1 Jahr angemessen behandelt werden, können sie sich zu einem chronischen Schmerzzustand entwickeln, was zu einer hohen gesellschaftlichen Belastung und den damit verbundenen medizinischen Kosten führt 10,11,12,13,14. Aufgrund der geringen Wirksamkeit der derzeitigen pharmakologischen Interventionen werden Neuromschmerzen bevorzugt durch chirurgische Entfernung des schmerzhaften Neuroms und der Nerv durch verschiedene chirurgische Techniken behandelt, wie in der Literatur beschrieben15. Es ist wichtig zu beachten, dass eine vollständige Schmerzlinderung selten ist, sich die Schmerzen im Laufe der Zeit oft verschlimmern und 40 % der Patienten nicht von der Operation profitieren, was darauf hindeutet, dass neue Behandlungen erforderlich sind 1,16.
Ein standardisiertes Rattenmodell für Neuromschmerzen hilft beim Verständnis der Mechanismen, die Neuromschmerzen verursachen, und kann helfen, neue Behandlungen zu identifizieren oder bestehende, die in der Klinik eingesetzt werden, zu bewerten. Das Modell der Tibianeurom-Transposition (TNT) wurde erstmals 2008 von Dorsi et al.beschrieben 17 und wurde von verschiedenen Forschungsgruppen verwendet18,19,20. Das übergeordnete Ziel dieser Methode ist es, verschiedene Behandlungstechniken für Neuromschmerzen testen zu können. Der Vorteil des Modells gegenüber z.B. dem Modell21 (Schoned Nerve Injury) besteht darin, dass es ermöglicht, Allodynie an der Neuromstelle zu testen. Denn bei dem Modell wird die proximale Nervenendigung des Nervus tibialis in eine subkutane prätibiale Position transponiert, wo sie mit von-Frey-Monofilamenten sondiert werden kann. Darüber hinaus entwickelt sich eine Allodynie an der Plantaroberfläche der Hinterpfote, die durch den intakten Nervus suralis innerviert wird, was unabhängig vom Neuromschmerz beim selben Tier beurteilt werden kann. Dies ähnelt den Symptomen von Neuromschmerzen bei Patienten, bei denen anhaltende neuropathische Schmerzen nach Entfernung eines schmerzhaften Neuroms manchmal durch die benachbarten Nerven verursacht werden22. Darüber hinaus ist die Allodynie über einem durchtrennten Nerv mit einem Neurom eine andere Schmerzmodalität als die Allodynie über den intakten Nachbarnerv. Somit erleichtert dieses Modell die Beurteilung der Wirkung neuer Therapien sowohl auf die Allodynie an der Neuromstelle als auch auf ausgedehntere neuropathische Schmerzen, die in der Plantaroberfläche der Hinterpfote getestet werden. Da die Operationen, die zur Erstellung des TNT-Modells durchgeführt werden, eine Herausforderung darstellen können, wird in diesem Artikel das Verfahren erläutert, um Forscher bei der Implementierung des Modells in ihrer Einrichtung zu unterstützen.
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Protocol
Diese Forschung wurde in Übereinstimmung mit dem IVD (Instantie voor Dierenwelzijn Utrecht) und den Richtlinien für Tierversuche, Projektnummer AVD1150020198824, durchgeführt.
1. Von-Frey-Basismessungen
- Führen Sie vor der Operation Ausgangsmessungen gemäß dem Von-Frey-Testverfahren durch, das unten in Abschnitt 5 und Abschnitt 6 beschrieben wird.
2. Anästhesie und Vorbereitung
HINWEIS: Diese Studie wurde an 15 männlichen Sprague-Dawley-Ratten im Alter von 12 Wochen durchgeführt.
- Betäuben Sie die Tiere durch Induktion mit 5% Isofluran und halten Sie die Anästhesie mit 2%-3% Isofluran aufrecht.
HINWEIS: Die Erhaltungstherapie mit 2 % Isofluran führt in der Regel zu einer ausreichenden Anästhesie und Spontanatmung, ohne dass eine tracheale Intubation oder mechanische Beatmung erforderlich ist. - Überprüfen Sie die Reflexe der Tiere, indem Sie den Fuß mit einer Pinzette einklemmen. Stellen Sie sicher, dass das Tier nicht reagiert, bevor Sie fortfahren. Rasieren Sie das Operationsfeld vom Knie bis zum Knöchel mit einem Elektrorasierer und tragen Sie Augensalbe auf die Augen auf, um Trockenheit vorzubeugen. Injizieren Sie 0,5 mg/kg schmerzstillendes Carprofen subkutan in die Bauchregion.
