Name: Caratterizzazione metabolica di Polarized M1 e M2 macrofagi derivate dal midollo osseo Utilizzando analisi in tempo reale extracellulare Flux (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-11-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 45 s
Description: Scopri l'analisi del flusso extracellulare per caratterizzare il metabolismo dei macrofagi M1 e M2 polarizzati derivati dal midollo osseo. Questo metodo misura glicolisi e funzione mitocondriale in tempo reale.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Jan Van den Bossche ha ricevuto una borsa di studio Junior Postdoc dalla Netherlands Heart Foundation (2013T003) e una borsa di studio VENI da ZonMW (91615052). Menno de Winther è un ricercatore affermato della Netherlands Heart Foundation (2007T067), è supportato da una sovvenzione della Netherlands Heart Foundation (2010B022) e detiene una borsa di studio AMC. Ringraziamo anche il sostegno dell'Iniziativa olandese per la ricerca cardiovascolare, della Federazione olandese dei centri medici universitari, dell'Organizzazione olandese per la ricerca e lo sviluppo sanitario e dell'Accademia reale olandese delle scienze per il progetto GENIUS "Generazione dei migliori bersagli farmaceutici basati sull'evidenza per l'aterosclerosi" (CVON2011-19). Ringraziamo Seahorse Bioscience per aver reso possibile la pubblicazione ad accesso aperto. Gli autori ringraziano Riekelt Houtkooper e Vincent de Boer (Laboratory Genetic Metabolic Diseases, Academic Medical Center, Amsterdam, Paesi Bassi) per tutta l'assistenza fornita con l'analizzatore Seahorse.

