Name: Visualizzazione Frequenza Stromule con microscopia a fluorescenza (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 27 s
Description: Scopri come visualizzare la frequenza degli stromuli nei cloroplasti di Nicotiana benthamiana usando la microscopia confocale a fluorescenza. Questo metodo fornisce dati riproducibili sulla dinamica cellulare.

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J.O.B. e A.M.R. sono stati supportati da borse di studio pre-dottorato della National Science Foundation.

NOTA: per questo protocollo, si sono concentrati sulla analizzando frequenza stromule nell&#39;epidermide di N. benthamiana lascia. Diverse linee transgeniche stabili sono stati generati che può essere utilizzato per questo scopo, tra cui 35S PRO: FNRtp: EGFP 13 e NRIP1: Cerulean 6. Entrambe queste linee mostrano robusta espressione di fluorofori nello stroma dei cloroplasti delle foglie cresciute in un&#39;ampia gamma di condizioni. In alternativa, fluorofori cloroplasti mirati possono essere transitoriamente espressi in N. benthamiana utilizzando Agrobacterium trasformazioni 13. Questo è meno ideale che le linee transgeniche, dal momento che le infiltrazioni tumefaciens inducono alcune risposte di difesa basali in N. benthamiana e le interazioni con Agrobacterium possono alterare la frequenza stromule nella foglia 14, potenzialmente complicando l&#39;interpretazione dei risultati. Infine, di visualizzare formazione stromule in vitro,cloroplasti possono essere estratti da tutte le specie vegetali, utilizzando sia fluorofori geneticamente codificati o un colorante fluorescente, come descritto nella sezione 5 di seguito. 9,15 NOTA:. Metodi dettagliati per la coltivazione delle piante sono stati precedentemente descritti 16 In breve, crescere N. piante benthamiana in 4 vasi &quot;riempite con qualsiasi miscela di suolo professionale che fornisce un buon drenaggio. Rivestimento piantine con una cupola di plastica per i primi 10-14 giorni di tempo per fornire un ambiente umido per la germinazione. aggiungere qualsiasi combinazione di fertilizzanti di serie seguendo le istruzioni del produttore per 14- giorno-vecchi impianti. crescere le piante sotto la luce bianca, con ~ 100 micromol fotoni m -2 sec -1 intensità della luce. piante acquatiche regolarmente. 1. Preparazione campioni di foglie per la visualizzazione NOTA: le dinamiche Stromule sono influenzati da ferendo 8, in modo preparazione dei tessuti deve essere condotta immediatamente prima della visualizzazione stromules mediante microscopia confocale. Idealmente, un campione deve essere visualizzato con 15 min dopo la rimozione dalla pianta. <ol><li> Tagliare una piccola sezione della foglia con una lama di rasoio molto tagliente. Utilizzare sempre la stessa regione della foglia di coerenza, ed essere certi di visualizzare la stessa superficie (adaxial o abaxial) in tutti gli esperimenti. </li><li> Subito dopo il taglio della sezione di foglia, immergere la sezione foglia in una siringa da 5 ml senza ago riempita con acqua, rimuovere l&#39;aria dalla siringa, e applicare un vuoto coprendo l&#39;orifizio siringa con un dito e tirando lo stantuffo. <ol><li> Rilasciare lo stantuffo delicatamente per evitare di danneggiare la sezione di foglia. Ripetere questo due o tre volte, o fino a quando la maggior parte dell&#39;aria è stato rimosso e la foglia sembra essere verde intenso. NOTA: Questo passaggio rimuove l&#39;aria nella foglia che può interferire con accurata visualizzazione dei stromules. </li></ol></li><li> Aggiungere una goccia d&#39;acqua su un vetrino e posizionare la sezione foglia su questo calo. Quindi, aggiungere un altro drop di acqua all&#39;inizio della foglia, e posizionare un vetrino sulla foglia. Se ci sono bolle d&#39;aria, toccare delicatamente il vetrino fino a quando non vengono rimossi. Il vetrino è ora pronto per la microscopia, e dovrebbe essere visualizzato immediatamente. </li></ol> 2. Visualizing Stromules con confocale microscopia a fluorescenza <ol><li> Con luce trasmessa, concentrarsi su un campo di vista vicino al centro della sezione del foglio (lontano dalle