Name: Analisi cinematica di divisione cellulare e di espansione: Quantificare la base cellulare della crescita e dello sviluppo di campionamento zone in Zea mays Foglie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-02T11:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 31 s
Description: Scopri l'analisi cinematica della divisione cellulare e dell'espansione in Zea mays per studiare i meccanismi di crescita vegetale. Questo metodo permette di quantificare la base cellulare della crescita fogliare.

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Questo lavoro è stato sostenuto da una borsa di dottorato di ricerca presso l&#39;Università di Anversa a VA; una borsa di dottorato di ricerca dal fiammingo Science Foundation (FWO, 11ZI916N) di KS; sovvenzioni per progetti dal FWO (G0D0514N); una borsa di attività di ricerca concertata (GOA) la ricerca, &quot;Un Systems Biology Approach di Leaf morfogenesi&quot; dal Consiglio di ricerca dell&#39;Università di Anversa; e il Interuniversitario di attrazione Poli (IUAP VII / 29, MARS), &quot;mais e Arabidopsis radice e sparare crescita&quot; dal Science Policy Ufficio federale belga (BELSPO) per GTSB Han Asard, Bulelani L. Sizani e Hamada AbdElgawad tutti hanno contribuito al video .

NOTA: il seguente protocollo per l&#39;analisi cinematica è valida solo per le foglie durante la crescita di stato stazionario. Questo implica un tasso foglio di allungamento stabile e modelli spaziali di largo cellulare e l&#39;espansione in una foglia durante un periodo di diversi giorni 6. 1. crescita delle piante e misure di Leaf Allungamento Rate (LER) <ol><li> Scegli una foglia nella crescita di stato stazionario e uno stadio di sviluppo di interesse. NOTA: C&#39;è una differenza tra la crescita di stato stazionario e la crescita ripetitivo, il che implica modelli spaziali simili sulle foglie successive sullo stesso asse. Durante le prime fasi di crescita delle piantine, foglie successive tipicamente crescono sempre più velocemente a causa della crescente dimensione della zona di crescita 7. Anche se un paio di posizioni più elevate foglia possono avere un modello di crescita simile 8, questa è una fase transitoria che possono essere interessati da trattamenti sotto inchiesta. È quindi importante confrontare linee e tr<html> eatments strettamente dalla stessa posizione del foglio, anche se può essere lo sviluppo in un momento diverso. Anche ad una velocità di allungamento costante, il profilo tasso di crescita non è necessariamente la stessa a differenti stadi di sviluppo. Pertanto, è importante analizzare foglie allo stesso stadio di sviluppo 8, tipicamente definito dal numero di giorni dopo la nascita. </li><li> Per eseguire una completa analisi cinematica di crescita delle foglie in monocotiledoni, crescerà almeno 15 piante per ogni trattamento e il genotipo in condizioni controllate in una stanza di crescita. </li><li> Al momento in cui il foglio di interesse appare (uscita dalla spirale di foglie circostanti), avviare la misurazione della lunghezza del foglio giorno con un righello finché la foglia è completamente espansa (Figura 1i). lunghezza Leaf implica la lunghezza dalla livello del terreno alla punta della foglia. Fare attenzione a non rompere o danneggiare la foglia, dal momento che questo potrebbe alterare la sua crescita. </li></ol>re 1 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 54887 / 54887fig1.jpg &quot;/&gt; Figura 1:. Schema di una analisi cinematica di foglie di mais La foglia di interesse è misurata con un righello per tre giorni consecutivi per calcolare la foglia di allungamento Rate (LER). Successivamente, il foglio viene raccolto e un segmento di tre centimetri è utilizzato per la determinazione delle dimensioni meristema. Questo viene fatto misurando la lunghezza dalla base fino alla figura mitotica più distale dopo colorazione DAPI. (A) Esempi di figure mitotiche proliferative e (b) figure mitotiche formativi. I primi undici centimetri dalla base foglio sull&#39;altro lato della metà venosa sono usati per tagliare dieci segmenti di un centimetro per misure di lunghezza cellule. Queste misurazioni forniscono la base per creare il profilo lunghezza cellule, che serve a determinare la lunghezza maturo cella (l mat) e la lunghezza delle cellule lasciando il meristema (l div). Il <em&gt; LER el stuoia sono utilizzati per calcolare il tasso di produzione di cellule (P), mentre l div e L mer vengono utilizzati per calcolare il numero di cellule nel meristema (mer N). A sua volta, P e N mer sono utilizzati per calcolare il tasso medio di divisione cellulare (D), che è l&#39;inverso della durata del ciclo cellulare (T c). Frecce dello stesso colore indicano parametri utilizzati per calcolare il parametro seguente su queste frecce. Barre di scala = 40 micron. Numeri romani sono utilizzati per riferirsi a procedure sperimentali specifici descritti nel protocollo. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887fig1large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> 2. Fare la raccolta <ol><li> Nella fase di sviluppo di interesse (ad esempio, il terzo giorno dopo la nascita), scegliere almeno cinque rappresentante plants del lotto su cui condurre l&#39;analisi cinematica. Continua a misurare il resto delle piante come spiegato al punto 1.3 per determinare la lunghezza del foglio finale. </li><li> Tagliare la parte fuori terra della pianta. Per mantenere la parte meristematica intatto, tagliare il più vicino possibile alle radici (Figura 1ii). </li><li> Partendo dalle foglie esterne, rimuovere tutte le foglie fino alla foglia di interesse srotolando delicatamente uno per uno. Se necessario, rimuovere alcuni millimetri supplementari dalla base staccare le foglie. Rimuovere anche le foglie apicali e piccoli racchiusi dalla foglia di interesse (Figura 1iii). </li><li> Tagliare un segmento 3 cm partendo dalla base su un lato della metà della vena, e memorizzarlo in una provetta da 1,5 ml di prova riempito con 3: 1 (v: v) etanolo assoluto: soluzione di acido acetico (ATTENZIONE: indossare guanti) a 4 ° C per 24 ore fino a diversi mesi (Figura 1iv). Questo segmento verrà successivamente utilizzato per determinare la lunghezza del meristema. </li><li> DalDall&#39;altra parte della vena, tagliare un segmento 11 centimetri dalla base (Figura 1 v) e collocarlo in una provetta da 15 ml riempito con etanolo assoluto a 4 ° C per almeno 6 ore per rimuovere i pigmenti (Figura 1 vi). NOTA: In seguito, utilizzare solo i primi 10 cm per determinare il profilo di lunghezza cella (vedi la discussione). </li><li> Rinnova l&#39;etanolo assoluto per un altro giro di pulizia a 4 ° C per almeno 24 ore (Figura 1vi). </li><li> Infine, sostituire il etanolo assoluto con acido lattico puro (ATTENZIONE: indossare guanti) per la pulizia e la conservazione a 4 ° C per 24 ore o fino a quando un ulteriore uso (Figura 1vi). </li></ol> 3. meristem delle misure di lunghezza <ol><li> Preparare un tampone di risciacquo contenente 50 mM di cloruro di sodio (NaCl), 5 mm di acido etilendiamminotetraacetico (EDTA; ATTENZIONE: indossare guanti) e 10 mM Tris (idrossimetil) Acido aminomethane-cloridrico (Tris-HCl, pH 7). </li><li> Prendere il segmento 3 centimetri dalla sezione 2.4 e cosìak nel buffer per 20 min (Figura 1vii). </li><li> Durante l&#39;attesa, utilizzare il buffer di risciacquo per preparare una soluzione colorante 4 &#39;, 6-diamidino-2-fenilindolo (DAPI) di 1 ug / ml, mantenendolo su ghiaccio e al buio. </li><li> Colorare i nuclei ponendo il segmento meristema per 2-5 minuti nella soluzione di colorazione DAPI. Lavorare su ghiaccio e al buio (Figura 1vii). </li><li> Controllare segnale di fluorescenza montando rapidamente il segmento su un vetro microscopia e coprendolo con un vetro di copertura. Le cellule epidermiche dovrebbero mostrare fluorescenza, mentre gli strati cellulari sottostanti non dovrebbe. </li><li> Se la colorazione non è sufficiente, mettere il segmento posteriore nella soluzione colorante DAPI per alcuni minuti supplementari. </li><li> Per interrompere la colorazione, montare i segmenti in una goccia di risciacquo tampone su un vetrino al microscopio e coprire con un vetro di copertura. </li><li> Utilizzare un microscopio dotato di UV-fluorescenza a un ingrandimento 20X, permettendo la visualizzazione di circa 1.000 epidermcellule di Al in una volta. Scorrere in tutto il segmento e cercare per le figure mitotiche proliferative (metafase, anafase, telofase e citocinesi), ma evitare formativo divisione cellulare della sviluppare stomi (Figura 1viii) 9. Definire in cui si trova la figura mitotico più distale. </li><li> Determinare la lunghezza del meristema misurando la distanza tra la base della foglia e la più distale epidermica mitotico figura. Utilizzare un software di analisi delle immagini (ad esempio, ImageJ) per misurare la lunghezza del frame dell&#39;immagine. <ol><li> Contare il numero di fotogrammi che coprono la lunghezza meristema completo (dalla base del foglio alla figura mitotica più distale) e moltiplicare questo numero per la lunghezza di un frame per ottenere la lunghezza meristema completo (Figura 1ix). </li></ol></li></ol> 4. cella intera Profilo <ol><li> Prendere il segmento che viene memorizzato in acido lattico (passo 2.5) e posizionarla con cautela in panchina. Tagliare la segmenti ingegnoha bisturi in 10 segmenti da 1 cm ciascuno (Figura 1x). </li><li> Montare i segmenti successivi foglia su una diapositiva microscopio in una piccola goccia di acido lattico. Assicurati di affrontare in modo coerente sia la adaxial o abaxial verso l&#39;alto. In linea di principio, non vi è alcuna