1. I macrofagi coltura e polarizzante midollo osseo <ol><li> Day 0: femore e tibia Isolare ossa di 6-10 settimane di età i topi di interesse (C57Bl / 6 in questo test). </li><li> Rimuovere il tessuto muscolare dalle ossa e posto le ossa in un nove centimetri Petri-piatto pieno di ghiaccio freddo PBS. </li><li> Trasferire le ossa per un piatto di nove centimetri di Petri riempite con il 70% di etanolo e agitare leggermente la piastra per 30 sec. </li><li> Trasferire le ossa per un nuovo 9 centimetri piastra di Petri pieno di ghiaccio freddo PBS sterile. </li><li> Tagliare il femore e tibia ad entrambe le estremità con le forbici sterili. </li><li> Sciacquare le ossa con 10 ml di ghiacciata PBS sterile utilizzando una siringa da 10 ml e un ago 25 G. Raccogliere il midollo osseo in un tubo da 50 ml. </li><li> Trasferire le cellule del midollo osseo in un tubo da 50 ml con un ago 23 G. </li><li> Ripetere questa fase con un ago da 25 G. Nota: sono necessari Questi passaggi per eliminare grumi di cellule e residui ossei. </li><li> Centrifugare a 300 xg per 5 minuti a 4 ° C. </li><li> Eliminare il supernatant e risospendere le cellule in terreno 40 ml coltura cellulare (RPMI-1640 più 2 mM L-glutammina, 10% FCS, penicillina (100 U / ml), streptomicina (100 mcg / ml) e 15% filtrato L-929 cellule ( ATCC CCL-1) medium contenente -conditioned M-CSF (o in alternativa 10 ng / ml M-CSF ricombinante invece di L-929 a medio-cell condizionata). Nota: La generazione di medio-cell condizionata L-929 è stato dettagliato in precedenza in questa rivista nel 2013. 11 </li><li> Coltivare le cellule da un mouse a due 15 centimetri piastre di Petri (non utilizzare piastre di coltura trattata con cellule da macrofagi non si staccherà da questa plastica) in 20 ml di terreno di coltura per piastra in un 37 ° C, 5% CO 2 incubatore. </li><li> Aggiungere 10 ml fresco mezzo di coltura cellulare il giorno 3, senza rimuovere i 20 ml più vecchio mezzo di coltura cellulare. </li><li> Sostituire il vecchio mezzo di ogni piatto con 20 ml di terreno di coltura fresco il giorno 6. In questo modo, saranno rimosse le cellule non aderenti. </li><li> 8 ° giorno: <ol><li> Staccare le cellule incubando loro 5 min a 37 ° C in 10 ml di soluzione salina di citrato (cloruro di potassio 135 mM e 15 mM citrato di sodio in H 2 O, autoclavato) e lavare con 10 ml di PBS. Conte macrofagi osso maturo derivate dal midollo (BMDM) il giorno 8 con un contatore di cellule. </li><li> Verificare la formazione di una matura (CD11b + F4 / 80 +) BMDM mediante ispezione visiva o mediante citometria a flusso. Block 10 5 cellule con 1/100 anti-CD16 / CD32 in PBS per 20 minuti a 100 l di PBS, incubare con 1/200 anti-CD11b-FITC più 1/200 anti-F4 / 80-APC-Cy7 a temperatura ambiente, lavaggio e analizzare mediante citometria a flusso. Nota: i macrofagi derivate dal midollo osseo di topo Coltura è stato pubblicato in dettaglio in precedenza in questa rivista da Ying et al 11.. </li></ol></li><li> Seed 50.000 cellule (conta delle cellule ottimali devono essere ottimizzate) per bene in una micropiastra coltura cellulare in 100 microlitri terreno di coltura. Non seminare cellule in pozzi di correzione di fondo (A1, A12, H1, H12) e mettere a medio solo (non le cellule) in questi pozzi. Suggerimento: Tenere la pipetta in un angolo unincontro a metà strada lungo il lato dei pozzi per strato cellulare più omogeneo. </li><li> Permettono alle cellule di stabilirsi a temperatura ambiente in una cappa di coltura cellulare per 1 ora. Ciò promuoverà la distribuzione uniforme delle cellule e ridurre gli effetti di bordo. Monitorare l&#39;adesione utilizzando un microscopio e la cultura a 37 ° C, 5% CO 2 incubatore. </li><li> Tre ore dopo la placcatura, stimolare le cellule per 24 ore con 10 ng / ml LPS, o 20 ng / ml il mouse ricombinante IL-4 per generare M1 o M2 macrofagi, rispettivamente. Includere trattati naïve (M0) macrofagi come controllo. Valutare corretta M1 e M2 macrofagi polarizzazione misurando LPS-indotta secrezione di IL-6, IL-12, TNF (ELISA) e IL-4-indotta arginase-1 e / o MMR (CD206) e MGL (CD301) espressione di superficie (citometria a flusso) come descritto in precedenza 3,11. Nota: A questo punto, le cellule possono essere (pre) -treated con composti farmacologici di interesse o macrofagi possono essere stimolati con altri fattori. Dal momento che, la variazione tra pozzetti separati potrebbe essere substantial, è consigliabile utilizzare almeno 4 e idealmente 6 pozzetti per condizione. </li></ol> 2. Preparazione del saggio extracellulare Flux <ol><li> Idratare la cartuccia della sonda un giorno prima di eseguire il test: <ol><li> Posizionare la cartuccia della sonda a testa in giù accanto al piatto di utilità. </li><li> Riempire ciascun pozzetto della piastra di servizio con 200 ml di soluzione calibrante e abbassare la cartuccia del sensore sulla piastra utility immergendo i sensori nella soluzione calibrante. </li><li> Verificare il livello della soluzione calibrante è abbastanza alto per mantenere i sensori sommerse e posto in un non-CO 2 a 37 ° C incubatore O / N. </li></ol></li><li> Preparare terreno di coltura il giorno del test come segue: <ol><li> Caldo medio 50 ml XF di base a 37 ° C. </li><li> Aggiungere 500 microlitri 200 mm L-glutammina si porta sul 2 mM concentrazione finale. </li><li> Regolare il pH a 7,4 con NaOH 1 N e sterilizzare con un filtro da 0,2 micron e mantenere il terreno di coltura a 37 ° C. </li></ol></li><li> Rimuovere delicatamente il terreno di coltura cellulare dai macrofagi polarizzati e conservarlo a -20 ° C per un uso futuro (ad esempio ELISA esaminare corretto macrofagi polarizzazione). Lavare le cellule con 100 microlitri terreno di coltura, aggiungere 180 microlitri terreno di coltura per pozzetto e verificare sotto il microscopio che le cellule non sono state spazzate via. Posizionare la piastra di coltura cellulare in un 37 ° C incubatore senza CO 2 per 1 ora prima la sessione d&#39;analisi. </li><li> Preparare 10 x composto iniezione miscele A fino D come descritto in Tabella 1, riscaldare a 37 ° C, regolare il pH a 7,4 e filtro sterilizzare. <ol><li> Rendere tutti composti in queste miscele a 10 volte la concentrazione finale nei pozzetti di coltura cellulare e ottimizzare queste concentrazioni per ogni tipo di cellula. </li></ol></li><li> Caricare la cartuccia della sonda con le guide di carico forniti con volumi indicati (Tabella 1) dei preparati 10x miscele composte iniezione nei porti A, B, C e D, faucibusctively. </li></ol><table border="0"><tbody><tr><td> Miscela / Iniezione </td><td> Composti </td><td> Volume aggiunto per ottenere 10x miscela (ml) </td><td> Volume del dosaggio medio (ml) </td><td> Volume iniettato durante il funzionamento (ml) </td><td> Concentrazione finale nel saggio </td></tr><tr><td> UN </td><td> 2,5 M (45%) di glucosio </td><td> 300 </td><td> 2.7 </td><td> 20 </td><td> 25 MM </td></tr><tr><td> B </td><td> 5mM oligomicina A (OM) </td><td> 9 </td><td> 3.0 </td><td> 22 </td><td> 1.5 micron </td></tr><tr><td> C </td><td> 5 FCCP mM </td><td> 9 </td><td> 2.7 </td><td> 25 </td><td> 1.5 micron </td></tr><tr><td></td><td> Soluzione 100 mM sodio piruvato </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td> 1 mM </td></tr><tr><td> D </td><td> 5 mM Antimicina A (AA) </td&gt; <td> 15 </td><td> 3.0 </td><td> 28 </td><td> 2,5 micron </td></tr><tr><td></td><td> 5 rotenone mm (Rot) </td><td> 7.5 </td><td></td><td></td><td> 1.25 micron </td></tr></tbody></table> Tabella 1. miscele di iniezione. 3. Caratterizzazione bioenergetica di Polarized M1 e M2 BMDM utilizzando un extracellulare Flux Analyzer <ol><li> Creare un modello di test con la procedura guidata test con due minuti MIX e 3 volte minuti di misurare e (almeno) 3 misurazioni mix e dei tassi di cicli prima di ciascuno dei 4 iniezioni (Tabella 1) e dopo l&#39;ultima iniezione. Nota: Queste concentrazioni sono valide per i macrofagi del midollo osseo e RAW264.7 linee cellulari dei macrofagi, ma dovrebbe essere ottimizzato per ogni tipo di cellula. Aggiunta piruvato nella miscela FCCP è necessaria per alimentare la respirazione massima. </li><li> Inizia la corsa spingendo il fondo di avvio e seguire le istruzioni dell&#39;apparato. In primo luogo di carico della vetturaPiastra cartuccia con le sonde idratati per permettere la calibrazione da apparecchi e successivo carico la piastra di cella. </li><li> Dopo il test, scartare accuratamente tutto terreno di coltura e memorizzare la coltura cellulare analizzato micropiastra a -20 ° C per una futura normalizzazione cella utilizzando il kit di analisi proliferazione cellulare come descritto in dettaglio dal fornitore. <ol><li> Brevemente, preparare una memoria di cella-lisi 1x diluendo componente B 20 volte in acqua distillata e diluire composto A 400 volte nel tampone di lisi cellulare 1x. Aggiungere 200 ul per pozzetto, incubare 5 minuti a temperatura ambiente e misurare la fluorescenza con ~ 180 nm di eccitazione e ~ 520 massimi di emissione nm. Nota: Quando si lavora con le cellule non aderenti o scarsa aderenza è un problema, il kit di proliferazione cellulare diretto può essere usato come alternativa poiché questo protocollo non richiede scartando tutto terreno di coltura. Tuttavia, questo protocollo diretta è leggermente meno sensibile rispetto al protocollo utilizzato in questo laboratorio. </li></ol></li><li> Dopo la misurazione della fluorescenza, normalizzareil numero di cellule in ciascun pozzetto come rapporto in cui la conta cellulare media di tutti i pozzetti macrofagi naive è impostato a 1. Nota: Proteine ​​quantificazione (ad esempio utilizzando un test BCA) potrebbe essere usato come un modo alternativo per normalizzare le cellule conteggi. Tuttavia, nelle nostre mani questo saggio era meno sensibile rispetto al kit saggio di proliferazione cellulare. </li></ol>