cellule danneggiate dalla lama di rasoio). Utilizzare un obiettivo 20X modo che molti cloroplasti possono essere visualizzate contemporaneamente. Salvare un&#39;immagine con luce trasmessa in modo che i tipi di cellule possono essere distinti in seguito, se necessario. </li><li> Commutare la sorgente di illuminazione a un laser con opportuni filtri di eccitazione ed emissione per il fluoroforo utilizzato. Ad esempio, eccitare GFP con un laser 488 nm e raccogliere emissioni tra 500 nm e 525 nm. <ol><li> Utilizzando il software del microscopio, selezionare il canale GFP e fare clic per regolare l&#39;apertura a foro stenopeico al 1 Aiunità ry. Selezionare scansione laser, per avviare la visualizzazione del campione, e quindi fare clic sul canale GFP per regolare l&#39;intensità del laser e il guadagno del rivelatore per ridurre al minimo la potenza del laser, mentre ancora la visualizzazione chiaramente stromules. Una volta che queste impostazioni sono state determinate, tenerli il più coerente possibile in tutti gli esperimenti. </li></ol></li><li> Preparare un esperimento impili z che raccoglierà una serie di immagini attraverso l&#39;epidermide foglia nel campo visivo. <ol><li> Per la z impili, includere tutti cloroplasti epidermiche nel campo di vista per evitare distorsioni (per esempio, se cloroplasti vicino alla superficie del foglio hanno più stromules in condizioni testate). </li><li> Prendere immagini a l&#39;intervallo massimo possibile che includerà tutti stromules ma ridurre al minimo il tempo necessario per una z impili. Ad esempio, se 1 unità Airy è equivalente ad una sezione confocale a fuoco che è 2 micron profondo, riprendere un&#39;immagine ogni 2 micron è probabile ideale. NOTA: Il epidermi foglias è una superficie irregolare, per cui la profondità totale del z impili varierà a seconda del campione; la maggior parte -Pile z richiederanno 10-20 immagini, ma possono includere più. </li><li> Regolare la velocità di scansione e risoluzione dell&#39;immagine come necessario per assicurarsi che la z impili viene raccolto rapidamente (tipicamente entro 5-10 min, se possibile). Salvare la z impili per una successiva analisi. </li></ol></li></ol> Processing 3. Immagine <ol><li> Determinare la frequenza stromule utilizzando qualsiasi software di analisi delle immagini. Per questo protocollo, si consiglia di utilizzare ImageJ, che è a disposizione del pubblico dal National Institutes of Health (http://imagej.nih.gov/ij/), o l&#39;aggiornamento popolare di ImageJ, Fiji (http://fiji.sc / Fiji). </li><li> Unire la z impili in un&#39;unica immagine utilizzando la sporgenza massima intensità nel software. </li><li> Identificare e contare manualmente tutti i cloroplasti nell&#39;immagine. </li><li> Per ogni cloroplasto, determinare visivamente se uno o più stromulessono visti che si estende dal cloroplasto in immagine z unito impili. Per esempi, vedi Figura 1. NOTA: Poiché le funzioni biologiche di stromules non sono noti, ogni, stroma-riempite, prolungamento tubolare sottile dal cloroplasto può essere considerato un &quot;stromule&quot;, indipendentemente dalla lunghezza. Come regola generale, un&#39;estensione stroma-riempita dal cloroplasto è un stromule se è inferiore a circa 1 micron di diametro lungo la maggior parte della sua lunghezza 7. Assicurarsi che una persona analizza tutte le immagini per controllare le differenze soggettive nel determinare se un cloroplasto ha un stromule. Un secondo ricercatore deve verificare in modo indipendente le frequenze stromule per ridurre ulteriormente pregiudizi soggettivi. </li></ol> 4. Disegno sperimentale e campionamento NOTA: Stromule frequenza è molto variabile tra le foglie, ma diversi rapporti suggeriscono che c&#39;è una piccola variazione nella frequenza stromule all&#39;interno di un individuale 9,17 foglia. <ol><li> Calcolare la frequenza foglio stromule da un unico campo di vista di una foglia. Eliminare la foglia, e considerare questo un campione indipendente. Non considerare campi separati di vista da una foglia come campioni indipendenti. NOTA: Non vi è ampio consenso sul modo migliore di misurare