preferenza per un particolare lato. </li><li> Utilizzare un microscopio dotato di contrasto interferenziale differenziale (DIC) ottiche per analizzare i segmenti, partendo dalla base foglia. Misurate con un software di analisi di immagine della lunghezza di almeno 20 cellule epidermiche replica nel file direttamente adiacenti ai file stomatiche al fine di selezionare sempre lo stesso tipo di cellula. <ol><li> Fate questo in posizioni equidistanti lungo ciascuno dei segmenti (4 posizioni per segmento sufficiente), e assicurarsi di annotare la posizione corrispondente per ogni misura per tutta la foglia (Figura 1xi). </li></ol></li><li> Determinare la lunghezza media delle cellule in ogni mm lungo l&#39;asse del foglio utilizzando un locale polinomiale levigante pROCEDURA, implementato in un R-script (Figura 1xii; file supplementare 1). NOTA: L&#39;R-script fornisce una serie di dati con l&#39;aumentare lisciatura. La quantità di smoothing richiesto è un po &#39;arbitraria e idealmente dovrebbe solo togliere il disturbo locale, ma non influenzerà la curva complessiva. Assicurarsi di utilizzare la stessa quantità di smoothing per tutti i campioni all&#39;interno di un esperimento. </li><li> Media lunghezza cellule in ciascuna posizione tra piante e calcolare l&#39;errore standard per creare un profilo lunghezza cella lungo l&#39;asse del foglio. </li></ol> 5. I calcoli di cinematica parametri (Vedi file supplementare 2) <ol><li> Calcolare il LER prendendo la variazione di lunghezza del foglio tra due punti temporali successive (ad esempio, 24 h, come al punto 1.3) e dividendolo per l&#39;intervallo di tempo. </li><li> Calcolare la lunghezza della zona di crescita (L gz) corrispondente alla posizione distale dalla base dove cellule raggiungono il 95% del loro ce maturalunghezza ll sul profilo lunghezza delle cellule lisciato. <ol><li> Prendiamo ad ogni posizione sulla lisciato profilo lunghezza cella 95% della media di tutte le lunghezze cellulari seguenti tale posizione (figura 2). </li><li> Confrontare le lunghezze delle cellule levigati (passo 4,4) con la calcolata lunghezza delle cellule del 95% per ogni posizione. Partendo dalla base della foglia, la zona di crescita termina nella posizione in cui la lunghezza cella effettiva è pari al 95% delle seguenti lunghezze cellulari (Figura 2; vedere integrativa dati 2). </li></ol></li></ol><img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/54887/54887fig2.jpg" /> Figura 2:. Determinazione della fine della zona di crescita Meristem: Nella posizione indicata con una stella rossa, la dimensione cella effettiva è inferiore al 95% (linea rossa tratteggiata) della dimensione media delle cellule di tutte le cellule che seguono questa posizione (rosso fisso linea). La fine della zona di crescita (L gz, indicata con ablue stella) si trova in cui il 95% (linea blu tratteggiata) della dimensione media delle cellule di tutte le cellule che seguono questa posizione (solido linea blu) pari alla dimensione cella effettiva. zona Division (D), zona di allungamento (E), e la zona matura (M). Frecce tratteggiate indicano la convergenza tra la dimensione locale e il 95% della dimensione media sopra la porzione distale della foglia quando si spostano dalle posizioni basali alla punta della foglia. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887fig2large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <ol start="3"><li> Calcolare la lunghezza della zona di allungamento (L el) come differenza tra la lunghezza della zona di crescita (L gz) e la dimensione meristema (L mer, determinato nel passaggio 3). </li><li> Calcolare la lunghezza cellula matura (l mat) come lunghezza media delle cellule nella zona maturo. </li><li> Dividere il LER per l tappetino per ottenere latasso di produzione di cellule (P). </li><li> Calcolare il numero di cellule nella zona di allungamento (N el) come differenza tra N e N gz mer. Il numero di cellule nel meristema (mer N) è uguale al numero cumulativo di cellule situate negli intervalli corrispondenti al meristema. Il numero di cellule nella zona di crescita (N gz) è uguale al numero cumulativo di cellule situate negli intervalli corrispondenti alla zona di crescita. </li><li> Calcolare il tasso di divisione cellulare medio (D) come P / N mer. La durata del ciclo cellulare (T c) uguale ln (2) / D. </li><li> Calcolare il tempo nella zona di allungamento (T el) dividendo N el da P. Il tempo nella zona di divisione è pari a log 2 (N mer) * T c. La lunghezza delle cellule lasciando il meristema (l div)uguale alla lunghezza cella dal profilo lunghezza cellule lisciato alla fine del meristema. </li><li> Calcolare il tasso medio di espansione delle cellule (R el) utilizzando la formula seguente: ln (l mat) -ln (l div)] / T el. </li></ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.