<ol><li>Murray, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macrophage+activation+and+polarization%3A+nomenclature+and+experimental+guidelines%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Macrophage activation and polarization: nomenclature and experimental guidelines.</a> Immunity. 41, 14-20 (2014).</li>
<li>Hoeksema, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IFN+gamma+Priming+of+Macrophages+Represses+a+Part+of+the+Inflammatory+Program+and+Attenuates+Neutrophil+Recruitment%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">IFN gamma Priming of Macrophages Represses a Part of the Inflammatory Program and Attenuates Neutrophil Recruitment.</a> J Immunol. , (2015).</li>
<li>Vanden Bossche, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pivotal+Advance+Arginase+1+independent+polyamine+production+stimulates+the+expression+of+IL+4+induced+alternatively+activated+macrophage+markers+while+inhibiting+LPS-induced+expression+of+inflammatory+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+leukocyte+biology%22%5BJournal%5D)">Pivotal Advance Arginase 1 independent polyamine production stimulates the expression of IL 4 induced alternatively activated macrophage markers while inhibiting LPS-induced expression of inflammatory genes.</a> Journal of leukocyte biology. 91, 685-699 (2012).</li>
<li>Pearce, E. L., Pearce, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+pathways+in+immune+cell+activation+and+quiescence%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Metabolic pathways in immune cell activation and quiescence.</a> Immunity. 38, 633-643 (2013).</li>
<li>Yang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PKM2+regulates+the+Warburg+effect+and+promotes+HMGB1+release+in+sepsis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+communications%22%5BJournal%5D)">PKM2 regulates the Warburg effect and promotes HMGB1 release in sepsis.</a> Nature communications. 5, 4436(2014).</li>
<li>Freemerman, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+reprogramming+of+macrophages+glucose+transporter+1+%28GLUT1%29+mediated+glucose+metabolism+drives+a+proinflammatory+phenotype%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+biological+chemistry%22%5BJournal%5D)">Metabolic reprogramming of macrophages glucose transporter 1 (GLUT1) mediated glucose metabolism drives a proinflammatory phenotype.</a> The Journal of biological chemistry. 289, 7884-7896 (2014).</li>
<li>Tavakoli, S., Zamora, D., Ullevig, S., Asmis, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioenergetic+profiles+diverge+during+macrophage+polarization+implications+for+the+interpretation+of+18F+FDG+PET+imaging+of+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Nucl+Med%22%5BJournal%5D)">Bioenergetic profiles diverge during macrophage polarization implications for the interpretation of 18F FDG PET imaging of atherosclerosis.</a> J Nucl Med. 54, 1661-1667 (2013).</li>
<li>Vats, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxidative+metabolism+and+PGC+1beta+attenuate+macrophage+mediated+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+metabolism%22%5BJournal%5D)">Oxidative metabolism and PGC 1beta attenuate macrophage mediated inflammation.</a> Cell metabolism. 4, 13-24 (2006).</li>
<li>Huang, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+intrinsic+lysosomal+lipolysis+is+essential+for+alternative+activation+of+macrophages%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+immunology%22%5BJournal%5D)">Cell intrinsic lysosomal lipolysis is essential for alternative activation of macrophages.</a> Nature immunology. 15, 846-855 (2014).</li>
<li>Tannahill, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Succinate+is+an+inflammatory+signal+that+induces+IL+1beta+through+HIF+1alpha%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Succinate is an inflammatory signal that induces IL 1beta through HIF 1alpha.</a> Nature. 496, 238-242 (2013).</li>
<li>Ying, W., Cheruku, P. S., Bazer, F. W., Safe, S. H., Zhou, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigation+of+macrophage+polarization+using+bone+marrow+derived+macrophages%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Investigation of macrophage polarization using bone marrow derived macrophages.</a> J Vis Exp. (76), (2013).</li>
<li>Hoeksema, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+macrophage+Histone+deacetylase+3+stabilizes+atherosclerotic+lesions%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Targeting macrophage Histone deacetylase 3 stabilizes atherosclerotic lesions.</a> EMBO Mol Med. 6, 1124-1132 (2014).</li>
<li>Vanden Bossche, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alternatively+activated+macrophages+engage+in+homotypic+and+heterotypic+interactions+through+IL+4+and+polyamine+induced+E+cadherin+catenin+complexes%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Alternatively activated macrophages engage in homotypic and heterotypic interactions through IL 4 and polyamine induced E cadherin catenin complexes.</a> Blood. 114, 4664-4674 (2009).</li>
<li>Van den Bossche, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibiting+epigenetic+enzymes+to+improve+atherogenic+macrophage+functions%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Biophys+Res+Commun%22%5BJournal%5D)">Inhibiting epigenetic enzymes to improve atherogenic macrophage functions.</a> Biochem Biophys Res Commun. 455, 396-402 (2014).</li>
<li>Galvan Pena, S., O Neill, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+reprograming+in+macrophage+polarization%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+immunology%22%5BJournal%5D)">Metabolic reprograming in macrophage polarization.</a> Frontiers in immunology. 5, 420(2014).</li>
<li>Zhu, L., Zhao, Q., Yang, T., Ding, W., Zhao, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+metabolism+and+macrophage+functional+polarization%5BTitle%5D)+AND+%22International+reviews+of+immunology%22%5BJournal%5D)">Cellular metabolism and macrophage functional polarization.</a> International reviews of immunology. 34, 82-100 (2015).</li>
</ol>

Accesso gratuito a questo articolo è sponsorizzato da Seahorse Bioscience.