- Legen Sie die betäubte Ratte auf den Rücken, mit dem Kopf nach links oder rechts und dem zu operierenden Bein in der Nähe des Chirurgen. Exorotieren Sie die untere Hintergliedmaße, so dass der Innenknöchel nach oben zeigt. Legen Sie die Ratte unter ein Stereo-Operationsmikroskop mit 6-facher Vergrößerung.
- Desinfizieren Sie den rasierten Bereich mit drei abwechselnden Runden jodhaltigem Peeling, gefolgt von Alkohol. Legen Sie ein steriles Tuch mit einem Operationsloch über das Bein, so dass nur das Operationsfeld sichtbar ist. Stellen Sie sicher, dass diese sterilen Bedingungen während der Operation aufrechterhalten werden.
3. Chirurgie
- Platzieren Sie ein kleines Wattestäbchen unterhalb des Knöchels, um das Operationsfeld waagerecht zu halten. Lokalisieren Sie das Knie und machen Sie vorsichtig einen Längsschnitt von 1-2 cm mit einem Skalpell über die mediale Seite der Hinterpfote von der Mitte der Wade bis zum Knöchel. Bei Bedarf die Haut und die Unterhaut mit einer Mikroschere weiter öffnen, bis die Muskelschichten sichtbar sind.
- Identifizieren Sie das oberflächliche neurovaskuläre Bündel als zwei oder drei weiße und eine dickere violett/rote Linie, manchmal mit kleineren Ästen, die sich frei über die Muskelschichten bewegen können. Mit Hilfe eines Elektrokauters (siehe Materialtabelle) wird jede aktive Blutung oder das Nässen im Operationsfeld gerinnt. Achten Sie darauf, das neurovaskuläre Bündel nicht zu beschädigen.
- Stumpf präparieren, um die Faszie zwischen den Gastrocnemius-Muskeln zu öffnen, direkt hinter dem oberflächlichen neurovaskulären Bündel von 3.2. Zwischen den Faszien der Muskeln befindet sich der Nervus tibialis. Der Nervus tibialis ist etwa dreimal so groß wie der Nervus superficialis im neurovaskulären Bündel. Verwenden Sie das Schienbein als zusätzlichen Orientierungspunkt (der Schienbeinnerv liegt direkt hinter dem Schienbein).
- Identifiziere den Nervus tibialis und seine Bifurkation.
HINWEIS: Die Bifurkation ist in der Regel mit einer helleren Linie in Längsrichtung über dem Nerv sichtbar. - Präparieren Sie vorsichtig den Schienbeinnerv frei von den umgebenden Leitbündeln. Führen Sie die Dissektion durch, indem Sie den Tibianerv stumpf bewegen und das freiliegende Gewebe durchtrennen, das während der Bewegung des Tibianervs eine gewisse Dehnung zeigt.
HINWEIS: Wenn der Tibianerv nach der Dissektion an den Kreuzungsvenen befestigt ist, können diese Venen koaguliert werden, um den gesamten Tibianerv freizulegen. Achten Sie darauf, dass das Schienbeinbündel selbst nicht gerinnt. - Legen Sie den Schienbeinnerv proximal frei, bis er unter einer sich kreuzenden Muskelschicht verschwindet. An dieser Stelle scheint der Schienbeinnerv tiefer in die Hinterpfote in Richtung Knie einzutauchen. Legen Sie den Schienbeinnerv distal bis zum Knöchel frei.
HINWEIS: Wenn der Schienbeinnerv weiter distal exponiert ist, nimmt die Menge der sich kreuzenden Kollagenfasern (d. h. Fasern, die senkrecht zur Richtung der Nervenfasern stehen) zu. Diese Kollagenfasern müssen durchtrennt werden, um genügend Länge für die Transponierung des Schienbeinnervs zu ermöglichen.- Wenn der gesamte Schienbeinnerv freigelegt ist, legen Sie die Muskelschichten zurück, um eine Austrocknung des Nervs zu vermeiden. Wenn der Nerv austrocknet (d. h. steifer, stumpfer und faltiger wird) und das Bedecken mit Muskelschichten nicht ausreicht, fügen Sie Tropfen Kochsalzlösung hinzu, um ihn mit Feuchtigkeit zu versorgen.
