Summary
Hier zeigen wir Schritt für Schritt ein überschaubares, kieferorthopädisches Zahnbewegungsprotokoll, das an einem murinen Oberkiefermodell operiert wird. Mit der expliziten Erklärung jedes Schritts und der visuellen Demonstration können Forscher dieses Modell beherrschen und es mit einigen Modifikationen auf ihre experimentellen Bedürfnisse anwenden.
Abstract
Aufgrund des Mangels an reproduzierbaren Protokollen für die Erstellung eines kieferorthopädischen Modells der Maus präsentieren wir ein zuverlässiges und reproduzierbares Protokoll, um Forschern ein praktikables Werkzeug zur Analyse des mechanischen belastungsassoziierten Knochenumbaus an die Hand zu geben. Diese Studie enthält ein detailliertes Flussdiagramm sowie verschiedene Arten von schematischen Diagrammen, Betriebsfotos und Videos. Wir führten dieses Protokoll an 11 erwachsenen Breittyp-C57/B6J-Mäusen durch und sammelten Proben an den postoperativen Tagen 3, 8 und 14. Die Mikro-CT und die histopathologischen Daten haben den Erfolg von Zahnbewegungen in Verbindung mit dem Knochenumbau unter Verwendung dieses Protokolls bewiesen. Darüber hinaus haben wir gemäß den Mikro-CT-Ergebnissen an den Tagen 3, 8 und 14 die Knochenmodellierung in drei Phasen unterteilt: Vorbereitungsphase, Knochenresorptionsphase und Knochenaufbauphase. Es wird erwartet, dass diese Phasen Forschern, die sich mit verschiedenen Phasen befassen, helfen, die Probenentnahmezeit angemessen festzulegen. Dieses Protokoll kann Forschern ein Werkzeug an die Hand geben, um regenerative Analysen des Knochenumbaus durchzuführen.
Introduction
Knochen ist ein hochaktives rekonstruiertes Gewebe, das seine Größe, Form und Eigenschaften während der gesamten Lebensdauer des Individuums anpasst 1,2. Neben Hormonen, Alterung, Ernährung und anderen biologischen oder biochemischen Faktoren3 hat sich die Vorstellung, dass die mechanische Belastung der bestimmendste Faktor ist, allgemein durchgesetzt 4,5. Unter bestimmten Umständen kann das Ungleichgewicht zwischen Knochenabbau und Knochenbildung bei abnormaler mechanischer Belastung zu abnormalem Knochenumbau und Knochenerkrankungen führen. Knochenerkrankungen wie Nichtgebrauch, Osteoporose und Knochenschwund während langfristiger Bettruhe oder in der Schwerelosigkeit bei Raumflügen stehen in engem Zusammenhang mit abnormaler mechanischer Belastung 6,7,8.
Mechanische Belastungen wurden auch zur Behandlung von Knochenerkrankungen wie Distraktionsbehandlungen und kieferorthopädischen Behandlungen eingesetzt. Die Distraktionsbehandlung wurde bei Entwicklungskrankheiten wie Kraniosynostose und Unterkieferhypoplasie eingesetzt 9,10, während die kieferorthopädische Behandlung häufig eingesetzt wurde, um abnormale Zahnstellungen und Zahnfehlstellungen zu korrigieren11. Der Kern der kieferorthopädischen Behandlung ist auch das Management der mechanischen Belastung. Wenn das Knochengewebe mechanisch belastet wird, wird ein hochgradig koordinierter Knochenumbauprozess durch Kopplung von Knochenresorption gefolgt von Knochenaufbau induziert, der Zähne bewegen kann, um den kieferorthopädischen Zweck zu erreichen12,13.
Obwohl die kieferorthopädische Behandlung in der klinischen Praxis weit verbreitet ist, sind die Ergebnisse der kieferorthopädischen Behandlung unkontrollierbar, da unser Wissen über die biologischen Auswirkungen mechanischer Belastungen begrenzt ist. Um diese Einschränkungen zu überwinden, wurden mehrere Tiermodelle wie Maus, Ratte, Kaninchen, Katze, Hund, Affe und Schwein etabliert, um den zugrunde liegenden Mechanismus des mechanisch belastungsinduzierten Knochenumbaus zu untersuchen (Tabelle 1)14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24, 25,26,27,28,29,30,31,32. Große Tiere wie Hunde, Affen und Schweine haben bei kieferorthopädischen Operationen einige Vorteile gegenüber kleinen Tieren - sie haben menschenähnlichere Zähne und Gebisse, so dass der chirurgische Eingriff beim Menschen leicht zu replizieren ist. Darüber hinaus kann eine weite Sicht die Operationsschwierigkeit verringern und die Anwendung einer Vielzahl von kieferorthopädischen Schemata ermöglichen33,34. Große Tiere sind jedoch schwer zu bekommen, was zu Herausforderungen im Zusammenhang mit der Stichprobengröße führt, und sie unterliegen ethischen Einschränkungen35. Darüber hinaus erschweren routinemäßige Extraktionsverfahren und komplexe Instrumente die Durchführung der Experimente, wodurch große Tiere selten verwendet werden.