Una completa analisi cinematica sulle foglie di mais consente la determinazione della base cellulare della crescita delle foglie e consente la progettazione di strategie di campionamento efficienti. Anche se il protocollo è relativamente semplice, una certa cautela è raccomandata nei seguenti passaggi critici: (1) E &#39;importante staccare le foglie più giovani chiusi (punto 2.3) senza danneggiare il meristema, dal momento che la determinazione lunghezza meristema (fase 3) richiede la completa meristem di essere presen...

analisi della crescita dipende da una serie di strumenti che vengono comunemente utilizzati dagli scienziati vegetali per descrivere genotipo determinato differenze di crescita e / o risposte fenotipiche a fattori ambientali. Essi comprendono dimensione e peso misurazioni di tutta la pianta o di un organo e calcoli dei tassi di crescita per esplorare i meccanismi alla base della crescita. Crescita degli organi è determinata dalla divisione cellulare e l&#39;espansione a livello cellulare. Pertanto, compresa la quantificazione di questi due processi in crescita analizza è la chiave per comprendere le differenze nella crescita dell&#39;intero organo-1. Pertanto, è fondamentale disporre di un metodo adeguato per determinare i parametri di crescita cellulare che è relativamente facile da usare da laboratori non specializzati. Analisi cinematica è già stato stabilito come un approccio che fornisce un quadro potente per lo sviluppo di modelli di crescita di organi 2. La tecnica è stata ottimizzata per sistemi lineari,come radici Arabidopsis thaliana e foglie monocotiledoni, ma anche per i sistemi non lineari, come foglie dicotiledoni 3. Al giorno d&#39;oggi, questa metodologia è sempre più utilizzato per studiare come genetici, ormonali, dello sviluppo e fattori ambientali influenzano la divisione cellulare e di espansione in vari organi (Tabella 1). Inoltre, fornisce anche un quadro di collegare processi cellulari ai loro regolamenti biochimici, molecolari e fisiologici sottostanti (Tabella 2), anche se le limitazioni possono essere imposte in base alle dimensioni degli organi e l&#39;organizzazione spaziale per tecniche che richiedono una maggiore quantità di materiale vegetale (ad esempio, di metaboliti misurazioni, proteomica, etc.). Foglie monocotyledonous, come il mais (Zea mays) foglie, rappresentano sistemi lineari in cui le cellule si spostano dalla base della foglia verso la punta, sequenzialmente passando attraverso il meristema e l&#39;allungamento zona per raggiungere la maturitàzona. Questo lo rende un sistema modello ideale per studi quantitativi dei modelli spaziali di crescita del 4. Inoltre, foglie di mais hanno zone di forte crescita (meristema e zona di allungamento che abbracciano diversi centimetri 5) e forniscono possibilità per gli studi ad altri livelli organizzativi. Questo permette la ricerca dei (presunti) meccanismi regolatori che controllano la divisione cellulare e di espansione, quantificato da analisi cinematica attraverso una serie di tecniche molecolari, misurazioni fisiologiche, e approcci di biologia cellulare (Tabella 2). Qui, forniamo un protocollo per l&#39;esecuzione di una analisi cinematica in foglie monocot. In primo luogo, spieghiamo come condurre una corretta analisi sia di divisione cellulare e l&#39;allungamento delle cellule in funzione della posizione lungo l&#39;asse foglia e come calcolare i parametri cinematici. In secondo luogo, mostriamo anche come questo può essere utilizzato come base per il disegno di campionamento. Qui, discutiamo due casi: ad alta risoluzione di campionamento di und focalizzata campionamento, consentendo una migliore interpretazione dei dati e il risparmio di tempo / denaro, rispettivamente. Tabella 1. Panoramica di cinematica analizza i metodi per la quantificazione della divisione cellulare e di espansione in vari organi. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td> organo </td><td> riferimento </td></tr><tr><td> foglie monocotiledoni </td><td> 16, 20, 21, 22 </td></tr><tr><td> apici radicali </td><td> 2, 23, 24, 25, 26, 27, 28, 29 </td></tr><tr><td> foglie dicotiledoni </td><td> 21, 30, 31 </td></tr><tr><td> sparare meristema apicale </td><td> 32 </td></tr></tbody></table> Tabella 1. Panoramica di cinematica analizza i metodi per la quantificazione della divisione cellulare e di espansione in vari organi. Tabella 2. Collegamento tra processi cellulari quantificati dall&#39;analisi cinematica per la loro regolamentazione a livello molecolare. I riferimenti ai vari studi che collegano la quantificazione dei processi cellulari ai risultati di saggi biochimici e molecolari di varie specie e organi. Endotransglucosylase Xyloglucan (XET), malondialdeide (MDA), chinasi ciclina-dipendenti (CDK). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887table2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa tabella.</a>

<table><tbody><tr><td>Utilizziamo</td><td></td><td></td><td>vasi con le seguenti misure, ma possono essere diverse a seconda del trattamento/studio: diametro inferiore: 11 cm, diametro apertura: 15 cm, altezza: 12 cm. Coltiviamo una pianta di mais per vaso.</td></tr><tr><td>Substrato di piantagione</td><td>Qualsiasi</td><td>Qualsiasi</td><td>Utilizziamo un terriccio (Jiffy, Paesi Bassi), ma possono essere utilizzati altri substrati, a seconda del trattamento/studio.</td></tr><tr><td>Righello</td><td>Qualsiasi</td><td>Qualsiasi</td><td>È necessario un righello di estensione che copra almeno 1,5 metri per misurare la lunghezza finale delle foglie delle piante.</td></tr><tr><td>Semi</td><td>Qualsiasi</td> seme <td>NA</td><td>può essere ordinato da un allevatore.</td></tr><tr><td>Il</td><td></td><td></td><td>bisturi viene utilizzato durante la raccolta delle foglie per staccare la foglia di interesse dalle foglie circostanti e subito dopo la raccolta per tagliare un campione adeguato per le misurazioni della lunghezza delle celle e della lunghezza del meristema.</td></tr><tr><td>Provette Falcon da 15 mL</td><td>Qualsiasi</td><td>Qualsiasi Le</td><td>provette Falcon da 15 mL sono utilizzate per conservare i campioni utilizzati per le misure di lunghezza cellulare durante la pulizia dei campioni con etanolo assoluto e acido lattico.</td></tr><tr><td></td><td>Le provette Eppendorf</td><td>sono</td><td>utilizzate per la conservazione di campioni utilizzati per misure di lunghezza del meristema in soluzione di etanolo:acido acetico 3:1 (v:v).</td></tr><tr><td>Guanti</td><td>Qualsiasi</td><td>Qualsiasi</td><td>Guanti in lattice, che proteggono dai reagenti corrosivi.</td></tr><tr><td>Acido acetico</td><td>Qualsiasi</td><td>Qualsiasi</td><td>ATTENZIONE: Corrosivo per i metalli, categoria 1 Corrosione della pelle, categorie 1A,1B,1C Gravi lesioni oculari, categoria 1; Liquidi infiammabili, categorie 1,2,3</td></tr><tr><td>Etanolo assoluto</td><td>Qualsiasi</td><td>Qualsiasi</td><td>ATTENZIONE: Pericoloso in caso di contatto con la pelle (irritante), di contatto con gli occhi (irritante), di inalazione. Leggermente pericoloso in caso di contatto con la pelle (permeatore), di ingestione</td></tr><tr><td>di acido lattico&nbsp; >98%</td><td>Qualsiasi</td><td></td><td>,</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr> Qualsiasi, <tr><td>Acido etilendiamminotetraacetico (EDTA)</td><td>Qualsiasi</td><td></td>, Qualsiasi, <td>Tossicità acuta (orale, cutanea, inalatoria), categoria 4, Irritazione cutanea, categoria 2, Sensibilizzazione cutanea, categoria 1, Tossicità specifica per organi bersaglio &ndash; Esposizione singola, categoria 3</td></tr><tr><td>Tris(idrossimetil)amminometano cloridrato (Tris-HCl)</td><td>Any</td><td>Qualsiasi</td><td>Questo materiale può essere irritante, il contatto con gli occhi e la pelle dovrebbe essere evitato. L'inalazione di polvere può essere irritante per le vie respiratorie.</td></tr><tr><td>4&prime;,6-Diamidina-2&prime;-fenilindolo dicloridrato (DAPI)</td><td>Any</td><td>Qualsiasi</td><td>sonda fluorescente permeabile a qualsiasi cellula di legame del solco minore per il DNA. Provoca irritazione della pelle. Può causare una reazione allergica cutanea. Può causare irritazione delle vie respiratorie.