- Mit einem stumpfen mikrochirurgischen Werkzeug, vorzugsweise einem Mikronadelhalter, wird die prätibiale Haut von der subkutanen Muskelschicht präpariert, um einen subkutanen Tunnel zu erstellen. Halten Sie dazu die Haut hoch und schieben Sie die stumpfe Spitze parallel zur Haut in das Gewebe. Stellen Sie sicher, dass sich das Ende des Tunnels prätibia oder weiter lateral befindet, um eine einfache Zugänglichkeit des Bereichs für die Untersuchung des Neuroms zu gewährleisten.
- Erhöhen Sie den Isofluranwert auf 5%. Kehren Sie zum Schienbeinnerv zurück und legen Sie ihn frei (d. h. gehen Sie zurück an die in Schritt 3.6 beschriebene Stelle). Durchtrennen Sie den Nervus tibialis (d. h. beide Plantaräste) auf der distalsten Ebene in der Nähe des Knöchels. Senken Sie den Isofluranspiegel auf das normale Niveau von 2%-3%.
- Ändern Sie die Vergrößerung des Mikroskops auf 10x oder 16x. Identifizieren Sie das Epineurium des Nervus tibialis proximal zu dem in Schritt 3.8 vorgenommenen Schnitt oder im Falle einer proximaleren Bifurkation des Nervus tibialis das Epineurium sowohl des medialen als auch des lateralen Plantarastes proximal des Schnitts in Schritt 3.8.
HINWEIS: Das Epineurium ist weißer und fester im Vergleich zu den Nervenfasern im Inneren, die gelber und weicher sind. - Platzieren Sie vorsichtig eine 8-0 Nylonnaht (siehe Materialtabelle) durch das Epineurium des proximalen Nervenendes, indem das Epineurium vorsichtig mit einer Pinzette festgehalten und die Nadel mit einem Biss von ca. 0,5 mm zwischen Nerv und Epineurium gesteckt wird. Ziehen Sie die Naht durch und beißen Sie mit der Nadel subkutan in das Ende des in Schritt 3.7 hergestellten subkutanen Tunnels. Machen Sie einen Knoten, der den Nerv seitlich in den Unterhauttunnel transponiert.
HINWEIS: Wenn beide Plantaräste ein gemeinsames Epineurium haben, sollte eine Naht ausreichen. Wenn beide Plantaräste ein eigenes Epineurium haben, sollte jedes Epineurium einzeln fixiert werden. Vermeiden Sie es, die Naht durch die Haut zu führen. Fixieren Sie es nur subkutan. - Platzieren Sie eine dickere Naht mit dunkler Farbe (vorzugsweise eine blaue oder schwarze 4-0-Naht) bündig mit dem fixierten Nervenende, ohne die Haut zu durchdringen. Stellen Sie sicher, dass die Naht von der Außenseite der Haut sichtbar ist. Prüfen Sie, ob der Nerv nach dem Bewegen der Pfote und der Muskeln an Ort und Stelle bleibt. Schneiden Sie die Fadenenden mit einem etwas längeren Fadenende beim 4-0 ab als beim 8-0 Naht.
- Ändern Sie die Vergrößerung des Mikroskops wieder auf 6x. Verschließen Sie die Haut mit intraepidermalen Nähten mit dem 8-0 Nähen und reinigen Sie die Haut sanft mit 0,9 % NaCl mit einem Wattestäbchen.
4. Postoperative Behandlung
- Legen Sie die Ratte in einen sauberen Käfig unter einem Papiertuch in einer bequemen Position. Wenn der Raum kalt ist, legen Sie ein Wärmekissen unter einen Teil des Käfigs (nur unter einen Teil des Käfigs, da das Tier bei Bedarf in der Lage sein sollte, der Wärme zu entkommen). Sorgen Sie für einen einfachen Zugang zu Nahrung und Wasser.
- Lassen Sie die postoperative Ratte nicht unbeaufsichtigt, bis sie wieder ausreichend Bewusstsein erlangt hat, um das Brustbein aufrecht zu erhalten. Die Ratte kann in die Gesellschaft anderer Tiere zurückgebracht werden, wenn sie sich nach der Operation vollständig von der Narkose erholt hat. Dies ist in der Regel nach 1 h der Fall, wenn die Ratte ihr normales Laufmuster und Verhalten zeigt.
- 24 h und 48 h nach der Operation ist eine Dosis von 0,5 mg/kg Carprofen subkutan (Bauchregion) zu verabreichen, um postoperative Schmerzen zu behandeln.
5. Von-Frey-Test der plantaren Seite der Hinterpfoten
HINWEIS: Der Von-Frey-Test (Schritt 5 und 6) wird vor der Operation (zur Baseline-Messung) und ab 3 Tagen nach der Operation durchgeführt.