le variazioni nell&#39;attività stromule, e fino a quando la funzione di stromules è più chiaramente definito, i ricercatori dovrebbero continuare ad essere creativi nel quantificare la dinamica stromule. Per fare un confronto tra letteratura, tuttavia, norme comuni di segnalazione devono essere utilizzati in aggiunta agli approcci più creativi. Come minimo, segnalare sempre la frequenza di cloroplasti che hanno uno o più stromules. </li><li> Determinare la frequenza dei cloroplasti che hanno stromules in un campo di vista. Utilizzare ImageJ per identificare tutti i cloroplasti in un campo di vista. Quindi, per ogni cloroplasto, determinare se il cloroplasto è formato almeno un stromule. Rapporto frequenza stromule come Percentage di cloroplasti con stromule. NOTA: Alcuni ricercatori trasformano la percentuale, per esempio con la trasformazione arcoseno, prima di riportare le frequenze stromule; Anche se questa è una opzione per l&#39;analisi statistica, l&#39;arcoseno di frequenza di stromule non è un valore intuitivo, e non ha bisogno di essere riportato nel testo principale o figure di uno studio. <ol><li> Come approccio alternativo, contare il numero totale di stromules, e dividerlo per il numero totale di cloroplasti. NOTA: Nella maggior parte dei casi, questo produrrà risultati simili per avvicinarsi 4.2; può sovrastimare la frequenza stromule, tuttavia, se un solo cloroplasto ha formato molti stromules. Nell&#39;esempio mostrato in risultati rappresentativi, ad esempio, diversi cloroplasti hanno due o più stromules, aumentando il numero di stromules per cloroplasto al 40/87 (rispetto a una frequenza stromule di 33/87). </li><li> In alternativa, determinare la lunghezza stromule anziché frequenza stromule. La lunghezza può essere misuratain ImageJ tracciando il stromule con lo strumento linea a mano libera. NOTA: Dal momento che il ruolo biologico di stromules rimane sconosciuta, non è chiaro che la lunghezza stromule colpisce la loro funzione. Relazione significative differenze di lunghezza stromule se osservati, ma inoltre segnalare le frequenze stromule (come descritto in 4.2). NOTA: la frequenza Stromule può essere molto variabile tra le foglie diverse alle stesse condizioni di crescita. Pertanto, anche se la determinazione della frequenza stromule può richiedere molto tempo, gli esperimenti devono essere attentamente progettati per includere campioni di grandi dimensioni. Utilizzando set di dati dal nostro laboratorio, abbiamo determinato che un campione di almeno 16 piante per ogni trattamento è di solito sufficientemente potente per determinare se vi è una differenza statisticamente significativa di almeno una variazione di 1,5 volte in frequenza stromule tra due condizioni (con il campione α = 0.05 e β = 0,80). </li></ol></li><li> L&#39;analisi statistica dei risultati. <ol><li> Per confrontare il meun frequenze stromule di due trattamenti, utilizzare il test t di Welch (noto anche come il test t test o t heteroscedastic supponendo che la varianza disuguale). NOTA: Questo test non è potente come test t di Student convenzionale, ma il test t di Welch è vantaggioso perché non si assume che la varianza nella distribuzione di frequenza stromule è simile tra i trattamenti. NOTA: Dal momento che la frequenza stromule è una &quot;proporzione&quot;, la sua distribuzione campionaria è previsto per essere binomio più che normale, che potrebbero analisi statistiche teoricamente skew se le dimensioni del campione sono molto bassi o se la frequenza stromule è molto basso (vicino allo 0%) o molto alta (vicina al 100%). Alcuni report hanno usato trasformazioni arcoseno prima analisi statistiche, che ha lo scopo di trasformare una distribuzione binomiale di una distribuzione normale, e, quindi, di soddisfare i requisiti standard di test t di Student o ANOVA. In pratica, tuttavia, untrasformazioni rcsine hanno poco o nessun effetto sulla analisi statistica, e pertanto non sono raccomandati. Invece, ripetere gli esperimenti di aumentare la dimensione del campione, che consentirà di aumentare la potenza statistica e ridurre gli errori di interpretazione