Lo scopo del nostro laboratorio è quello di capire come la polarizzazione e la funzione dei macrofagi possono essere influenzati con l&#39;obiettivo finale di migliorare il risultato di aterosclerosi e altre condizioni infiammatorie 12. Per valutare la polarizzazione dei macrofagi, si misura in genere i LPS (+ IFNγ) -indotta e IL-4-indotta espressione genica di M1 e M2 geni marcatori (qPCR), determina l&#39;IL-6, IL-12, TNF e NO secrezione (con ELISA e Griess reazione) ed esamina IL-4 indotta da CD71, espressione CD206, CD273 e CD301 superficie (mediante citometria di flusso) e arginasi attività di 3,13. Inoltre, saggi di apoptosi (di annessina-V / PI colorazione), saggi di fagocitosi (con perline fluorescenti di lattice e / o pHrodo E. coli) e saggi di formazione di cellule schiumose (da DII-oxLDL captazione, LipidTOX colorazione neutra lipidi) possono essere eseguite per valutare la funzionalità dei macrofagi 14. Inoltre, l&#39;analisi del flusso extracellulare può essere effettuata per misurare bioenergetica profili di mac polarizzatorophages come una nuova e alternativa di lettura funzionale. Questo manoscritto dimostra che la polarizzazione dei macrofagi induce riprogrammazione metabolica con macrofagi LPS-indotta di commutazione ad un aumento della glicolisi come fonte di energia. Viceversa, macrofagi M2 IL-4-indotti, usare la fosforilazione ossidativa mitocondriale come principale fonte di ATP. È importante sottolineare che, riprogrammazione metabolica non solo fornisce energia per le particolari esigenze di M1 e M2 macrofagi polarizzati. In effetti, i cambiamenti metabolici influito sulle concentrazioni del metabolita che sono regolatori diretti del macrofagi fenotipo 10,15,16. Quindi, il metabolismo dei macrofagi non è solo una caratteristica (come mostrato qui in figura 2), ma anche un pilota di diversi stati di polarizzazione dei macrofagi e questa nuova conoscenza ha sostenuto la rapida crescita del settore della ricerca immunometabolism durante l&#39;ultimo paio di anni. Tuttavia, le misure robuste di profili metabolici nella macrofagi rimasta difficile e avevano i loro limiti. In questo studio, un analizzatore flusso extracellulare viene applicato per misurare robusto glicolisi, riserva glicolitico, massima capacità glicolitica, acidificazione non glicolitico, basale e respirazione massima, la produzione di ATP, capacità respiratoria ricambio, perdita protonica e respirazione non mitocondriale in tempo reale in una quantità minima di macrofagi. Pertanto, abbiamo modificato e migliorato i protocolli del produttore come segue. La prova di stress Mito standard (# 103015-100) suggerisce di utilizzare media con glucosio e piruvato e un protocollo con 3 iniezioni (OM, FCCP, AA / Rot). Optiamo per avviare il test con glucosio / terreno privo di piruvato, aggiungere glucosio come prima iniezione nel canale A (come nella glicolisi Stress Test # 103.020-100) e aggiungere piruvato insieme sganciamento FCCP porta C. In questo modo , tutti i parametri glicolisi rilevanti derivano dalle misure ECAR 1-9 e tutte le informazioni utili su mitochondrifunzione al di misure OCR 4-15. Si noti che è fondamentale per iniettare piruvato insieme con FCCP per alimentare la respirazione massima su sganciamento. Prima di utilizzare questo protocollo combinato, si dovrebbe anche verificare che il 2-Deoxy-D-glucosio (2-DG) abbassa i livelli di ECAR dopo il test ai valori basali (1-3) e che i tassi di ECAR registrati 4-6 sono infatti dovuti a glicolisi. Inoltre, si dovrebbe comprendere che le concentrazioni composti e numero di cellule utilizzate in questo manoscritto sono valide per i macrofagi del midollo osseo e RAW264.7 linee cellulari dei macrofagi e dovrebbero essere ottimizzati per altri tipi di cellule. Inoltre, è da notare che M-CSF, che viene utilizzato per generare macrofagi del midollo osseo promuove un fenotipo antinfiammatorio M2-like. I risultati presentati dai macrofagi del midollo osseo possono quindi non essere pienamente comparabili a misurazioni con macrofagi del tessuto primario o macrofagi linee cellulari che non richiedono M-CSF durante Culturi celluleng. Rispetto ai metodi esistenti, questo protocollo richiede minime quantità di macrofagi e fornisce rapidamente quasi tutti caratteristiche cellulari metaboliche fondamentali. Ciò si traduce in cellule in eccedenza sufficiente per eseguire altri test immunologici e anche le cellule usate per la profilazione bioenergetica potrebbe ancora essere utilizzato per altri purposed dopo il test. Inoltre, la particolare disposizione della piastra 96 ​​e consente di valutare più condizioni in tempo reale allo stesso tempo. Tuttavia, la variazione tra singoli pozzetti può essere considerevole e quindi l&#39;uso di almeno 4 pozzi per condizione è spesso desiderato. Preso questa limitazione in considerazione, l&#39;analisi flusso extracellulare descritta consente comunque di eseguire più di 10 condizioni sperimentali (n = 6) in una sola volta, che è molto più rispetto alle tecniche tradizionali. Nel complesso, questo articolo fornisce un test funzionale semplice e riproducibile che consente di misurare tutto glicolisi pertinenti e param mitocondrialeetri a sottoinsiemi macrofagi polarizzati. Questa tecnica può servire come una domanda futura per valutare la funzione dei macrofagi e per valutare l&#39;effetto di manipolazioni distinti (ad esempio gene abbattere, nuovi farmaci, etc.) il (metabolica) fenotipo del macrofago. Come tale, i dati di flusso extracellulari possono essere utilizzati in combinazione con altri metodi per permettere caratterizzazione approfondita dello stato di attivazione dei macrofagi.