- Legen Sie die Ratten 1 Woche vor der Baseline-Messung oder 2 Wochen vor der Operation in Gitterdraht-Bodenkäfige, um eine Akklimatisierung an die Testumgebung zu gewährleisten.
- Beginnen Sie mit den Basismessungen mindestens 1 Woche vor der Operation. Stellen Sie sicher, dass drei unabhängige Basismessungen an verschiedenen Tagen durchgeführt werden.
- Vergewissern Sie sich, dass die Ratten in den verdrahteten Bodenkäfigen ruhig sind. Tragen Sie eine Reihe von Von-Frey-Monofilamenten mit einer logarithmischen Skala senkrecht zur Plantaroberfläche der Hinterpfote auf.
- Um den Nervus suralis (Überempfindlichkeit) zu stimulieren, legen Sie das Monofilament seitlich nahe am Haarrand an. Vermeiden Sie es, die Fußpolster zu berühren, da diese empfindlicher sind.
- Um den Schienbeinnerv zu stimulieren (Hyposensibilität), legen Sie das Monofilament in der Mitte der Plantarfläche der Hinterpfote an. Wenn das Monofilament im medialsten Bereich angelegt wird, kann dies auch den Nervus saphena, einen Ast des Nervus femoralis, stimulieren (Abbildung 1). Vermeiden Sie es, die Fußpolster zu berühren.
- Beginnen Sie mit dem 4 g Monofil. Üben Sie ausreichend Kraft auf das Monofilament aus, damit sich das Haar biegt, und halten Sie es 3 Sekunden lang, und überprüfen Sie dann die Reaktionen des Tieres auf das Monofilament. Eine positive Reaktion ist plötzliches Zurückziehen der Pfoten, plötzliches Zucken, plötzliches Pfotenlecken oder Vokalisation. In einigen Fällen bewegt sich die Ratte und versucht, das Monofilament zu finden/anzugreifen.
- Wählen Sie das nächste Monofilament in Abhängigkeit von der Reaktion auf den Reiz über die Auf-Ab-Methode23. Wenn die Ratte zum Beispiel reagiert, stimulieren Sie als nächstes mit dem 2 g Monofil; Wenn die Ratte nicht reagiert, stimulieren Sie mit dem 6 g Monofilament und so weiter. Wenden Sie insgesamt je nach Reaktion 5-10 Reize an.
6. Von-Frey-Untersuchung der Neuromstelle
- Behandeln Sie die Tiere täglich für mindestens 5-7 Tage vor den Ausgangsmessungen oder 2 Wochen vor der Operation. Stellen Sie sicher, dass die Tiere wie in Schritt 6.2 beschrieben gehalten werden, damit sie sich in der Position wohlfühlen.
- Halten Sie die Ratten mit der Nase in Richtung der Ellbogenfalte. Wenn die Ratte in der rechten Hand gehalten wird, sollte die linke Hinterpfote frei zwischen rechtem Daumen und Zeigefinger hängen (erster Netzraum). Wenn die Ratte in der linken Hand gehalten wird, sollte ihre rechte Hinterpfote frei zwischen dem linken Daumen und dem Zeigefinger hängen.
- Beginnen Sie mit den Basismessungen mindestens 1 Woche vor der Operation. Stellen Sie sicher, dass drei unabhängige Basismessungen an verschiedenen Tagen durchgeführt werden.
- Stellen Sie sicher, dass die Ratten ruhig und bequem sind, während sie gehalten werden. Legen Sie das 15 g schwere Monofilament zu Beginn sanft auf die prätibiale Oberfläche der freiliegenden Hinterpfote. Nach der Operation wird das 15 g schwere Monofilament auf die sichtbare Naht (z.B. an der Stelle des Neuroms) gelegt. Üben Sie ausreichend Kraft auf das Monofilament aus, damit sich das Haar biegt, und halten Sie es 1 s lang.
- Zeichne die Reaktion auf jeden Reiz auf. Zu den Reaktionsoptionen gehören keine Reaktion, langsamer Entzug, schneller Entzug und Vokalisation. Notieren Sie die Antwort als 0 Punkte für keine Reaktion und einen Punkt für langsamen Entzug, schnellen Entzug oder Lautäußerung.
- Wiederholen Sie fünf Cluster mit fünf Anwendungen des Monofilaments, mit 2-3 s zwischen jeder Anwendung und 2-3 Minuten oder mehr zwischen den fünf Clustern. Insgesamt sollte jede Hinterpfote 25 Anwendungen des Monofilaments mit aufgezeichneten Reaktionen haben.