dei dati. </li><li> Qualunque sia l&#39;approccio statistico utilizzato, assicurarsi di segnalare con attenzione la strategia di campionamento, la dimensione del campione, test statistico, e il valore di p per ogni esperimento. NOTA: Come con altri campi della biologia, un valore di p inferiore a 0,05 può essere considerato &quot;statisticamente significativo&quot;, anche se i ricercatori dovrebbero certamente riportare il valore p preciso ottenuto. Se p è leggermente superiore a 0.05, aumentando la dimensione del campione con due o tre esperimenti possono aiutare a chiarire se la differenza osservata è riproducibile e statisticamente significativa. </li></ol></li></ol> 5. Estrazione cloroplasti Intact di visualizzare Stromule Dynamics NOTA: Diversi metodisono stati utilizzati per isolare cloroplasti da foglie, comprendente un protocollo leggermente diverso in un recente studio sulla formazione stromule in vitro 15. Il protocollo descritto di seguito utilizza un metodo relativamente semplice che non cede campioni cloroplasti biochimicamente puri, ma ha invece isolare una grande quantità di intatte, cloroplasti sani 9,18. <ol><li> Preparare tampone di estrazione a freddo: 50 mm Hepes NaOH, 330 mm sorbitolo, 2 mM EDTA, 1,0 mm MgCl 2 e 1,0 mm MnCl 2. Regolare il pH a 6,9 con NaOH e HCl, e conservare in frigorifero prima dell&#39;uso. NOTA: Anche se non è necessario, utilizzando tamponi freddi e mantenere i campioni in ghiaccio, quando possibile, produrrà una percentuale maggiore di cloroplasti intatti. </li><li> Preparare buffer di isolamento: 50 mm Hepes NaOH, 330 mm sorbitolo, 2 mM EDTA, 1,0 mm MnCl 2, 1,0 mm MgCl2, 10 mM KCl, e 1,0 mm di NaCl. Regolare il pH a 7,6 con NaOH e HCl e conservare in frigorifero prima dell&#39;uso. </li><li> Se le foglie non sonoesprimendo un fluoroforo stromale geneticamente codificato, preparare carboxyfluorescein diacetato soluzione (CFDA): Soluzione 50 mM CFDA in dimetilsolfossido (DMSO) (2,3 mg CFDA per 1,0 ml DMSO). NOTA: L&#39;esatta concentrazione non è critica. Mantenere CFDA magazzino al buio in ogni momento. Conservare piccole aliquote di 50 mm CFDA a -20 ° C. </li><li> Per isolare cloroplasti, rimuovere ~ 5-10 g di foglie di diverse piante e sciacquare brevemente in acqua fredda. Trasferire immediatamente a 50 ml tampone di estrazione a freddo. foglie Grind utilizzando un frullatore con diversi impulsi brevi. Filtrare su due o tre strati di garza per rimuovere i detriti foglia, dividere i cloroplasti estratti in due 50 ml provette da centrifuga e centrifugare per 1 min a 750 x g. </li><li> Eliminare il surnatante e risospendere le cloroplasti verdi nel buffer di isolamento 10 ml. Centrifugare ancora per 1 min a 750 xg, scartare il surnatante e cloroplasti risospendere in tampone isolamento per portare il volume finale a 5 ml. </li><li> Trasferimento 201, l dei cloroplasti a una diapositiva, coprire con un vetrino, e cominciare la microscopia. NOTA: cloroplasti da piante transgeniche che esprimono proteine ​​fluorescenti plastid mirati sono ora pronti per la visualizzazione al microscopio a fluorescenza confocale. </li><li> Stain cloroplasti da piante che non esprimono proteine ​​fluorescenti plastid mirati di visualizzare stromules. <ol><li> Aggiungere 5 ml di 50 mm CFDA magazzino alle 5 ml cloroplasti-sospese in un tampone di isolamento. Portare la concentrazione finale di 50 mM. </li><li> Consentire cloroplasti di incubare per 5 minuti, e poi trasferire una piccola aliquota (~ 50 ml) a una diapositiva, coprire con un vetrino, e cominciano la microscopia. </li><li> Utilizzare un set di filtri FITC o GFP. Utilizzare un obiettivo 20X di visualizzare molti cloroplasti simultaneamente, o un obiettivo più alto di visualizzare un unico cloroplasto isolato. NOTA: CFDA sarà fluorescenza all&#39;interno dello stroma dei cloroplasti intatti. </li><li> Se vi è una forte fluorescenza di fondo, lavare il chloroplasts di nuovo in 10 ml di tampone di isolamento dopo la 5 min incubazione con CFDA, centrifugare per 1 min a 750 xg, scartare il surnatante, e risospendere in 5 ml di tampone di isolamento. </li></ol></li></ol>