Mentre i macrofagi hanno un ruolo centrale in quasi tutte le malattie, i meccanismi molecolari che regolano la loro fenotipo non sono ancora completamente svelati. I macrofagi mostrano elevata eterogeneità e in risposta al microambiente adottare diversi fenotipi 1. LPS (+ IFNγ) indotta classicamente attivati ​​M1 o M (LPS) macrofagi favoriscono l&#39;infiammazione e proteggere l&#39;host contro diversi tipi di minacce microbiche 2. Altri usano IFNγ solo o in combinazione con TNF come stimoli per suscitare M1 polarizzazione. IL-4 e / o IL-13 induce l&#39;attivazione dei macrofagi alternativa e questi M2 o M (IL-4) cellule sono potenti soppressori e controller di risposte immunitarie in corso 3. Macrofagi polarizzati mostrano un regolamento distinto di metabolismo cellulare con macrofagi M1 LPS-attivati ​​subendo un interruttore metabolico a una maggiore glicolisi 4-6. Ossidazione degli acidi grassi al contrario, maggiore (FAO) e oxidativ mitocondrialee fosforilazione (OXPHOS) fornisce energia sostenuta IL-4-indotte macrofagi M2 7-9. Così, il metabolismo alterato non è solo una caratteristica di sottoinsiemi macrofagi polarizzati, è anche un prerequisito per una corretta polarizzazione e regolazione infiammatoria. È importante sottolineare che l&#39;inibizione della glicolisi o OXPHOS / FAO ha dimostrato di mettere in pericolo l&#39;attivazione M1 o M2, rispettivamente, 8,10. In quanto tale, individuando cambiamenti metabolici nei macrofagi potrebbe essere applicato come strumento per valutare il loro stato di polarizzazione e il potenziale infiammatorio. Un test che misura consistente metabolismo macrofagi potrebbe quindi essere utilizzato per prevedere se un farmaco, gene abbattere o altro trattamento colpisce macrofagi polarizzazione e la funzione. In questo video, un analizzatore di flusso extracellulare è utilizzato per caratterizzare i profili di bioenergetica di ingenui, M1 e M2 macrofagi. Dettagli Questo manoscritto un protocollo ottimizzato che consente la misurazionedi tutti i parametri rilevanti glicolisi (glicolisi, glicolisi massima e riserva glicolitico) e le caratteristiche della funzione mitocondriale (respirazione totale, basale respirazione mitocondriale, la produzione di ATP, di perdita di protoni, respirazione massima e la capacità respiratoria di scorta) in un unico dosaggio. Usando questa configurazione sperimentale, la bioenergetica possono essere confrontati tra controllo e &#39;alterato&#39; (ad es gene abbattere, sovraespressione transgenici o trattamento farmacologico) cellule.

<table><tbody><tr><td>Aghi 23G e 25G</td><td>Becton Dickinson</td><td>#300800 e #300600</td><td>Siringhe da 10 ml per midollo osseo lavato</td></tr><tr><td></td><td>Becton Dickinson</td><td>#307736</td> Per piastre di Petri <td>per midollo osseo</td></tr><tr><td></td><td>lavato Greiner</td><td>#639161</td><td>Per coltivare cellule di midollo osseo</td></tr><tr><td>Kit per il saggio di proliferazione cellulare CyQUANT&nbsp;</td><td>Sonde molecolari</td><td>#C7026</td><td>Per la quantificazione cellulare in un momento successivo (funziona solo per le cellule aderenti)</td></tr><tr><td>Kit per il saggio di proliferazione cellulare diretta CyQUANT&nbsp;</td><td>Sonde molecolari</td><td>#35011</td><td>Per la quantificazione cellulare immediatamente dopo il saggio (cellule non aderenti)</td></tr><tr><td>XFe96 micropiastra per colture cellulari</td><td>Cavalluccio marino</td><td>#101085-004</td><td>Piastra a 96 pozzetti in cui vengono coltivate le cellule e in cui viene eseguito il saggio</td></tr><tr><td>interleuchina-4 di topo ricombinante (IL-4)</td><td>Peprotech</td><td>#214-14-B</td><td>Utilizzato per indurre l'attivazione</td></tr> <tr><td>alternativa dei macrofagilipopolisaccaride (LPS)</td><td>Sigma</td><td>#L2637</td> Cartuccia sensore cavalluccio marino <td>con stimolo pro-infiammatorio</td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Seahorse Bioscience</td><td>#102416-100</td><td>Contiene le sonde per la misurazione di pH e O2</td></tr><tr><td>Seahorse XF Calibrant&nbsp;</td><td>Seahorse Bioscience</td><td>#100840-000</td><td>Necessario per idratare le sonde durante la notte&nbsp;</td></tr><tr><td>XF base media&nbsp;</td><td>Seahorse Bioscience</td><td>#102353-100</td><td>Terreno senza tampone che consente una misurazione efficiente delle variazioni di pH</td></tr><tr><td>L-glutammina</td><td>Life Technologies</td><td>#25030-081</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-Glucosio</td><td>Sigma</td><td>#G8769</td><td>Alimenta la glicolisi una volta aggiunta alle cellule</td></tr><tr><td>oligomicina A Sigma</td><td></td><td>#75351</td><td>Inibisce l'ATP sintasi mitocondriale</td></tr><tr><td>FCCP( Cianuro di carbonile 4-(trifluorometossi)fenilidrazone)</td><td>Sigma</td><td>#C2920</td><td>Separa la respirazione mitocondriale</td></tr><tr><td>100 mM Soluzione di piruvato di sodio</td><td>Lonza</td><td>#BE13-115E</td><td>Consente la massima respirazione mitocondriale senza la necessità di glicolisi</td></tr><tr><td>Antimicina A</td><td>Sigma</td><td>#BE13-115EA8674</td><td>Inibisce il complesso III dei mitocondri</td></tr><tr><td>Rotenone</td><td>Sigma</td><td>#BE13-115EA8674R8875</td><td>Inibisce il complesso I del mitocondri</td></tr><tr><td>Contatore di cellule Casy</td><td>Roche Diagnostics</td><td>#05 651 697 001</td><td>Strumento per contare le cellule</td></tr><tr><td>anti-CD16/CD32</td><td>eBioscience</td><td>#14-0161</td><td>Citometria a flusso a blocchi del recettore Fc</td></tr><tr><td>anti-F4/80-APC-eFluor780</td><td>eBioscience</td><td>#47-4801</td><td>Anticorpo per colorare i macrofagi</td></tr><tr><td>anti-CD11b-FITC</td><td>eBioscience</td><td>#11-0112</td><td>Anticorpo per colorare i macrofagi</td></tr></tbody></table>

caratterizzazione metabolica di polarized m1 e m2 macrofagi derivate dal midollo osseo utilizzando analisi in tempo reale extracellulare flux

Metabolic Characterization of Polarized M1 and M2 Bone Marrow-derived Macrophages Using Real-time Extracellular Flux Analysis