Unter solchen Umständen werden Nagetiere hauptsächlich zur Erstellung kieferorthopädischer Modelle verwendet. Unter diesen Modellen haben Ratten und Kaninchen im Vergleich zu Mäusen geringere Bedienschwierigkeiten und mehr Zahnbewegungsschemata. Das Mausmodell hat jedoch den einzigartigen Vorteil, dass eine große Anzahl genetisch veränderter Mäuse zur Verfügung steht, was besonders für die Untersuchung der zugrundeliegenden Mechanismen entscheidend ist36. Das Mausmodell ist jedoch aufgrund seiner geringen Größe das am schwierigsten zu manipulierende Modell. Bei der Überprüfung der aktuellen Methoden ist das Verschieben des ersten Molaren in mesialer Richtung die einzige praktische Methode für ein kieferorthopädisches Modell. Zwei Vorrichtungen werden hauptsächlich verwendet, um die Zahnschraubenfeder und das Gummiband zu bewegen. Die Verwendung eines Gummibandes ist einfacher, aber die kieferorthopädische Kraft variiert stark, was es schwierig macht, stabile Ergebnisse zu erzielen.
Xu et al.15 haben ein Mausmodell mit einer Schraubenfeder am Unterkiefer etabliert. Aufgrund der Beweglichkeit des Unterkiefers und der obstruktiven Natur der Zunge ist die Operation am Oberkiefer jedoch sowohl intraoperativ als auch postoperativ immer die erste Wahl. Taddei et al.16 beschrieben vor 10 Jahren ein detaillierteres Protokoll am murinen Oberkiefer und es sollten mehr visuelle und durchsichtige Details hinzugefügt werden. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass dieses Protokoll systematisch ein detailliertes kieferorthopädisches Zahnbewegungsprotokoll in einem murinen Oberkiefermodell beschrieben hat, um den Forschern zu helfen, die Modellierungsmethode auf standardisierte Weise zu beherrschen und die vergleichende Bewertung zwischen verschiedenen Studien zu ermöglichen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Die Tierversuche in dieser Studie wurden vom Ethikkomitee der West China School of Stomatology der Sichuan University überprüft und genehmigt (WCHSIRB-D-2017-041). In dieser Studie wurden adulte C57BL/6-Mäuse verwendet (siehe Materialtabelle). Dieses Protokoll erhöht die mechanische Belastung des rechten oberen ersten Molaren (M1) für mesiale Bewegungen, bei denen ein hochgradig koordinierter Knochenumbauprozess durch Kopplung von Knochenresorption und Knochenbildung induziert wird (Abbildung 1).
1. Präoperative Vorbereitung
- Chirurgische Artikel
- Bereiten Sie die folgenden chirurgischen Elemente für die Operation vor: chirurgische Plattform (Abbildung 2A), Befestigungselement (Abbildung 2B), chirurgische Instrumente (Abbildung 2C und ergänzende Abbildung S1), kieferorthopädisches Zubehör (Abbildung 2C) und zahnärztliches Restaurationszubehör (Abbildung 2D).
HINWEIS: Die kundenspezifische Schraubenfeder ist eine Sonderanfertigung und bietet eine Kraft von 10cN, wenn sie auf 10 mm gedehnt wird.
- Bereiten Sie die folgenden chirurgischen Elemente für die Operation vor: chirurgische Plattform (Abbildung 2A), Befestigungselement (Abbildung 2B), chirurgische Instrumente (Abbildung 2C und ergänzende Abbildung S1), kieferorthopädisches Zubehör (Abbildung 2C) und zahnärztliches Restaurationszubehör (Abbildung 2D).
- Sterilisation
- Sterilisieren Sie die chirurgischen Instrumente durch Autoklavieren und alle chirurgischen Gegenstände mit UV-Bestrahlung für mindestens 30 Minuten.
- Anästhesie
- Betäuben Sie die Maus durch Verabreichung von Ketamin (100 mg/kg) und Diazepam (5 mg/kg) durch intraperitoneale Injektion.
- Tragen Sie Tierarztsalbe mit einem Wattestäbchen auf die Augen der Maus auf, um Augentrockenheit zu vermeiden.
- Fahren Sie mit der Operation nur fort, wenn die Maus nicht reagiert, wenn ihre Zehen mit einer Pinzette eingeklemmt werden.
2. Chirurgischer Ablauf
- Spreizen und kleben Sie die Gliedmaßen der betäubten Maus in Rückenlage mit Klebeband auf die Operationsplattform.
- Stecken Sie eine 27-G-Nadel auf beiden Seiten über dem Kopf und eine weitere 27-G-Nadel auf beiden Seiten unterhalb der Achselhöhle.
- Wickeln Sie ein Gummiband um die beiden oberen Nadeln und die oberen Schneidezähne und ein weiteres um zwei weitere Nadeln und die unteren Schneidezähne. Ändern Sie die Nadelpositionen, um den Öffnungsgrad und die Ausrichtung des Mundes zu steuern (Abbildung 3A).
HINWEIS: Halten Sie bei der kieferorthopädischen Zahnbewegungsoperation den Mund maximal geöffnet, bevor der Buccinator vollständig dicht wird. Die Zunge sollte zur nicht-operativen Seite gezogen werden, um das Operationsfeld freizulegen und eine Ischämie zu verhindern. - Biegen Sie das 1,5-mm-Ende eines 3 cm langen Edelstahldrahtes 304 und schieben Sie das gebogene Ende mit einer gebogenen Augenpinzette von der bukkalen Seite durch den Zwischenraum zwischen dem M1 und dem zweiten Molaren des Oberkiefers (M2) (Abbildung 3B). Wenn das palatinale Ende des Ligaturdrahtes von der palatinalen Seite aus zu sehen ist, ziehen Sie es bis zur Hälfte seiner Länge heraus und führen Sie es durch ein Ende der kundenspezifischen Schraubenfeder.