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Quando si indaga stromules, tre importanti fattori devono essere considerati durante: (i) la manipolazione del tessuto vegetale deve essere ridotto al minimo, (ii) il sistema sperimentale deve essere mantenuta costante, e (iii) le strategie di campionamento deve essere attentamente pianificata per garantire robusta, i dati vengono analizzati riproducibili. Stromules sono molto dinamici: possono estendere e ritrarre velocemente davanti agli occhi di un osservatore al microscopio. Inoltre, la ...

I cloroplasti sono organelli dinamici nelle cellule vegetali responsabili della fotosintesi e di una miriade di altri processi metabolici. Anche le vie di segnalazione del cloroplasto esercitano un'influenza significativa sulla fisiologia e sullo sviluppo delle piante, coordinando le risposte delle piante allo stress ambientale, ai patogeni e persino alla forma delle foglie1-6. Recentemente, i biologi si sono interessati a un aspetto poco compreso della struttura dei cloroplasti: gli stromuli, tubuli molto sottili pieni di stroma che si estendono dalla superficie del cloroplasto7.
Le funzioni biologiche degli stromuli rimangono sconosciute, anche se è noto che la frequenza degli stromuli varia in risposta agli stimoli ambientali7-9, e gli stromuli possono essere in grado di trasmettere molecole di segnalazione tra gli organelli6. Tutti i tipi di plastidi (non solo i cloroplasti fotosintetici verdi, ma anche i leucoplasti chiari, gli amiloplasti pieni di amido e i cromoplasti pigmentati, per citare alcuni tipi di plastidi) producono stromuli e gli stromuli si trovano in tutte le specie di piante terrestri che sono state esaminate fino ad oggi. Gli stromuli possono estendersi e ritrarsi dinamicamente, apparendo o scomparendo in pochi secondi, oppure possono rimanere relativamente fermi per lunghi periodi. Uno dei principali ostacoli che i biologi degli stromuli devono affrontare è che gli stromuli sono spesso studiati utilizzando metodi, tessuti e specie drammaticamente diversi, rendendo difficile il confronto tra la letteratura sulla biologia degli stromuli. In futuro, le pratiche standard e le descrizioni approfondite dei sistemi sperimentali utilizzati per studiare gli stromuli saranno fondamentali per scoprire la funzione di queste caratteristiche onnipresenti della morfologia dei cloroplasti.
Qui descriviamo i metodi per visualizzare la formazione di stromuli nei cloroplasti epidermici delle foglie di Nicotiana benthamiana. Nel mesofillo, i cloroplasti sono densamente impacchettati in grandi cellule tridimensionali, il che rende difficile visualizzare in modo accurato e rapido gli stromuli mediante microscopia confocale. Al contrario, le cellule epidermiche sono relativamente piatte, contengono meno cloroplasti e si trovano sulla superficie della foglia, consentendo una visualizzazione facile e rapida degli stromuli. N. benthamiana è un sistema modello ideale per questi esperimenti perché, a differenza di molte specie vegetali, tutte le cellule dell'epidermide di N. benthamiana producono cloroplasti10. Nell'epidermide della maggior parte delle piante, tra cui l'Arabidopsis thaliana, solo le cellule di guardia stomatiche hanno cloroplasti, mentre altre cellule epidermiche hanno "leucoplasti", plastidi chiari, relativamente amorfi e non fotosintetici9,11,12. Così, mentre un singolo campo visivo di un'epidermide di A. thaliana potrebbe mostrare solo una manciata di cloroplasti in una coppia di cellule di guardia, un campo visivo di un'epidermide di N. benthamiana includerà dozzine o addirittura centinaia di cloroplasti. Tutti i metodi qui descritti, tuttavia, possono essere modificati per indagare altre questioni nella biologia degli stromuli; ad esempio, abbiamo utilizzato lo stesso approccio per studiare gli stromuli leucoplasti di A. thaliana9.