Le vie metaboliche specifiche sono sempre più riconosciute come caratteristiche critiche dei sottogruppi di macrofagi. Mentre i macrofagi M1 o M(LPS) classicamente attivati indotti da LPS sono pro-infiammatori, IL-4 induce un'attivazione alternativa dei macrofagi e questi cosiddetti M2 o M(IL-4) supportano la risoluzione dell'infiammazione e la guarigione delle ferite. Recenti evidenze mostrano il ruolo cruciale della riprogrammazione metabolica nella regolazione della polarizzazione dei macrofagi M1 e M2. 
In questo manoscritto, viene applicato un analizzatore di flusso extracellulare per valutare le caratteristiche metaboliche dei macrofagi naive, M1 e M2 polarizzati di topo derivati dal midollo osseo. Questo strumento utilizza sensori di pH e ossigeno per misurare il tasso di acidificazione extracellulare (ECAR) e il tasso di consumo di ossigeno (OCR), che possono essere correlati al metabolismo ossidativo glicolitico e mitocondriale. Pertanto, sia la glicolisi che il metabolismo ossidativo mitocondriale possono essere misurati in tempo reale in un unico test.
Utilizzando questa tecnica, dimostriamo qui che i macrofagi M1 infiammatori mostrano un metabolismo glicolitico potenziato e una ridotta attività mitocondriale. Al contrario, i macrofagi M2 antinfiammatori mostrano un'elevata fosforilazione ossidativa mitocondriale (OXPHOS) e sono caratterizzati da un'aumentata capacità respiratoria di riserva (SRC). 
Il test funzionale presentato funge da quadro di riferimento per studiare come particolari citochine, composti farmacologici, knock out genici o altri interventi influenzino il fenotipo metabolico e lo stato infiammatorio del macrofago.

Dopo aver terminato il flusso di test extracellulare e delle cellule quantificazione, i dati possono essere normalizzati per la conta delle cellule e analizzati. Questo sarà tipicamente resa ECAR e OCR trame come illustrato nella Figura 1A e 1B Figura. Dopo l&#39;iniezione di glucosio (A), l&#39;aumento ECAR rappresenta il tasso di glicolisi. L&#39;ulteriore aumento ECAR dopo inibizione ATP sintetasi con oligomicina (B) fornisce informazioni sulla riserva di glicolitico e capacità (Figura 1A). Analizzando i valori OCR, oligomicina iniezione (B) consente il calcolo del consumo di ossigeno utilizzato per la sintesi di ATP mitocondriale. FCCP (C) disaccoppia respirazione mitocondriale e le corrispondenti misure di OCR cedere dati sulla massima e la capacità respiratoria di riserva. Infine, l&#39;iniezione di rotenone (Rot) e antimicina A (AA) bloccano mitocondriale complesso I e III e l&#39;OCR residua rappresenta i contro di ossigeno non mitocondrialiumption (Figura 1B). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/53424/53424fig1.jpg" /> Figura 1: parametri metabolici derivati ​​da un test di flusso XF extracellulare. (A) A seguito parametri della glicolisi cellulare sono calcolati a partire dai valori ECAR (in mph / min): la glicolisi, la capacità massima glicolisi e riserva glicolitico. Misure (B) OCR (in pmoli / min) vengono utilizzati per calcolare i successivi parametri fondamentali della funzione mitocondriale: respirazione basale, la produzione di ATP, perdita protonica, massimo la respirazione e la capacità respiratoria di riserva. Gluc = glucosio; OM = oligomicina A; FCCP = carbonile cianuro 4- (trifluorometossi) fenilidrazone; AA = antimicina A; Rot = Rotenone <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53424/53424fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> Dopo la corsa, ECAR e OCR misurazioni 1 till 15 per ogni bene può essere esportato in Excel e seguenti parametri glicolitici può essere calcolata in base alle misurazioni ECAR come segue: Acidificazione non glicolitico = avg. ECAR (1,2,3) Glicolisi = avg. ECAR (4,5,6) - avg. ECAR (1,2,3) Il numero massimo glicolisi = avg. ECAR (7,8,9) - avg. ECAR (1,2,3) Riserva glicolitico = avg. ECAR (7,8,9) - avg. ECAR (4,5,6) Dai tassi OCR, le caratteristiche metaboliche successivi possono essere determinate: La respirazione non mitocondriale = avg. OCR (13,14,15) Respirazione basale = avg. OCR (4,5,6) - avg. OCR (13,14,15) La produzione di ATP = avg. OCR (4,5,6) - avg. OCR (7,8,9) Perdita Proton =avg. OCR (7,8,9) - avg. OCR (13,14,15) Respirazione massima = avg. OCR (10,11,12) - avg. OCR (13,14,15) Capacità respiratoria di ricambio (SRC) = avg. OCR (10,11,12) - avg. OCR (4,5,6) <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53424/53424fig2.jpg" /> Figura 2:. Caratteristiche del metabolismo degli ingenui (M0), LPS (M1) e IL-4- (M2) macrofagi polarizzati Per ogni misura, la media e l&#39;errore standard della media (SEM) di 8 singoli pozzi è presentato. (A) i tassi di acidificazione extracellulare (ECAR, in mph / min) e (B) Tassi consumo di ossigeno (OCR, in pmoli / min) sono misurati per differenziale polarizzato (M1 e M2) e macrofagi naïve (M0). Tutte le misurazioni sono stati normalizzati per la conta delle cellule (come misurato con CyQUANT) e la conta delle cellule media dei macrofagi ingenui è stato fissato a 1.iniezione A = glucosio; B = oligomicina; C = FCCP; D = A + antimicina rotenone. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53424/53424fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> Come mostrato in Figura 2A, l&#39;attivazione dei macrofagi con LPS induce aumento del metabolismo glicolitico. Le differenze tra LPS e macrofagi IL-4-trattati sono ancora più evidenti quando si guarda consumi ossigeno (OCR) in Figura 2B. Infatti, mentre il metabolismo ossidativo massima è altamente soppressa nel M (LPS), IL-4 induce la respirazione basale e soprattutto massima nei macrofagi M2. Si deve notare che l&#39;aumento della glicolisi è piuttosto unico di M (LPS) macrofagi e non è necessariamente una caratteristica di macrofagi M1 da M (IFNγ) macrofagi non visualizzano migliorare glicolisi. Nel complesso, questa analisi flusso extracellulare dimostra that IL-4-indotta macrofagi M2 sono caratterizzate da metabolismo ossidativo maggiore e soprattutto una elevata capacità respiratoria di riserva (SRC), mentre mostra LPS-attivati ​​macrofagi migliorato metabolismo glicolitico e non possiedono alcuna capacità respiratoria di riserva.