- Binden Sie mit den beiden Enden des Ligaturdrahtes einen quadratischen Knoten in mesialer Richtung des Oberkiefers M1, bis die Feder fest am Zahn befestigt ist (Abbildung 3C). Ziehen Sie den überschüssigen Draht ab.
- Stechen Sie auf ähnliche Weise einen zweiten 3 cm langen 304-Edelstahldraht durch das andere Ende der Schraubenfeder.
- Reinigen und trocknen Sie die Oberflächen der Schneidezähne mit Wattebäuschen. Tragen Sie Klebstoffe mit Wattestäbchen auf alle diese Oberflächen auf und härten Sie sie lichthärten.
- Schieben Sie den zweiten Edelstahldraht durch den Zwischenraum zwischen den Oberkieferschneidezähnen und binden Sie einen Schlupfknoten in labialer Richtung (Abbildung 3D). Ziehen Sie den überschüssigen Draht ab und lassen Sie den Rest des Drahtes nahe an der Zahnoberfläche liegen.
- Injizieren Sie lichthärtendes Harz, um den Knoten und die Schneidezähne abzudecken. das Harz lichthärten (Abbildung 3E).
3. Postoperatives Management
- Nach der Operation injizieren Sie den Mäusen 0,05 mg/kg Buprenorphin intraperitoneal zur postoperativen Analgesie.
- Legen Sie die betäubte Maus auf eine thermostatische Heizdecke bei 37 °C. Wenn die Maus durch Gehen wieder zu Bewusstsein kommt, bringen Sie sie in einen separaten Käfig zurück.
- Ersetzen Sie aufgrund der eingeschränkten Funktion der Schneidezähne nach der Operation normales Hartfutter nur durch eine weiche Diät.
- Überprüfen Sie die kieferorthopädischen Geräte täglich. Wenn während der Inspektion ein Zustand beobachtet wird, der die Leitung der kieferorthopädischen Kraft beeinflusst, wie z. B. Federverformung, Federlockerung und Herunterfallen des Geräts, sollte die Maus vom Experiment ausgeschlossen werden.
- Um die Vergleichbarkeit der Experimente zu wahren, bestimmen Sie das Gewicht der Mäuse täglich nach der Operation. Mäuse, die einen Gewichtsverlust von mehr als 30 % ihres präoperativen Gewichts aufweisen, müssen vom Versuch ausgeschlossen werden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Wir haben die OTM-Operation an 11 erwachsenen männlichen Mäusen (C57/BL6, 3 Monate alt) durchgeführt. Sie wurden eingeschläfert, um die Ergebnisse an den Tagen 3, 8 und 14 nach der Operation zu erhalten. In diesen Experimenten ist die rechte Oberkieferseite die Operationsseite, während die linke Oberkieferseite die Kontrollseite ist. Das Mikro-CT zeigte, dass es eine zeitlich konsekutive Zunahme des Abstands zwischen M1 und M2 gab: 30 μm, 70 μm und 110 μm an den Tagen 3, 8 bzw. 14 nach der Operation (Abbildung 4). Das Parodontalband mit geringer Dichte zeigte infolge der mechanischen Belastung eine Verbreiterung auf der distalen Seite und eine Verengung auf der mesialen Seite der Wurzeln (Abbildung 5). Darüber hinaus war das Parodontalband durchgehend und es gab keine Resorption in einer Wurzel. Diese Ergebnisse beweisen, dass es machbar und sicher ist, den M1 mit diesem Protokoll physisch zu bewegen.
Darüber hinaus haben wir den in den Wurzeln von M1 eingeschlossenen Knochenbereich mit den in Abbildung 6 gezeigten Parametern analysiert. Der Prozentsatz des Knochenvolumens und der Knochenmineraldichte der Operationsseite zeigte am Tag 8 eine signifikante Abnahme im Vergleich zur Kontrollseite (Abbildung 6A,B). Im Gegensatz dazu zeigte das prozentuale Knochenvolumen der Operationsseite an den Tagen 3 und 14 einen signifikanten Anstieg im Vergleich zur Operationsseite an Tag 8 (Abbildung 6A). Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass der Knochenumbau vor Tag 3 nach der Operation inaktiv ist. Nach Tag 3 nach der Operation beginnt die Knochenabsorption den Knochenumbauprozess zu dominieren. Nach Tag 8 nach der Operation gewinnt die Knochenbildung einen Vorteil beim Knochenumbau und der Alveolarknochen kehrt fast auf das physiologische Niveau zurück, was auch bedeutet, dass die Zahnbewegung fast zum Stillstand kommt. Am 14. Tag dieses Protokolls durchläuft der Knochenumbau, der in den Wurzeln von M1 eingeschlossen ist, drei Phasen, die grob in die Vorbereitungs-, Knochenresorptions- und Knochenaufbauphase unterteilt werden können. So können Forscher mit diesem Modell verschiedene Stadien des Knochenumbaus untersuchen.