<table><tbody><tr><td>Hepes</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Fischer-Scientific</td><td>S320-1</td><td></td></tr><tr><td>Sorbitolo</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S1876</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Fischer-Biotech</td><td>BP121</td><td></td></tr><tr><td>MnCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>221279</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M0250</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3911</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9625</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio confocale a scansione laser&nbsp;</td><td>Carl Zeiss Inc</td><td>Modello: LSM710</td><td></td></tr><tr><td>Diacetato di carbossifluoresceina (CFDA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>21879&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Dimetil solfossido (DMSO)</td><td>EMD</td><td>MX1458-6</td><td></td></tr><tr><td>Frullatore Waring</td><td>Waring&nbsp;</td><td>Modello: 31BL92</td><td></td></tr><tr><td>Fiji</td><td>fiji.sc</td><td></td><td>Software open-source per l'analisi di immagini biologiche</td></tr></tbody></table>

visualizzazione frequenza stromule con microscopia a fluorescenza

Visualizing Stromule Frequency with Fluorescence Microscopy

Gli stromuli, o "tubuli pieni di stroma", sono strette estensioni tubolari dalla superficie del cloroplasto che sono universalmente osservate nelle cellule vegetali ma le cui funzioni rimangono misteriose. Oltre alla crescente attenzione sul ruolo dei cloroplasti nel coordinare le risposte delle piante allo stress, l'interesse per gli stromuli e la loro relazione con le dinamiche di segnalazione dei cloroplasti è aumentato negli ultimi anni, aiutato dai progressi nella microscopia a fluorescenza e nei fluorofori proteici che consentono una visualizzazione rapida e accurata della dinamica degli stromuli. Qui, forniamo protocolli dettagliati per saggiare la frequenza degli stromuli nei cloroplasti epidermici di Nicotiana benthamiana, un eccellente sistema modello per studiare la biologia degli stromuli dei cloroplasti. Forniamo anche metodi per visualizzare gli stromuli dei cloroplasti in vitro estraendo i cloroplasti dalle foglie. Infine, delineiamo strategie di campionamento e approcci statistici per analizzare le differenze nelle frequenze degli stromuli in risposta a stimoli, come stress ambientale, trattamenti chimici o silenziamento genico. I ricercatori possono utilizzare questi protocolli come punto di partenza per sviluppare nuovi metodi per esperimenti innovativi per esplorare come e perché i cloroplasti producono stromuli.

Questo protocollo è stato utilizzato per visualizzare la frequenza stromule di giorno e di notte nei cotiledoni di giovane N. piantine benthamiana. Fette da una pila Z sono state fuse in un&#39;unica immagine (Figura 1A). Per scopi visivi, che l&#39;immagine è stata poi desaturata e invertito in modo che appare stroma nero (Figura 1B). I cloroplasti sono stati etichettati o come non avere stromules (asterisco verde) o che hanno...

Vengono descritti i protocolli per studiare la dinamica degli stromuli dei cloroplasti, i tubuli pieni di stroma che si estendono dalla superficie dei cloroplasti.

Visualizzazione Frequenza Stromule con microscopia a fluorescenza

Stromules, or "stroma-filled tubules", are narrow, tubular extensions from the surface of the chloroplast that are universally observed in plant cells but ...