La riprogrammazione metabolica è una caratteristica e un prerequisito per la polarizzazione dei macrofagi M1 e M2. Questo manoscritto descrive un test per la misurazione dei parametri fondamentali della glicolisi e della funzione mitocondriale nei macrofagi derivati dal midollo osseo di topo. Questo strumento può essere applicato per studiare come particolari fattori influenzano il metabolismo e il fenotipo del macrofago.

Caratterizzazione metabolica di Polarized M1 e M2 macrofagi derivate dal midollo osseo Utilizzando analisi in tempo reale extracellulare Flux

Specific metabolic pathways are increasingly being recognized as critical hallmarks of macrophage subsets. While LPS-induced classically activated M1 or ...

L'obiettivo generale di questa analisi del flusso extracellulare è valutare le caratteristiche metaboliche dei macrofagi derivati dal midollo osseo polarizzati in fenotipo M1 naïve e M2. Questo metodo può fungere da schema per indagare in che modo specifiche citochine, composti o geni influenzano il fenotipo metabolico dei macrofagi. Il principale vantaggio di questa tecnica è che richiede solo una piccola quantità di macrofagi.Inoltre, misura tutti i parametri glicolitici e mitocondriali rilevanti in un singolo saggio. Sebbene questo metodo fornisca informazioni sul fenotipo metabolico dei macrofagi derivati dal midollo osseo, può essere applicato anche a tutti gli altri tipi di macrofagi o cellule immunitarie. Abbiamo avuto l'idea di pubblicare questo metodo su J poiché riceviamo frequentemente richieste da altri scienziati che chiedono assistenza per i loro saggi metabolici di flusso cellulare. All'ottavo giorno di coltura, verificare la presenza di macrofagi maturi mediante ispezione visiva e incubare i macrofagi maturi derivati dal midollo osseo in 10 millilitri di soluzione citrata per cinque minuti.37 gradi Celsius quando le cellule si sono staccate. Lavare la coltura con 10 millilitri di PBS e contare il numero di cellule vitali. Quindi seminare cinque volte 10 alla quarta cellule per pozzetto.In una piastra per coltura cellulare XFE 96, aggiungere 100 microlitri di mezzo di coltura per pozzetto, tenendo la pipetta inclinata a metà circa lungo il lato di ciascun pozzetto. Per distribuire le cellule, aggiungere solo mezzo nei pozzetti di correzione dello sfondo A1, A12, H1 e H12. Successivamente, lasciare sedimentare le cellule a temperatura ambiente in una cappa a flusso laminare per un'ora.Dopo aver confermato l'adesione della coltura, coltivare le cellule in un incubatore a 37 gradi Celsius con 5% di anidride carbonica. Tre ore dopo il seeding, stimolare da quattro a sei pozzetti di cellule per condizione, secondo necessità, per un periodo di 24 ore. Per polarizzare i macrofagi derivati dal midollo osseo il giorno precedente il saggio di flusso extracellulare, posizionare la cartuccia sensore capovolta accanto alla piastra di utilizzo e riempire ogni pozzetto della piastra con 200 microlitri di soluzione crin.Successivamente, abbassare la cartuccia del sensore sulla piastra di servizio per immergere i sensori nella soluzione di Cain e verificare che il livello della sol游戏副本ione di Cain sia sufficientemente alto da mantenere il sensore immerso. Quindi posizionare la cartuccia in un incubatore non contenente anidride carbonica a 37 gradi Celsius per tutta la notte. Il giorno successivo, rimuovere delicatamente il soprannatante dai macrofagi polarizzati e lavare le cellule con 100 microlitri di saggio appena preparato.Mezzo per pozzetto. Aggiungere 180 microlitri di mezzo saggio a ogni pozzetto e utilizzare il microscopio per verificare che le cellule non siano state asportate. Se le cellule sono ancora attaccate, posizionare la piastra nell'incubatore a 37 gradi Celsius senza anidride carbonica per un'ora prima dell'esecuzione del saggio, mentre le cellule sono in incubazione.Preparare 10 miscele di composti per iniezione come indicato nella tabella e riscaldare le miscele a 37 gradi Celsius. Caricare quindi la cartuccia del sensore con i volumi appropriati di composto nei punti A, B, C e D utilizzando le guide di caricamento fornite, al fine di caratterizzare la bioenergetica dei macrofagi polarizzati mediante saggio di flusso extracellulare. Utilizzare la procedura guidata del saggio per creare un modello di saggio con tempi di mescolamento di due minuti e di rilevamento di tre minuti, e almeno tre cicli di mescolamento e di misurazione della velocità prima di ciascuna delle quattro iniezioni e dopo l'ultima iniezione.Quindi avviare il saggio e seguire le istruzioni indicate dall'apparecchiatura. Caricare la piastra della cartuccia con le sonde idratate per consentire la calibrazione da parte dell'apparecchiatura e della piastra cellulare. Quando indicato, al termine del saggio, smaltire con attenzione tutto il mezzo di saggio e conservare la micropiastra di coltura cellulare analizzata a meno 20 gradi Celsius fino alla normalizzazione.Per normalizzare le cellule utilizzando il kit per il saggio di proliferazione cellulare, scongelare la piastra e incubare le cellule in 200 microlitri di tampone di lisi cellulare appena preparato per pozzetto per cinque minuti a temperatura ambiente. Infine, misurare la fluorescenza con un'eccitazione di circa 480 nanometri e un'emissione massima di circa 520 nanometri. Utilizzare le misurazioni di fluorescenza ottenute per calcolare il rapporto in cui il conteggio cellulare medio di tutti i pozzetti con macrofagi naïve è impostato a uno, quindi esportare questi rapporti nel software di analisi Seahorse Wave.Per normalizzare i dati, un saggio di flusso extracellulare fornisce tipicamente grafici del tasso di acidificazione extracellulare (ECAR) e del tasso di consumo di ossigeno (OCR), come mostrato in questa figura rappresentativa dopo l'iniezione di glucosio; l'aumento osservato nell'ECAR rappresenta il tasso di glicolisi. L'ulteriore aumento osservato nell'ECAR dopo l'inibizione della sintasi di ATP con oligomicina fornisce informazioni aggiuntive sulla riserva e capacità glicolitica. Nell'analisi dei valori di OCR, l'iniezione di rotenone e antimicina A permette di calcolare il consumo di ossigeno utilizzato per la sintesi mitocondriale di ATP, mentre il FCCP discoppia la respirazione mitocondriale.Le misurazioni OCR corrispondenti forniscono dati sulla capacità respiratoria massimale e quella di riserva; tuttavia, l'iniezione di rotenone e antimicina A blocca i complessi mitocondriali uno e tre, con l'OCR residuo che rappresenta il consumo di ossigeno non mitocondriale. L'attivazione dei macrofagi con LPS induce un aumento del metabolismo glicolitico. Le differenze tra i macrofagi trattati con LPS e quelli trattati con IL-4 diventano ancora più evidenti quando si osservano i tassi di consumo di ossigeno.Effettivamente, mentre il metabolismo ossidativo massimale è fortemente soppresso nei macrofagi trattati con LPS, l'IL-4 induce una marcata respirazione nei macrofagi di tipo M2. Una volta acquisita padronanza, il saggio di flusso extracellulare può essere completato in due ore se eseguito correttamente. Nel tentativo di eseguire questa procedura, è importante ricordare di iniettare vet insieme al FCCP per alimentare la respirazione massimale in seguito al disaccoppiamento.Dopo questa tecnica, possono essere eseguiti ulteriori saggi, come ELISA, per valutare un'efficiente polarizzazione dei macrofagi. Questa tecnica ha aperto la strada ai ricercatori del campo dell'immunologia per esplorare le caratteristiche metaboliche di un'ampia gamma di cellule immunitarie. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come eseguire un'analisi del flusso extracellulare per valutare il fenotipo metabolico dei macrofagi.