Abbildung 7 zeigt die Ergebnisse der Hämatoxylin-Eosin-Färbung und der Masson-Trichrom-Färbung. Wir wählten den Alveolarknochen zwischen der mesialen bukkalen Wurzel (MB) und der distalen bukkalen Wurzel (DB) von M1 als Region of Interest. Die parodontalen Bänder am distalen Ende des MB und am mesialen Ende des DB sind die Fronten der Kraftübertragung der interessierenden Knochenregion. Die Kontrollseite jeder Gruppe zeigte eine ähnliche Manifestation: Diese parodontalen Bänder hatten eine ähnliche Breite mit wellenförmigen Fasern und spindelförmigen Zellen in Ausrichtung, und die Oberfläche des Alveolarknochens war linear intakt. Dies deutet darauf hin, dass das in den Wurzeln von M1 eingeschlossene parodontale Gewebe unter physiologischen Bedingungen keiner unausgewogenen und übermäßigen mechanischen Belastung ausgesetzt war.
Am Tag 3 nach der Operation wurde die parodontale Bandfaser auf der Zugseite straff gedehnt, während die parodontale Bandfaser mit morphologischer Mehrdeutigkeit komprimiert wurde. Hyalinisierung wurde im Bereich des größten Drucks festgestellt. Die Oberfläche des Alveolarknochens hatte auf beiden Seiten noch ihre Integrität behalten. In Übereinstimmung mit den Mikro-CT-Ergebnissen bewegte sich M1 in den ersten 3 Tagen nach der Operation innerhalb der Alveolarpfanne, indem es das parodontale Band auf der Druckseite komprimierte, während eine Knochenresorption oder -bildung noch nicht beobachtet wurde.
Am 8. Tag nach der Operation zeigten die parodontalen Bänder auf beiden Seiten die gleichen Merkmale wie am 3. Tag, obwohl die Oberfläche des Alveolarknochens rau aussah. Darüber hinaus war die Markhöhle vergrößert und die Anzahl der trabekulären Knochen schien sich zu verringern, wie in den CT-Daten zu sehen ist. Daher zeigt der histopathologische Phänotyp des Knochenumbaus am 8. Tag nach der Operation eine Zunahme der Knochenresorption. Der Alveolarknochen zeigt auch an, dass sich M1 mit hoher Geschwindigkeit bewegt.
Am 14. Tag nach der Operation schienen die Breiten der parodontalen Bänder auf beiden Seiten fast gleich zu sein. Die Oberfläche des Alveolarknochens war im Vergleich zu Tag 8 nach der Operation viel rauer geworden. Der Knochen wurde jedoch auf der Kontrollseite wieder auf das physiologische Niveau gebracht, was auch durch die CT-Daten angezeigt wurde. Diese Phase zeigt, dass die Knochenbildung den Knochenmodellierungsprozess dominierte. Da die mechanische Belastung zum Zeitpunkt des Vorgangs nur einmal aufgebracht wurde, nahm die Last mit zunehmender Verfahrstrecke ab. Als sich der Alveolarknochen wieder normalisierte, stoppte auch die Bewegung von M1.
Abbildung 1: Schematische Darstellung der Zahnbewegung. Wenn eine mechanische Belastung auf den Backenzahn ausgeübt wird, können die Zug- und Druckseiten des Alveolarknochenumbaus definiert werden. Der dicke Pfeil zeigt die Richtung der mechanischen Belastung an. Dünne Pfeile zeigen die Zug- und Druckseiten der Knochenumbaufront an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Chirurgische Gegenstände. (A) (1) Chirurgische Plattform: eine Schaumstoffplatte oder Korkplatte, die mit medizinischem Vliesstoff umwickelt ist. (B) Befestigungselemente: (2) zwei Gummibänder, (3) Klebeband und (4) vier 27-G-Nadeln. (C) Chirurgische Instrumente und kieferorthopädisches Zubehör: (5) chirurgische Schere, (6) Augenpinzette, (7) Nadelhalter, (8) Edelstahl 304 Draht und (9) eine kundenspezifische Schraubenfeder. Das weiße Rechteck bezieht sich auf die kundenspezifische Schraubenfeder. Vergrößerte Versionen der Feder mit und ohne Kraft sind in der Ergänzungsabbildung S1 dargestellt. (D) Zubehör für Zahnrestaurationen: (10) Luftpumpenflasche, (11) Lichthärtungsmittel, (12) Wattebäusche, (13) Wattestäbchen, (14) lichthärtendes flüssiges Harz und (15) Klebstoffe. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Chirurgischer Ablauf. (A) Befestigen Sie die Maus an der chirurgischen Plattform. (B) Schieben Sie den Edelstahldraht 304 von der bukkalen Seite durch den Zwischenraum zwischen M1 und M2. (B1) Ein schematisches Diagramm wurde hinzugefügt, um das Verständnis zu erleichtern. (C) Eine Schraubenfeder ist an M1 befestigt und an M1 tritt keine okklusale Interferenz auf. (C1) Ein schematisches Diagramm wurde hinzugefügt, um das Verständnis zu erleichtern. (D) Das andere Ende der Schraubenfeder ist am ipsilateralen oberen Schneidezahn befestigt. (D1) Ein schematisches Diagramm wurde hinzugefügt, um das Verständnis zu erleichtern. (E) Tragen Sie flüssiges Harz auf, um die Schneidezähne und den Edelstahl miteinander zu umwickeln. (F) Die endgültige Ansicht aller kieferorthopädischen Geräte. Abkürzungen: M1 = der erste Backenzahn des Oberkiefers; M2 = der zweite Backenzahn des Oberkiefers. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Repräsentative dreidimensionale Mikro-CT-Bilder und statistische Analyse verschiedener Stadien der M1-Bewegung. (A) Unter physiologischen Umständen gibt es keinen Raum zwischen M1 und M2. (B-D) M1 beginnt sich zu bewegen und die Bewegungsentfernung nimmt entsprechend der gegenseitigen Positionsbeziehung zwischen M1 und M2 im Laufe der Zeit zu. Das rote Kästchen bezieht sich auf den Abstand zwischen M1 und M2. Der schwarze Pfeil bezieht sich auf die Richtung der mechanischen Belastung. (E) Die statistische Analyse der M1-Bewegungsentfernung. Abkürzungen: M1 = der erste Backenzahn des Oberkiefers; M2 = der zweite Backenzahn des Oberkiefers; OTM = kieferorthopädische Zahnbewegung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: Repräsentative zweidimensionale Mikro-CT-Bilder aus horizontalen und sagittalen Ansichten verschiedener Stadien der M1-Bewegung. (A,B) Unter physiologischen Umständen ist das parodontale Band mit geringer Dichte aequilatus und nimmt kontinuierlich etwas Platz ein, anstatt komprimiert zu werden, und die Oberfläche des Alveolarknochens ist intakt linear. (C,D) Das parodontale Band verbreitert sich auf der distalen Seite und verengt sich auf der mesialen Seite der Wurzeln, was am Tag 3 nach der Operation beobachtet werden kann. (E-H) Das schiefe Parodontalband beginnt sich zu revertieren und die Oberfläche des Alveolarknochens wird durch die Resorption und Ablagerung von Knochen an den Tagen 8 und 14 nach der Operation rau. Gelbe Pfeile beziehen sich auf das komprimierte Parodontalband. Rote Pfeile beziehen sich auf die raue Oberfläche des Alveolarknochens für die Absorption und Ablagerung von Knochen. * P < 0,05; P < 0,005. Einfache ANOVA. Die Daten sind Mittelwerte ± SD, n ≥ 3. Maßstabsbalken = 100 μm. Abkürzungen: M1 = der erste Backenzahn des Oberkiefers; M2 = der zweite Backenzahn des Oberkiefers; OTM = kieferorthopädische Zahnbewegung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 6: Statistische Analyse des Alveolarknochens, der in den Wurzeln von M1 eingeschlossen ist, in verschiedenen Stadien der M1-Bewegung aus Mikro-CT. (A) Die signifikante Abnahme des prozentualen Knochenvolumens an Tag 8 weist auf die aktive Knochenresorption zwischen Tag 3 und Tag 8 hin. Der signifikante Anstieg des prozentualen Knochenvolumens an Tag 14 deutet auf eine aktive Knochenbildung zwischen Tag 8 und Tag 14 hin. (B) Der signifikante Unterschied an Tag 8 in der Knochenmineraldichte im Vergleich zur Kontrollseite. unterstützt auch die obige Schlussfolgerung. (C-E) Für die Bewertung wurden drei ergänzende Indikatoren herangezogen. Es wurden nur wenige signifikante Unterschiede festgestellt, aber der Trend stützt immer noch die obigen Schlussfolgerungen. *P < 0,05. Einfache ANOVA. Die Daten sind Mittelwerte± SD, n ≥ 3. Abkürzungen: M1 = der erste Backenzahn des Oberkiefers; OTM = kieferorthopädische Zahnbewegung; BV/TV = Prozent Knochenvolumen; BMD = Knochenmineraldichte; Tb. N = trabekuläre Zahl; Tb. Th = trabekuläre Dicke; Tb. Sp = trabekuläre Trennung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 7: Repräsentative Ergebnisse der Hämatoxylin-Eosin-Färbung und der Masson-Trichrom-Färbung der verschiedenen Stadien der M1-Bewegung. (A,B) Unter physiologischen Bedingungen werden die parodontalen Bandfasern bestimmten Kräften mit einer ausgeprägten wellenförmigen Form wie "~" ausgesetzt, und die Oberfläche des Alveolarknochens ist intakt linear. Wenn M1 mechanisch belastet wird, wurde die Faser (C, E, G, I, K, M) auf der Zugseite straff gedehnt, während die parodontale Bandfaser (D, F, H, J, L, N) mit morphologischer Mehrdeutigkeit komprimiert wurde. (C-N) Die Oberfläche des Alveolarknochens wird mit fortschreitender Knochenmodellierung immer unebener. Maßstabsbalken = 20 μm. Abkürzungen: M1 = der erste Backenzahn des Oberkiefers; OTM = kieferorthopädische Zahnbewegung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
| Spezies | Beweglicher Zahn | Ankerplatz | Gerät | Bewegungsrichtung | Referenz |
| Murine | erster Backenzahn | Schneidezähne | Spiralfeder | mesial | 14,15 |
| erster Backenzahn | Zweiter Backenzahn | Gummiband | mesial | 16 | |
| Ratte | erster Backenzahn | Mini-Implantat | Spiralfeder | mesial | 17 |
| erster Backenzahn | Schneidezähne | Spiralfeder | mesial | 18 | |
| zweiter und dritter Backenzahn | kontralaterale homonyme Zähne | Federexpansionsgerät | buccal | 19 | |
| erster Backenzahn | Zweiter Backenzahn | kieferorthopädischer Draht | mesial | 20 | |
| Kaninchen | erster Prämolar | Schneidezähne | Spiralfeder | mesial | 21 |
| erster Prämolar | Mini-Implantat | Spiralfeder | mesial | 22 | |
| Schneidezahn | kontralaterale homonyme Zähne | Spiralfeder | distal | 23 | |
| Schneidezahn | kontralaterale homonyme Zähne | Omega-Schlaufe | distal | 24 | |
| Hund | zweiter Prämolar und erster Molaren | Mini-Implantat | Spiralfeder | mesial | 25 |
| zweiter Prämolar | Eckzahn | Spiralfeder | mesial | 26 | |