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di visualizzare e determinare la frequenza delle stromule mediante microscopia a fluorescenza confocale su cellule vive all'interno delle foglie e di osservare le stromule in vitro utilizzando cloroplasti estratti da foglie. Questi metodi sperimentali possono contribuire a rispondere a domande fondamentali nella biologia cellulare vegetale e nella ricerca sui cloroplasti, scoprendo come funzionano le stromule. Il principale vantaggio di queste tecniche consiste nella capacità di produrre dati riproducibili e robusti, anche per strutture cloroplastidiali altamente dinamiche come queste.L'idea per lo studio sull'isolamento dei cloroplasti è nata dal fatto che alcune ricerche suggerivano che la formazione dei stromuli richiedesse strutture citoplasmatiche, come il citoscheletro, per svilupparsi. Abbiamo quindi deciso di omogeneizzare la cellula e verificare se i stromuli potessero formarsi comunque. Per preparare i campioni di foglia, iniziare utilizzando una lametta molto affilata per tagliare una piccola sezione di una foglia di Nicotiana benthamiana.Immediatamente dopo aver tagliato la sezione della foglia, immergerla in una siringa da cinque millilitri riempita d'acqua. Successivamente, rimuovere l'aria dalla siringa ed applicare un vuoto coprendo con un dito l'orifizio della siringa, quindi tirare lo stantuffo. Rilasciare delicatamente lo stantuffo per evitare di danneggiare la sezione della foglia.Quindi ripetere la rimozione dell'aria due o tre volte, o fino a quando l'aria non sarà stata completamente eliminata e la foglia apparirà di un verde scuro. Aggiungere una goccia d'acqua su un vetrino e posizionare il campione di foglia sulla goccia. Successivamente, aggiungere un'altra goccia d'acqua sopra il campione di foglia e applicare un coprioggetto.Se sono presenti bolle d'aria, battere leggermente sul coprivetrino fino a quando non vengono eliminate. Utilizzando la luce trasmessa e un obiettivo 20x, mettere a fuoco un campo visivo vicino al centro della sezione della foglia, visualizzando contemporaneamente più cloroplasti. Salvare un'immagine con luce trasmessa, in modo che i tipi cellulari possano essere distinti successivamente, se necessario.Quindi passare all'illuminazione laser con i filtri di eccitazione e di emissione appropriati per il fluorocromo utilizzato e salvare un'altra immagine. Utilizzando il software del microscopio, selezionare il canale GFP e fare clic per regolare l'apertura del diaframma su un'unità airy. Selezionare la scansione laser per iniziare a visualizzare il campione, quindi fare clic sul canale GFP e sul guadagno del rivelatore per minimizzare la potenza del laser pur continuando a visualizzare chiaramente le stromule.Successivamente, preparare un esperimento con stack Z che acquisirà la serie di immagini attraverso l'epidermide della foglia nel campo visivo. Regolare la velocità di scansione e la risoluzione dell'immagine secondo necessità per assicurare che lo stack Z venga acquisito rapidamente. Quindi salvare lo stack Z per analisi successive.Utilizzando ImageJ, unire lo stack Z in un'unica immagine mediante l'intensità massima nel software. Quindi identificare e contare manualmente tutti i cloroplasti nell'immagine. Per ciascun cloroplasto, determinare visivamente se uno o più stromuli risultano estesi dal cloroplasto nell'immagine dello stack Z fuso.Per estrarre cloroplasti integri, preparare un tampone di estrazione freddo utilizzando i seguenti reagenti. Quindi, con NaOH e HCl, regolare il pH a 6,9 e refrigerare prima dell'uso. Preparare il tampone di isolamento e regolare il pH a 7,6.Se le foglie non esprimono uno stromofluoroforo codificato geneticamente, preparare una soluzione di carbossifluoresceina diacetato, o CFDA. Per isolare i cloroplasti, rimuovere circa 5-10 grammi di foglie da diverse piante e sciacquarli brevemente in acqua fredda. Successivamente trasferire immediatamente le foglie in 50 millilitri di tampone di estrazione freddo.Utilizzando un frullatore con diversi impulsi brevi, macinare le foglie, quindi filtrare la miscela attraverso due o tre strati di garza per rimuovere i detriti fogliari. Dividere i cloroplasti estratti in due provette da centrifuga da 50 millilitri e centrifugare per un minuto a 750 x g. Scartare il soprannatante e utilizzare 10 millilitri di tampone di isolamento per risospendere i cloroplasti verdi.Quindi centrifugare nuovamente per un minuto a 750 x g, scartare il soprannatante e utilizzare il buffer di isolamento per risospendere i cloroplasti fino a un volume finale di cinque millilitri. Se i cloroplasti provengono da piante transgeniche che esprimono proteine fluorescenti indirizzate ai plastidi, trasferire 20 microlitri dei cloroplasti su un vetrino e aggiungere un coprioggetto. Quindi eseguire la microscopia.Per colorare i cloroplasti da piante che non esprimono proteine fluorescenti mirate ai plastidi, aggiungere cinque microlitri di soluzione madre di CFDA 50 millimolare ai cinque millilitri di cloroplasti nel buffer di isolamento. Dopo aver lasciato incubare i cloroplasti per cinque minuti, trasferire un piccolo aliquota su un vetrino, aggiungere un coprioggetto ed eseguire la microscopia. Infine, utilizzare un filtro FITC o GFP e un obiettivo 20x per visualizzare contemporaneamente più cloroplasti.O un obiettivo più ingrandito per visualizzare un singolo cloroplasto isolato. Qui viene mostrata una sovrapposizione di immagini che illustra la frequenza dei stomuli GFP nella codoledenza di giovani piantine di N. benthamiana. In questo pannello, l'immagine è stata desaturata e invertita in modo che lo stroma appaia nero.I cloroplasti sono stati etichettati come privi di stromuli oppure come dotati di almeno uno stromulo. Dei 87 cloroplasti epidermici visualizzati, 33 presentano stromuli, con una frequenza del 37,9 percento in questa foglia. Questo grafico rappresenta l'analisi di oltre 23.000 cloroplasti e di diverse centinaia di cellule provenienti da una singola foglia di 21 piante diverse.La frequenza media delle stromule durante il giorno è stata del 20,8 ± 1,8 percento, e la frequenza media notturna delle stromule è stata del 12,8 ± 0,9 percento, indicando una frequenza diurna significativamente più elevata, come determinato dal test T di Welch. In questa figura, le stromule dei cloroplasti sono state osservate in vitro dopo l'isolamento da N.benthamiana che esprimeva GFP localizzato nei plastidi, oppure dopo l'uso di CFDA per colorare i cloroplasti da N.benthamiana o da Spinachia oleracea. Durante l'analisi in tempo reale delle stromule, è importante lavorare rapidamente e manipolare il tessuto vegetale il meno possibile.Al termine di questa procedura, altri metodi come il silenziamento genico o trattamenti chimici possono essere utilizzati per identificare ulteriori fattori molecolari o vie coinvolte nella formazione e nella funzione delle stromule. Questa tecnica è stata impiegata da ricercatori nel campo della biologia cellulare vegetale e dell'immunità vegetale per studiare il ruolo delle stromule nelle vie di segnalazione cellulare e nelle risposte delle piante ai patogeni. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come calcolare la frequenza delle stromule in una foglia e di come osservare le stromule nei cloroplasti isolati.Ricordare che i laser e la tensione elettrica che alimentano un microscopio confocale a scansione elettronica possono essere estremamente pericolosi, ed è fondamentale comprendere i requisiti del sistema per l'utilizzo di questa apparecchiatura.