7. Probengewinnung für Histologie und Präparation
HINWEIS: Die histologische Untersuchung wird 12 Wochen nach der Erstoperation durchgeführt.
- Anästhesie einleiten und die Tiere wie in den Schritten 2.2, 2.3 und 2.4 beschrieben vorbereiten.
- Machen Sie vorsichtig einen Schnitt von 2-3 cm mit einem Skalpell über der Narbe, die bei der ersten Operation entstanden ist, aber achten Sie darauf, nicht zu tief zu schneiden, da der Nerv oberflächlich platziert ist.
- Bestimmen Sie die Position des Neuroms, präparieren Sie das Neurom und den Nerv vorsichtig frei von umliegendem Narbengewebe und legen Sie das entnommene Neurom in ein Fixiermittel. Um die Morphologie des Neuroms zu beurteilen, wird das Gewebe vorzugsweise in Längsrichtung in Paraffin oder Epoxidharz eingebettet, wie von Tork et al.18 beschrieben.
- Nach der Entnahme des Gewebes werden die Ratten unter terminaler Betäubung (5 % Isofluran) durch Herzpunktion oder Enthauptung eingeschläfert.
HINWEIS: Es wird empfohlen, zuerst das Neurom zu ernten, bevor die Ratten getötet werden, da es dann einfacher ist, das Neurom in vivo von seinem umgebenden Gewebe zu unterscheiden.
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Representative Results
Die Untersuchung an der Stelle des Neuroms zeigte eine erhöhte Sensitivität gegenüber der Anwendung des 15 g von Frey-Monofilaments. Zu Studienbeginn reagierten die Ratten in der Regel auf 10 % bis 15 % (± 13 %) der 25 Anwendungen eines 15 g schweren Monofilaments. Die Ansprechrate stieg 1 Woche nach der TNT-Operation auf 45%-50% (± 24%). Auf der kontralateralen Seite war die Anzahl der Reaktionen nach der Operation ähnlich wie zu Beginn der Operation (Abbildung 2A). Etwa 20% der Ratten entwickelten kein schmerzhaftes Neurom; die Ansprechrate stieg im Vergleich zum Ausgangswert nicht an (Abbildung 2B). Dies ist vergleichbar mit der menschlichen Situation, bei der nicht alle Patienten (50% nach Amputation) nach der Bildung eines Neuroms Schmerzen entwickeln. Alle Ratten entwickelten 12 Wochen nach der Operation ein Neurom am Ende des durchtrennten und transponierten Nervenstumpfes tibialis (Abbildung 3). Dieses Neurom war durch wirbelnde Axone und Mikrofaszikel innerhalb von Kollagenablagerungen gekennzeichnet.
Die Durchtrennung des Nervus tibialis reduzierte die mechanische Sensibilität in der Mitte der plantaren Seite der Hinterpfote, die vom Nervus tibialis innerviert wurde (Abbildung 1). Die Hyposensitivität war 1 Woche nach der Operation vorhanden, unterschied sich signifikant von der kontralateralen Seite und der Baseline ab 3 Wochen nach der Operation und blieb bis mindestens 12 Wochen nach der Operation bestehen (Abbildung 4). Im lateralen Teil der plantaren Seite der Hinterpfote, der durch den intakten Nervus suralis innerviert wurde, entwickelten die Ratten eine mechanische Überempfindlichkeit, die sich 1 Woche nach der Operation signifikant von der kontralateralen Seite und dem Ausgangswert unterschied (Abbildung 4). Diese Überempfindlichkeit hielt mindestens 12 Wochen nach der Operation an. An der kontralateralen Pfote war die mechanische Sensibilität in den Bereichen, die entweder vom Nervus suralis oder vom Nervus tibialis innerviert wurden, im Vergleich zum Ausgangswert nicht beeinträchtigt (Abbildung 4).