| erster Prämolar | Mini-Implantat | Gummiband | distal | 27 | |
| äußerer Schneidezahn | Eckzahn | Gummiband | distal | 28 | |
| Schwein | erster Backenzahn | Milchgrüner dritter Molaren und Miniimplantat | Spiralfeder | mesial | 29 |
| erster Backenzahn | Zweiter Backenzahn | kieferorthopädischer Draht | buccal | 30 | |
| Affe | Mittlerer Schneidezahn | erster Molaren, Prämolaren, Eckzahn und seitlicher Schneidezahn | Schraubenfeder und kieferorthopädischer Draht | labial | 31 |
| Katze | Eckzahn | Mini-Implantat | Spiralfeder | mesial | 32 |
Tabelle 1: Zusammenfassung der vorhandenen tierkieferorthopädischen Modelle. Die Tabelle listet die häufig verwendeten Modelle konventioneller Versuchstiere auf, die sich auf einfache kieferorthopädische Zahnbewegungen konzentrieren. Sie bestehen immer aus drei Elementen: dem beweglichen Zielzahn, der Verankerung und der Verbindungsvorrichtung zur mechanischen Belastung. Durch die Änderung der drei Elemente wurden verschiedene kieferorthopädische Programme abgeleitet. Komplexe kieferorthopädische Zahnbewegungen mit mehreren Zähnen wurden ausgeschlossen.
Ergänzende Abbildung S1: Vergrößerte Versionen der Feder. (A) ohne und (B) mit mechanischer Belastung. Maßstabsleiste = 5 mm. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.
Ergänzende Abbildung S2: Das Verfahren zum Einspannen des Ligaturdrahtes mit einer Pinzette. Während des Protokollschritts 2.4. wird hier gezeigt, wie die Biegung des Ligaturdrahtes vor dem Einstechen am sichersten und bequemsten geklemmt werden kann. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.
Ergänzende Abbildung S3: Der Umfang der Harzbeschichtung. Im Protokollschritt 2.9 ist hier das Schneidezahnende der Feder (A) ohne und (B) mit einer Abdeckung mit Harz dargestellt. Das Harz darf dem elastischen Teil nicht zugesetzt werden. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
In dieser Arbeit haben wir versucht, das einfachste kieferorthopädische Zahnbewegungsprotokoll am murinen Oberkiefermodell Schritt für Schritt zu beschreiben, um die latenten Mechanismen des mechanisch belastungsinduzierten Knochenumbaus zu untersuchen. Neben der Forschung zum Knochenumbau gibt es einige andere Mainstream-Anwendungen dieser Methode: 1) methodische Forschung zur Beschleunigung der kieferorthopädischen Zahnbewegung; 2) Forschung zur kieferorthopädischen Wurzelresorption; 3) biologische Mechanismen der kieferorthopädischen Zahnbewegung und des Schmerzes; 4) Forschung am transgenen Modell.
Im Vergleich zu anderen mechanisch belastungsassoziierten Behandlungen wie der Unterkieferdistraktionsosteogenese37 ist die kieferorthopädische Zahnbewegung die einfachste und mildeste Methode ohne Wunde und Blutung. Darüber hinaus hat das Mausmodell den Vorteil, dass es einfach zu bedienen ist, mit weniger Zeit und geringeren Kosten38. Das Oberkiefermodell kann ein breites Sichtfeld und eine stabile Fixierung während der Operation und die geringste Beeinträchtigung der Apparatur durch die Zunge nach der Operationbieten 14.
Basierend auf dem hier etablierten Modell haben wir drei repräsentative Zeitpunkte weiter beschrieben. Die Zahnbewegung konnte ab dem dritten postoperativen Tag makroskopisch gemessen werden und der Bewegungsabstand nimmt mit der Zeit zu. Am Tag 3 nach der Operation wurde der Knochen durch die parodontale Bandfaser mechanisch belastet, ohne dass es zu offensichtlichen Veränderungen im Knochen kam. Am 8. Tag nach der Operation hatte der Knochenumbau bereits begonnen und der Knochenabbau war in der dominanten Position, während am 14. Tag nach der Operation der Knochenaufbau dominierte. Dieses Modell kann die Eigenschaften verschiedener Stadien des Knochenumbaus während der kieferorthopädischen Zahnbehandlung zeigen.
Es gibt einige kritische Betriebsschritte, die berücksichtigt werden müssen. Vor Protokollschritt 2.7 sollte der Kopf der Maus für ein besseres chirurgisches Sichtfeld zum Bediener zeigen. Nach Protokollschritt 2.4 befindet sich der Arbeitsbereich in der Nähe der Schneidezähne und der Mausschwanz muss zum Bediener zeigen. Wenn der Edelstahldraht von der bukkalen Seite durch den Zwischenraum zwischen M1 und M2 geschoben werden muss, ist ein Vorbiegen erforderlich, um den Zielbereich sicher zu lokalisieren und den von den Instrumenten im Mund eingenommenen Raum zu reduzieren. Der Biegewinkel sollte >45° betragen, um sicherzustellen, dass der Edelstahldraht beim Durchqueren des Zwischenraums nicht in die Gingiva eindringen kann. Paralleles Piercen ist der Weg des geringsten Widerstands. Das okklusale Drahtpiercing in einem kleinen Winkel kann durch die glatte und zähe Zahnoberfläche auch auf die Gaumenseite geführt werden. Der Scheitelpunkt der gebogenen Augenpinzette sollte die Biegung einklemmen, um den belegten Raum im Mund zu verringern und die Anstrengung zu erleichtern (Ergänzende Abbildung S2).