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Qui mostriamo i protocolli per l'esecuzione di singola molecola microscopia a fluorescenza a vivere cellule batteriche per permettere funzionali complessi molecolari per essere rilevati, monitorati e quantificati.

Visualizzazione singola complessi molecolari In Vivo Utilizzo avanzato microscopia a fluorescenza

Questo protocollo offre un passo-passo procedura per monitorare il comportamento singola cellula dei batteri diversi nel tempo con modalità automatizzate fluorescenza microscopia time-lapse. Inoltre, forniamo le linee guida su come analizzare le immagini di microscopia.

Cellulare Imaging in diretta di Bacillus subtilis E Streptococcus pneumoniae Utilizzando automatico Time-lapse Microscopia

Fonte: Schlimpert, S. et al. Imaging time-lapse a fluorescenza del ciclo di vita completo di S. venezuelae utilizzando un dispositivo microfluidico. J. Vis. Exp. (2016)Questo video mostra l'imaging time-lapse a fluorescenza dell'intero ciclo di vita del batterio Streptomyces venezuelae utilizzando un dispositivo microfluidico per visualizzare la germinazione, la crescita ifale e la sporulazione in tempo reale.

Imaging time-lapse a fluorescenza del ciclo di vita di Streptomyces venezuelae

Questo video dimostra come le vescicole neuronali siano marcate con specifiche proteine fluorescenti per visualizzare il loro movimento. In primo luogo, un plasmide codificante per una proteina fluorescente viene incubato con un agente di trasfezione e quindi introdotto in una coltura di neuroni. Successivamente, le immagini dei neuroni vengono acquisite e analizzate per tracciare il movimento delle vescicole.

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Per studiare le velocità di flusso e la direzionalità dell'actina filamentosa nella sinapsi immunologica delle cellule T, l'imaging a super-risoluzione su cellule vive è combinato con la fluorescenza a riflessione interna totale e quantificato con la spettroscopia di correlazione delle immagini spazio-temporali.

Corticale actina di flusso in cellule T quantificati da spazio-temporale Correlazione Immagine Spettroscopia di Structured Illuminazione Microscopia dati

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Metodo per l'etichettatura di trascrizioni in cellule individuali Escherichia coli per singola molecola di fluorescenza In Situ gli esperimenti di ibridazione

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