Abbildung 1: Nervenverteilung auf der plantaren Seite der Hinterpfote. Rot = Verteilung des Nervus suralis (lateral); lila = Verteilung des Schienbeinnervs (Mitte); grün = Verteilung des Nervus saphenus (medial). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Von Frey der Neuromstelle. Der Nervus tibialis wurde durchtrennt und der Verlauf der mechanischen Empfindlichkeit über der Neuromstelle wurde mit einem 15 g schweren Monofilament beurteilt, das in fünf Clustern zu je fünf Anwendungen mit insgesamt 25 Anwendungen appliziert wurde. Eine Antwort wird mit einem Punkt gewertet. (A) Die Neuromstelle zeigte 1 Woche nach der Operation ein signifikant höheres Ansprechen im Vergleich zum Ausgangswert und der kontralateralen Seite. N = 15; Fehlerbalken: Standardfehler des Mittelwerts (SEM); Mixed-Model-Analyse mit Mehrfachvergleichen und Tukey-Test. * = p < 0,05, ** = p < 0,01, *** = p < 0,001. (B) Einzelne Werte der ipsilateralen Stelle zeigen Diversität in der Reaktion. Drei Ratten (20 %) wiesen einen relativ hohen Ausgangswert auf, und drei Ratten (20 %) zeigten keine Veränderungen der prätibialen Sensitivität. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Morphologie des Neuroms. Histologische Aufnahmen eines 12 Wochen alten Neuroms. (A) Hämatoxylin-Eosin-Färbung, (B) Masson-Trichrom-Färbung und (C) Neurofilament-Färbung. Grüner Pfeil = Nervus tibialis direkt proximal des Neuroms. Orangefarbener Pfeil = Neurom, erkennbar an der Verwirbelung der Axone und der Diffusion der Faszikel. Maßstabsbalken = 500 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Von Frey der plantaren Hinterpfote (Nervus tibialis und suralis). Der Nervus tibialis wurde durchtrennt und der Verlauf der mechanischen Sensibilität wurde durch Von-Frey-Tests an der Plantaroberfläche der Hinterpfote beurteilt. Der mittlere Teil der ipsilateral operierten Hinterpfote, die vom Nervus tibialis innerviert wurde, zeigte eine Hyposensitivität. Der laterale Teil der ipsilateral operierten Hinterpfote, der vom Nervus suralis innerviert wurde, zeigte eine Überempfindlichkeit. Der mittlere und laterale Teil der plantaren kontralateralen Hinterpfote zeigten keine Veränderungen der Sensitivität im Vergleich zum Ausgangswert. N = 15; Fehlerbalken: Standardfehler des Mittelwerts (SEM); Mixed-Model-Analyse mit Mehrfachvergleichen und Tukey-Test. * = p < 0,05, ** = p < 0,01, *** = p < 0,001, **** = p < 0,0001. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
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Discussion
Kritische Schritte im Protokoll
Das TNT-Modell beinhaltet die Durchtrennung des Nervus tibialis und die laterale und subkutane Übertragung auf eine prätibiale Lokalisation, um neben der plantaren Hyperalgesie über dem Nervus suralis auch einen Sensitivitätstest des Neuroms zu ermöglichen. Im TNT-Modell ist es wichtig, dass der Ort des Neuroms für die Forscher sichtbar ist. Daher wird ein Albino-Rattenstamm bevorzugt, da subkutane Nähte durch die Haut leicht sichtbar sind und die Farbe der Naht vorzugsweise dunkelblau oder schwarz sein sollte.
Wenn die Operation durchgeführt wird und der Nervus tibialis freigelegt wird, kommt es zu einer Variation der Stelle (z. B. proximal oder distal) der Bifurkation des Nervus tibialis. Wenn Ratten eine proximale Bifurkation haben, ist es möglich, dass zwei Nerven (der Nervus plantaris medialis und lateralis) proximal des Knöchels gefunden werden (Abbildung 5A) anstelle von nur einem Nervus tibialis (Abbildung 5B). Es ist wichtig, dass beide Äste durchtrennt und transponiert werden, um eine plantare Hyperalgesie über den Nervus suralis zu induzieren. Man könnte sich dafür entscheiden, nur einen Plantarnerv zu transponieren; Eine Unterscheidung zwischen dem Nervus plantaris lateralis und des Nervus plantaris medialis ist auf dieser Ebene jedoch nicht ohne weiteres möglich und könnte die Ergebnisse beeinflussen. Daher ist es ratsam, beide Nerven zu transponieren. Darüber hinaus kann es bei einigen Ratten zu einer distaleren Bifurkation des Tibianervs kommen, und es kann unmöglich sein, nur einen Plantarnerv zu transponieren.