</td></tr><tr><td>Ghiaccio</td><td>Qualsiasi</td><td>NA</td><td>La soluzione DAPI deve essere mantenuta in ghiaccio.</td></tr><tr><td>Microscopio a fluorescenza</td><td>AxioScope A1, Axiocam ICm1 di Zeiss o altri</td><td></td><td>Qualsiasi microscopio a fluorescenza può essere utilizzato per determinare la lunghezza del meristema.</td></tr><tr><td>Vetrino microscopico</td><td>Qualsiasi</td><td>Qualsiasi</td><td></td></tr><tr><td>Vetro di copertura</td><td>Qualsiasi</td><td>Pinzetta</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Qualsiasi</td><td>Qualsiasi</td><td>Pinzetta è necessaria per aprire la foglia di mais arrotolata subito dopo la raccolta al fine di tagliare un campione adeguato per le misurazioni della lunghezza delle cellule e della lunghezza del meristema.</td></tr><tr><td>Software di analisi delle immagini</td><td>Axiovision (Release 4.8) di Zeiss</td><td>NA</td><td>Il software può essere scaricato all'indirizzo: http://www.zeiss.com/microscopy/en_de/downloads/axiovision.html. Potrebbero essere utilizzati anche altri software come ImageJ (https://imagej.nih.gov/ij/).</td></tr><tr><td>Microscopio dotato di DIC</td><td>AxioScope A1, Axiocam ICm1 di Zeiss o altri</td><td></td><td>Qualsiasi microscopio, dotato di contrasto interferenziale differenziale (DIC) può essere utilizzato per misurare le lunghezze delle cellule.</td></tr><tr><td>R software di analisi statistica</td><td>R Foundation for Statistical Computing</td><td>NA</td><td>Open source; Potrebbe essere scaricato da https://www.r-project.org/</td></tr> <tr><td>R script</td><td>NA</td><td>NA Usiamo</td><td>la funzione di smoothing del kernel locpoly del pacchetto Kern Smooth (Wand MP, Jones MC.&nbsp; Levigatura del nocciolo: Chapman & Hall/CRC (1995)). Lo script è disponibile per Mac e Windows su richiesta all'autore corrispondente.</td></tr></tbody></table>

analisi cinematica di divisione cellulare e di espansione: quantificare la base cellulare della crescita e dello sviluppo di campionamento zone in<em&gt; zea mays</em&gt; foglie

Kinematic Analysis of Cell Division and Expansion: Quantifying the Cellular Basis of Growth and Sampling Developmental Zones in Zea mays Leaves

Le analisi di crescita sono spesso utilizzate nella scienza delle piante per studiare i genotipi contrastanti e l'effetto delle condizioni ambientali. L'aspetto cellulare di queste analisi è di cruciale importanza, perché la crescita è guidata dalla divisione cellulare e dall'allungamento cellulare. L'analisi cinematica rappresenta una metodologia per quantificare questi due processi. Inoltre, questa tecnica è facile da utilizzare in laboratori non specializzati. Qui, presentiamo un protocollo per eseguire un'analisi cinematica nelle foglie di mais monocotiledone (Zea mays). Vengono presentati due aspetti: (1) la quantificazione dei parametri di divisione ed espansione cellulare e (2) la determinazione della posizione delle zone di sviluppo. Ciò potrebbe servire come base per la progettazione del campionamento e/o potrebbe essere utile per l'interpretazione dei dati di misure biochimiche e molecolari con un'elevata risoluzione spaziale nella zona di crescita delle foglie. La zona di crescita delle foglie di mais viene raccolta durante la crescita stazionaria. Le singole foglie vengono utilizzate per la determinazione della lunghezza del meristema utilizzando una colorazione DAPI e i profili della lunghezza delle cellule utilizzando la microscopia DIC. Il protocollo è adatto per le foglie monocotiledoni emerse raccolte durante la crescita allo stato stazionario, con zone di crescita che si estendono per almeno diversi centimetri. Per migliorare la comprensione della regolazione della crescita delle piante, è necessario combinare i dati sulla crescita e gli studi molecolari. Pertanto, un importante vantaggio dell'analisi cinematica è la possibilità di correlare i cambiamenti a livello molecolare a stadi ben definiti dello sviluppo cellulare. Inoltre, consente un campionamento più mirato di specifiche fasi di sviluppo, utile in caso di budget o tempo limitati.