metabolic-characterization-polarized-m1-m2-bone-marrow-derived

Research

Ricerca

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia e Infezioni

L'articolo descrive un semplice facilmente...

Indagine di polarizzazione dei macrofagi Utilizzando Bone Marrow macrofagi derivati

Vi presentiamo un protocollo per ottenere le firme di proteomica dei macrofagi umani e da applicare per determinare l'impatto di un ambiente di ossigeno basso sulla polarizzazione del macrofago.

Analisi proteomica di polarizzazione di macrofago umano in un ambiente a basso tenore di ossigeno

Questo protocollo fornisce un metodo per studiare l'infezione da Mycobacterium tuberculosis nei macrofagi polarizzati M1 o M2 umani basati sulla differenziazione dei monociti del sangue periferico alle cellule simili a macrofagi che sono infettate dal ceppo virulento H37Rv etichettato GFP e analizzate con citometria a flusso utilizzando un pannello a 10 colori che include l'espressione di marcatori M1/M2 selezionati.

Polarizzazione delle cellule derivate da monociti umani M1 e M2 e analisi con citometria a flusso sull'infezione da tubercolosi del micobatterio

Il saggio del flusso metabolico cellulare in tempo reale misura il tasso di consumo di ossigeno e il tasso di acidificazione extracellulare, che corrisponde alla produzione di adenosina trifosfato mitocondriale e glicolitica, utilizzando sensori di pH e ossigeno. Il manoscritto spiega un metodo per comprendere lo stato energetico degli osteoblasti e la caratterizzazione e l'interpretazione dello stato bioenergetico cellulare.

Utilizzo dell'analizzatore di flusso metabolico cellulare in tempo reale per monitorare la bioenergetica degli osteoblasti

Descriviamo protocolli graduali che misurano la respirazione mitocondriale di neutrofili di topo e umani e cellule HL60 utilizzando l'analizzatore di flusso extracellulare metabolico.

Misurazione in tempo reale del profilo bioenergetico mitocondriale dei neutrofili

Qui, presentiamo un protocollo dettagliato per valutare il potenziale immunomodulatorio delle superfici implantari in vitro, con l'obiettivo di migliorare l'affidabilità e la riproducibilità dei protocolli attuali e promuovere ulteriori ricerche. I profili delle citochine secretorie, l'espressione dell'mRNA e i marcatori della superficie cellulare sono stati monitorati utilizzando macrofagi derivati da monociti nel sangue per studiare la polarizzazione dei macrofagi coltivata sul titanio.

Polarizzazione e caratterizzazione di macrofagi derivati da monociti umani M1 e M2 su superfici implantari 

Qui, descriviamo in dettaglio i metodi per estrarre i macrofagi dal midollo osseo, dalla milza e dal cuore infartuato e successivamente valutare il flusso metabolico nelle cellule vive.

Analisi del flusso metabolico ex vivo nei macrofagi splenici e cardiaci e nei monociti del midollo osseo

Utilizzando un modello ex vivo di espianti, piccoli pezzi della porzione rostrale del tessuto adiposo bianco viscerale di topi magri vengono coltivati per 7–10 giorni, permettendo l'induzione e lo studio dell'infiammazione del tessuto adiposo durante l'alimentazione ricca di grassi.

Un modello topino ex vivo per l'infiammazione del tessuto adiposo ad alto contenuto di grassi

Toxoplasma gondii converte in una forma cisti in risposta a stress ambientali, che può essere imitato in modelli di colture di tessuti. Questo video mostra le tecniche per esaminare la formazione di cisti muro attivando midollo osseo macrofagi o modificare il pH medio di crescita in cellule di fibroblasti.

Toxoplasma gondii parete formazione di cisti in attivo dal midollo osseo macrofagi e condizioni Bradyzoite

I macrofagi sono da tempo riconosciuti come una componente critica delle risposte immunitarie innate e adattative. La recente esplosione di conoscenze relative agli aspetti evolutivi, genetici e biochimici dell'interazione tra macrofagi e microbi ha rinnovato l'attenzione scientifica ai macrofagi. Questo articolo descrive un metodo per differenziare macrofagi da midollo osseo di topo.

Derivate dal midollo osseo macrofagi Production

Scopri l'analisi del flusso extracellulare per caratterizzare il metabolismo dei macrofagi M1 e M2 polarizzati derivati dal midollo osseo. Questo metodo misura glicolisi e funzione mitocondriale in tempo reale.

Caratterizzazione metabolica di Polarized M1 e M2 macrofagi derivate dal midollo osseo Utilizzando analisi in tempo reale extracellulare Flux (Video) | JoVE Journal

Caratterizzazione metabolica di Polarized M1 e M2 macrofagi derivate dal midollo osseo Utilizzando analisi in tempo reale extracellulare Flux

Esplora altri video