Abbildung 5: Proximale und distale Bifurkation des Nervus tibialis. Anatomische Variation des Bifurkationsgrades (*) des Nervus tibialis. (A) Proximale Bifurkation des Nervus tibialis; (B) distale Bifurkation des Nervus tibialis. Abkürzungen: MPN = Nervus plantaris medialis, LPN = Nervus plantaris lateralis. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
In der Originalarbeit von Dorsi et al.17 wird eine Ligatur um das proximale tibiale Nervenende gelegt und der Nerv über diese Ligaturnaht transponiert und fixiert. Da die Ligatur um den Nerv einen Engeschmerzverursachen kann 24, besteht eine bei diesem Verfahren beschriebene Alternative darin, den Nerv mit Adrenalinurinalnähten zu fixieren. Wenn der Schienbeinnerv durchtrennt und transponiert wird, ist es wichtig, dass die Naht zur subkutanen Fixierung des Nervs durch das Epineurium und nicht durch die Nervenfaszikel selbst gelegt wird, da dies auch die Schmerzmaße beeinflussen kann. Darüber hinaus sollte vermieden werden, die Naht durch die Haut zu legen, da Ratten dazu neigen, an sichtbaren Nähten zu nagen, was zu einer Verschiebung des Neuroms und damit zu unzuverlässigen Ergebnissen von Schmerzmaßnahmen führt.
Wenn die Haut geschlossen ist, ist es auch wichtig, intraepidermale Nähte zu verwenden, um ein Nagen zu vermeiden, das zu einer offenen Wunde führt. Darüber hinaus befindet sich der Schienbeinnerv nach der Transponierung in einer oberflächlicheren Schicht direkt unter der Haut. Eine offene Wunde in Kombination mit einem oberflächlich platzierten Nerv ist unerwünscht.
Von-Frey-Messungen können durchgeführt werden, um Neuromschmerzen an der Neuromstelle und eine plantare Hyperalgesie über dem Suralnerv auf der lateralen Seite der Hinterpfote zu testen. Die Neuromstelle ist nach der Operation aufgrund der dunklen Farbe der Naht sichtbar. Für die Prüfung der Suralnerv-Überempfindlichkeit sollte eine Stelle gewählt werden, an der das Von-Frey-Monofilament appliziert wird. Diese kann proximal oder distal des seitlichen Nahrungspolsters sein, sollte aber bei den Baseline-Messungen und den Messungen in den Wochen nach der Operation ungefähr an der gleichen Stelle sein.
Fehlerbehebung bei der Methode
Wenn die Ratten bereits während der Basismessungen auf alle Reize reagieren, die auf den prätibialen Bereich angewendet werden, stellen Sie sicher, dass sie ruhig und entspannt sind und dass sie sich richtig an den Testbereich gewöhnt haben. Wiederholen Sie die Basismessung, bis die Ratten weniger auf die Reize reagieren. Darüber hinaus ist es vorzuziehen, während der Messungen kein Parfüm zu tragen. Im Idealfall reagieren Ratten nicht auf den prätibialen Reiz, wenn vor der Operation ein 15 g schweres Monofilament appliziert wird. Wenn die Ratten jedoch ruhig sind und 50%-100% der Ratten immer noch auf das 15-g-Monofilament reagieren, ändern Sie es in ein Monofilament, das während der Baseline eine Ansprechrate von 10%-20% hat. Wenn jedoch das Monofilament gewechselt wird, ist es ratsam, zunächst ein Pilotexperiment durchzuführen, um zu testen, ob die TNT-Ratten auf diese geringere Stärke des Monofilaments reagieren. In der ersten Arbeit des TNT-Modells wurde die Neuromstelle gemessen, indem das Monofilament durch eine Öffnung am Boden einer Plexiglasbox17 aufgetragen wurde. In Pilotexperimenten wurde festgestellt, dass Ratten auf jeden Reiz reagierten, wenn sie über den Boden des Käfigs ausgeübt wurden, und dazu neigten, das Monofilament anzugreifen. Wenn die Ratten von den Forschern eng gehalten wurden, befanden sie sich in einem ruhigen Zustand, was zu einer geringeren Ansprechrate auf dem Monofilament während der Basismessung führte.
Wenn das proximale Ende des Nervus tibialis nicht weit genug in den subkutanen Tunnel reichen kann, folgen Sie dem Verlauf des Nervus tibialis weiter proximal und entfernen Sie jegliches Kollagen- und Fettgewebe um den Nerv herum. Schneiden Sie alle kleineren Nervenäste oder Gefäße ab, die den Nerv an seiner Umgebung fixieren. Dadurch erhält der Nerv einen größeren Bewegungsspielraum, um mehr seitlich verlagert zu werden. Beachten Sie, dass in der Originalarbeit von Dorsi et al.17 der Nerv mehr lateral transponiert wurde. In Pilotversuchen stellte sich heraus, dass es unmöglich war, die Seitenlage zu erreichen. Daher beschreibt diese Methode eine prätibiale Position der Neuromstelle.