Qui, si mostra un confronto tra le piante ben irrigate (controllo, contenuto idrico del suolo 54%, (SWC)) e le piante sottoposte a condizioni di stress siccità (siccità, 34% SWC) in termini di crescita delle foglie. Tutte le piante sono state coltivate in una camera di crescita in condizioni controllate (16 ore al giorno / notte 8 ore, 25 ° C / 18 ° C giorno / notte, 300-400 μEm -2 sec -1 fotosinteticamente radiazione attiva (PAR). Le condizioni di siccità sono stat...

Quantificare la divisione e l'espansione cellulare è di fondamentale importanza per la comprensione della crescita dell'intera pianta. Qui, presentiamo un protocollo per calcolare i parametri cellulari che determinano i tassi di crescita delle foglie di mais e sottolineiamo l'uso di questi dati per studiare i meccanismi di regolazione della crescita molecolare indirizzando strategie di campionamento specifiche per lo stadio di sviluppo.

Analisi cinematica di divisione cellulare e di espansione: Quantificare la base cellulare della crescita e dello sviluppo di campionamento zone in<em&gt; Zea mays</em&gt; Foglie

Growth analyses are often used in plant science to investigate contrasting genotypes and the effect of environmental conditions. The cellular aspect of ...

Gli obiettivi generali di questa analisi sono determinare la base cellulare della crescita della foglia del mais e utilizzare questi dati per indagare i meccanismi molecolari che regolano la crescita, attraverso strategie di campionamento specifiche per stadio dello sviluppo. Questo metodo può contribuire a rispondere a una domanda fondamentale della biologia dello sviluppo vegetale: in che modo la divisione cellulare e l'espansione cellulare contribuiscono alle differenze nella crescita dell'organo nel suo complesso?Questo approccio consente l'indagine e la mappatura spaziale di processi molecolari biochimici e fisiologici alla base della crescita dell'intero organo vegetale. Sebbene questo sistema possa fornire informazioni sulla crescita della foglia di mais, la tecnica può essere utilizzata anche per altri sistemi, inclusi altre specie di graminacee e altri organi.La dimostrazione visiva di questi metodi è fondamentale. Le fasi di raccolta, bi-frammentazione del campione e misurazione risultano difficili da eseguire senza tale dimostrazione. La procedura sarà dimostrata da Katrien Sprangers e Viktoriya Avramova.Due studenti di dottorato del mio laboratorio. Per eseguire un'analisi completa della crescita fogliare in modo cienematico nei monocotiledoni, coltivare almeno 15 piante per ogni trattamento e genotipo, in condizioni controllate all'interno di una stanza di crescita. Quando appare una foglia di interesse, utilizzare un righello per misurare la lunghezza della foglia, ovvero la distanza dal terreno fino all'apice della foglia, ogni giorno fino a quando la foglia non si è completamente espansa.Nella fase di sviluppo di interesse, tagliare la parte aerea della pianta da almeno cinque piante rappresentative il più vicino possibile alle radici, in modo da mantenere intatta la regione meristematica. Successivamente, partendo dalle foglie esterne, srotolare delicatamente tutte le foglie fino a quella di interesse, una alla volta. Rimuovere alcuni millimetri aggiuntivi dalla base per staccare le foglie secondo necessità.Successivamente, rimuovere l'apice e le piccole foglie racchiuse dalla foglia di interesse, e tagliare un segmento di tre centimetri dalla foglia, partendo dalla base su un lato della nervatura centrale. È fondamentale tagliare la foglia esattamente nel punto in cui è collegata al fusto. Un taglio troppo alto porterebbe a una sottostima delle dimensioni del meristema.Conservare il segmento in un tubo da prova da 1,5 millilitri, riempito con una soluzione di etanolo assoluto e acido acetico in rapporto volumetrico 3:1, a quattro gradi Celsius per 24 ore fino a diversi mesi. Dall'altro lato della vena, tagliare un segmento di 11 centimetri a partire dalla base e conservare questo segmento in un tubo da 15 millilitri riempito con etanolo assoluto, a quattro gradi Celsius per almeno sei ore per rimuovere i pigmenti. Dopo un secondo ciclo