Da der Edelstahldraht möglicherweise nicht durch den Zwischenraum zwischen den Oberkieferschneidezähnen geführt werden kann, ist eine gezahnte Augenpinzette für die Trennung der Schneidezähne hilfreich. Darüber hinaus ist ein quadratischer Knoten nicht erforderlich, da die Harzverklebung hier die Hauptmethode zur Retention ist. Ein Schlupfknoten kann fast nahe an der Zahnoberfläche hergestellt werden, wo ein quadratischer Knoten das Volumen des Beschichtungsharzes vergrößert.
Dieses Modell hat jedoch auch seine Mängel. Die kieferorthopädischen Geräte können von den Mäusen aufgrund des Gefühls des Vorhandenseins von Fremdmaterial im Mund zerstört werden. Der Teil der Backenzahnseite bleibt unter der Okklusionsebene, die schwer zu zerstören ist. Die unteren Schneidezähne beißen jedoch genau auf den Befestigungsteil der Schneidezahnseite, einschließlich des Endes der Schraubenfeder. Daher empfehlen wir, alle Oberflächen der beiden oberen Schneidezähne mit Harz zu umwickeln, um die Haltekraft zu erhöhen. Das Schneidezahnende der Feder - der schwächste Teil - kann mit Harz bedeckt sein (Ergänzende Abbildung S3). Zusammenfassend lässt sich sagen, dass dieses Protokoll die Details der kieferorthopädischen Zahnbewegung am murinen Oberkiefermodell Schritt für Schritt demonstriert hat. Mit der expliziten Erklärung jedes Schritts und der visuellen Demonstration können Forscher dieses Modell beherrschen und es mit einigen Modifikationen auf ihre experimentellen Bedürfnisse anwenden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde durch das Stipendium der National Natural Science Foundation of China unterstützt 82100982 an F.L.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Experimental Models: Mouse Lines | |||
| C57/B6J | Gempharmatech Experimental Animals Company | C57/B6J | |
| Critical Commercial Assays | |||
| Hematoxylin and Eosin Stain Kit | Biosharp | BL700B | |
| Masson’s Trichrome Stain Kit | Solarbio | G1340 | |
| Instruments | |||
| 27 G needle | Chengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus & Instruments Co. LTD. | SB1-074(IV) | |
| Adhesives | Minnesota Mining and Manufacturing Co., Ltd. | 41282 | |
| Corkboard | DELI Group Co., Ltd. | 8705 | |
| Cotton balls | Haishi Hainuo Group Co., Ltd. | 20120047 | |
| Cotton sticks | Lakong Medical Devices Co., Ltd. | M6500R | |
| Customized coil spring | Chengdu Mingxing Spring Co., Ltd. | 1109-02 | |
| Forceps | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | none | |
| Light-cured fluid resin | Shofu Dental Trading (SHANGHAI) Co., Ltd. | 518785 | |
| Light curer | Liang Ya Dental Equipment Co., Ltd. | LY-A180 | |
| Medical adhesive tapes | Haishi Hainuo Group Co., Ltd. | 0008-2014 | |
| Medical non-woven fabric | Henan Yadu Industrial Co., Ltd. | 01011500018 | |
| Needle holders | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | none | |
| Rubber bands | Haishi Hainuo Group Co., Ltd. | 32X1 | |
| Surgical scissors | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | none | |
| Tweezers | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | none |
References
- Kenkre, J. S., Bassett, J.
- Feng, X., McDonald, J. M.
- Alliston, T.
- Duncan, R. L., Turner, C. H. Mechanotransduction and the functional response of bone to mechanical strain. Calcified Tissue International. 57 (5), 344-358 (1995).
- García-Aznar, J. M., Nasello, G., Hervas-Raluy, S., Pérez, M. Á, Gómez-Benito, M. J. Multiscale modeling of bone tissue mechanobiology. Bone. 151 (10), 1-12 (2021).
- Rolvien, T., Amling, M. Disuse osteoporosis: clinical and mechanistic insights. Calcified Tissue International. 110 (5), 592-604 (2022).
- Vico, L., Hargens, A. Skeletal changes during and after spaceflight. Nature Reviews Rheumatology. 14 (4), 229-245 (2018).
- Iwaniec, U. T., Turner, R. T. Influence of body weight on bone mass, architecture and turnover. Journal of Endocrinology. 230 (3), R115-R130 (2016).
- Governale, L. S.
- Sahoo, N. K., Issar, Y., Thakral, A.
- Roberts-Harry, D., Sandy, J. Orthodontics. Part 1: Who needs orthodontics. British Dental Journal. 195 (8), 433-437 (2003).
- Li, Y., Jacox, L. A., Little, S. H., Ko, C. C. Orthodontic tooth movement: The biology and clinical implications. Kaohsiung Journal of Medical Sciences. 34 (4), 207-214 (2018).
- Will, L. A. Orthodontic tooth movement: a historic prospective. Frontiers of Oral Biology. 18, 46-55 (2016).