Einschränkungen der Methode
Eine Einschränkung des TNT-Modells besteht darin, dass die Operation mehrere (mikro-)chirurgische Schritte umfasst, die befolgt werden müssen. Eine weitere Einschränkung besteht darin, dass das TNT-Modell nicht einfach auf Mäuse übertragen werden kann. Erfahrungsgemäß neigen Mäuse dazu, ziemlich empfindlich auf Reize zu reagieren, die an einem prätibialen Bereich angewendet werden, selbst wenn ein 0,008 g schweres Monofilament angewendet wird.
Bedeutung der Methode im Vergleich zu bestehenden/alternativen Methoden
Im TNT-Modell können Neuromschmerzen unabhängig von der plantaren Hyperalgesie über den Nervus suralis getestet werden. Letzteres wird auch in anderen neuropathischen Schmerzmodellen wie dem SNI-Modell induziert, aber hier können Neuromschmerzen nicht unabhängig getestet werden21. Darüber hinaus werden im SNI-Modell sowohl der Nervus tibialis als auch der Nervus peroneus durchtrennt, was zu einem stärkeren Verlust der motorischen Funktion führt, was zu einer Lähmung der intrinsischen Muskeln der Pfoteführt 21. Da im TNT-Modell nur der Nervus tibialis auf distaler Ebene durchtrennt wird, zeigen die intrinsischen Muskeln der Füße nur einen vernachlässigbaren Verlust der motorischen Funktion.
Anwendungsmöglichkeiten der Methode
Frühere Forschungen haben bereits gezeigt, dass das TNT-Modell verwendet werden kann, um verschiedene Schmerzmittel, Nervenkappen oder andere chirurgische Instrumente zur Behandlung von Neuromen zu testen18,19,20. Alle Forschungsgruppen, die sich für Schmerz interessieren, könnten jedoch potenziell von der Verwendung des TNT-Modells profitieren, da zwei verschiedene Schmerzmodalitäten am selben Tier getestet werden können.
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Disclosures
Die Autoren berichten, dass sie keinen Interessenkonflikt haben. Obwohl diese Forschungsarbeit teilweise von Axogen finanziert wurde, hatte das Unternehmen keinen Einfluss auf die Durchführung der Studie und auf die Ergebnisse.
Acknowledgments
Wir bedanken uns bei Sabine Versteeg für die Unterstützung bei der Mikrochirurgie und bei Anja van der Sar und Trudy Oosterveld-Romijn vom Gemeenschappelijk Dieren Laboratorium für ihre Hilfe bei der Vorbereitung des Mikroskops und des Operationssaals sowie bei der Betreuung der Tiere.
Diese Forschung wurde von Axogen finanziert.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aesthesio | Linton Instrumentation | 514007 until 514015 | 0.6 g until 15 g monofilaments |
| Carprofen | Local Veterinary Pharmacy | n/a | The local veterinary pharmacy makes caprofen dilution |
| Cotton swabs | Nobamed | 974255 | |
| Electrocautery | Fine Science Tools | 18010-00 | |
| Ethanol 70% | Interchema BV | 400406 | |
| Ethilon 4.0 | Johnson & Johnson | 1854G | IMPORTANT: the color should be blue or black |
| Ethilon 8.0 | Johnson & Johnson | BV130-5 | |
| Isoflo, isoflurane Zoetis | Dechra Veterinary Products | B506 | |
| Mesh bottom cages | StoeltingCo | 57816 and 57824 | |
| Micro forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Micro needle holder | Fine Science Tools | 12076-12 | |
| Micro scissors | Fine Science Tools | 15019-10 | |
| Micro tweezers | Fine Science Tools | 11254-20 | |
| NaCl 0.9% | Trademed | H7 1000-FRE | |
| Needle holder | Fine Science Tools | 12004-16 | |
| Ophthalmic ointment | Local Veterinary Pharmacy | n/a | The local veterinary pharmacy makes the ophthalmic ointment |
| Scalpel | Fine Science Tools | 10003-12 | |
| Scissors | Fine Science Tools | 14001-12 | |
| Stereo surgical microscope | Leica | A60 F | |
| Sterile sheet with hole | Evercare OneMed | 1555-01 | |
| Surgical blade nr.15 | Fine Science Tools | 10015-00 | |
| Tweezers | Fine Science Tools | 11617-12 |
References
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