- Xu, H., Lee, A., Sun, L., Naveh, G. R. S. 3D Imaging of PDL collagen fibers during orthodontic tooth movement in mandibular murine model. Journal of Visualized Experiments. (170), e62149 (2021).
- Taddei, S. R., et al. Experimental model of tooth movement in mice: a standardized protocol for studying bone remodeling under compression and tensile strains. Journal of Biomechanics. 45 (16), 2729-2735 (2012).
- Deguchi, T., Takeshita, N., Balam, T. A., Fujiyoshi, Y., Takano-Yamamoto, T. Galanin-immunoreactive nerve fibers in the periodontal ligament during experimental tooth movement. Journal of Dental Research. 82 (9), 677-681 (2003).
- Gudhimella, S., et al. A rodent model using skeletal anchorage and low forces for orthodontic tooth movement. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 155 (2), 254-263 (2019).
- Lira Dos Santos, E. J., et al. Orthodontic tooth movement alters cementocyte ultrastructure and cellular cementum proteome signature. Bone. 153 (12), 116-139 (2021).
- Danz, J. C., Bibby, B. M., Katsaros, C., Stavropoulos, A. Effects of facial tooth movement on the periodontium in rats: a comparison between conventional and low force. Journal of Clinical Periodontology. 43 (3), 229-237 (2016).
- Kohno, T., Matsumoto, Y., Kanno, Z., Warita, H., Soma, K. Experimental tooth movement under light orthodontic forces: rates of tooth movement and changes of the periodontium. Journal of Orthodontics. 29 (2), 129-135 (2002).
- Gad, A. M., Soliman, S. O. Evaluation of systemic Omega-3 PUFAs effect on orthodontic tooth movement in a rabbit model: RCT. Angle Orthodontist. 93 (4), 476-481 (2023).
- Huang, C. Y., et al. Comparison of tooth movement and biological response resulting from different force magnitudes combined with osteoperforation in rabbits. Journal of Applied Oral Science. 29 (2), 20200734 (2021).
- Alhasyimi, A. A., Pudyani, P. P., Asmara, W., Ana, I. D. Enhancement of post-orthodontic tooth stability by carbonated hydroxyapatite-incorporated advanced platelet-rich fibrin in rabbits. Orthodontics & Craniofacial Research. 21 (2), 112-118 (2018).
- Elkattan, A. E., et al. Effects of Different Parameters of Diode Laser on Acceleration of Orthodontic Tooth Movement and Its Effect on Relapse: An Experimental Animal Study. Open Access Macedonian Journal of Medical Sciences. 7 (3), 412-420 (2019).
- von Böhl, M., Maltha, J. C., Von Den Hoff, J. W., Kuijpers-Jagtman, A. M. Focal hyalinization during experimental tooth movement in beagle dogs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 125 (5), 615-623 (2004).
- Machibya, F. M., et al. Effects of bone regeneration materials and tooth movement timing on canine experimental orthodontic treatment. Angle Orthodontist. 88 (2), 171-178 (2018).
- Deguchi, T., et al. Histomorphometric evaluation of alveolar bone turnover between the maxilla and the mandible during experimental tooth movement in dogs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 133 (6), 889-897 (2008).
- Tanimoto, K., et al. Experimental tooth movement into new bone area regenerated by use of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Cleft Palate-craniofacial Journal. 52 (4), 386-394 (2015).
- Oltramari, P. V., et al. Orthodontic movement in bone defects filled with xenogenic graft: an experimental study in minipigs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 131 (3), e10-e17 (2007).
- Verna, C., Dalstra, M., Lee, T. C., Melsen, B. Microdamage in porcine alveolar bone due to functional and orthodontic loading. European Journal of Morphology. 42 (1-2), 3-11 (2005).
- Steiner, G. G., Pearson, J. K., Ainamo, J. Changes of the marginal periodontium as a result of labial tooth movement in monkeys. Journal of Periodontology. 52 (6), 314-320 (1981).
- Celebi, A. A., Demirer, S., Catalbas, B., Arikan, S. Effect of ovarian activity on orthodontic tooth movement and gingival crevicular fluid levels of interleukin-1β and prostaglandin E(2) in cats. Angle Orthodontist. 83 (2), 70-75 (2013).
- Holmes, H. D., Tennant, M., Goonewardene, M. S. Augmentation of faciolingual gingival dimensions with free connective tissue grafts before labial orthodontic tooth movement: an experimental study with a canine model. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 127 (5), 562-572 (2005).
- Wennström, J. L., Lindhe, J., Sinclair, F., Thilander, B. Some periodontal tissue reactions to orthodontic tooth movement in monkeys. Journal of Clinical Periodontology. 14 (3), 121-129 (1987).
- Ibrahim, A. Y., Gudhimella, S., Pandruvada, S. N., Huja, S. S. Resolving differences between animal models for expedited orthodontic tooth movement. Orthodontics & Craniofacial Research. 20, 72-76 (2017).
- Kirschneck, C., Bauer, M., Gubernator, J., Proof, P., Schröder, A. Comparative assessment of mouse models for experimental orthodontic tooth movement. Scientific Reports. 10 (1), 1-12 (2020).
- Ransom, R. C., et al. Mechanoresponsive stem cells acquire neural crest fate in jaw regeneration. Nature. 563 (7732), 514-521 (2018).
- Mardas, N., et al. Experimental model for bone regeneration in oral and cranio-maxillo-facial surgery. Journal of Investigative Surgery. 27 (1), 32-49 (2014).