di 24 ore in etanolo assoluto a quattro gradi Celsius, sostituire l'etanolo con acido lattico puro e conservare il segmento a quattro gradi Celsius per altre 24 ore, oppure fino all'analisi successiva.Per misurare il meristema, trasferire innanzitutto il segmento fogliare di tre centimetri in un tampone di risciacquo appena preparato per 20 minuti. Al termine dell'incubazione, trasferire il segmento in un contenitore di soluzione colorante Dapi, per due-cinque minuti sul ghiaccio al buio. Successivamente, montare rapidamente il tessuto su un vetrino da microscopio in vetro e coprire il segmento con un coprioggetto.Verificare la fluorescenza delle cellule epidermiche al microscopio, utilizzando la fluorescenza UV. Quindi, montare il campione in una goccia di tampone di risciacquo su un nuovo vetrino da microscopio con un nuovo coprioggetto in vetro. Utilizzando un ingrandimento di 20 volte, riposizionare il segmento sul microscopio e scorrere il campione per individuare le figure mitotiche proliferative.Evitare qualsiasi divisione cellulare formativa degli stemmi in via di sviluppo, quindi definire dove si trova la figura mitotica più distale. Utilizzando un software di analisi delle immagini, misurare la lunghezza totale del campo dell'immagine. In questo esempio, 645 micrometri.Quindi, contare il numero di fotogrammi che coprono l'intera lunghezza del meristema, dalla figura mitotica più distale alla base della foglia, e moltiplicare questo numero per la lunghezza di un singolo fotogramma per ottenere la lunghezza totale del meristema. Per ottenere un profilo della lunghezza cellulare, trasferire il segmento di 11 centimetri dall'acido lattico al banco di lavoro e utilizzare un bisturi per tagliare il tessuto in 10 segmenti da un centimetro ciascuno. Montare i segmenti fogliari risultanti su un unico vetrino da microscopio insieme a una piccola goccia di acido lattico.Disporre tutti i pezzi con lo stesso lato rivolto verso l'alto. Successivamente, trasferire il vetrino sotto un microscopio dotato di ottica a contrasto di interferenza differenziale. A partire dal segmento più vicino alla base della foglia, utilizzare un opportuno software di analisi delle immagini per misurare la lunghezza di almeno 20 cellule epiderniche replicate e delle file adiacenti alle file stomatiche, al fine di garantire una selezione coerente dello stesso tipo cellulare in posizioni equidistanti lungo ciascun segmento.Prestare attenzione a scrivere la posizione corrispondente per ciascuna misurazione lungo la foglia. Quindi determinare la lunghezza media della cellula ad ogni millimetro lungo l'asse della foglia utilizzando una procedura di smoothing polinomiale locale implementata nello script R disponibile come file supplementare uno. Prestare attenzione a non eseguire un eccessivo smoothing.La levigatura dovrebbe eliminare il rumore nei dati della crescita fogliare, senza alterare la forma complessiva della curva. Qui viene mostrato un confronto tra piante ben irrigate e piante sottoposte a stress da siccità in termini della loro crescita fogliare. La lunghezza finale delle foglie delle piante di controllo era inferiore del 40 percento rispetto a quella delle piante stressate dalla siccità, a causa di una minore velocità di allungamento fogliare.Il tasso di allungamento fogliare delle piante sottoposte a stress da siccità è inferiore del 73 percento rispetto ai controlli ben irrigati, a causa di una ridotta produzione cellulare. A sua volta, ciò è principalmente causato da una ridotta velocità di divisione cellulare. L'analisi cinematica fornisce una mappa della localizzazione della zona di crescita della foglia, consentendo il campionamento con una risoluzione subzonale per analisi molecolari e biochimiche.Ad esempio, la quantificazione dell'MDA lungo la zona di crescita della foglia di mais in piante sottoposte a condizioni di controllo ben irrigate e a condizioni di siccità mostra un aumento significativo di questo prodotto della degradazione lipidica in tutta la zona di crescita in risposta alla carenza idrica. A causa dell'accorciamento della foglia in risposta alla siccità, le zone di sviluppo non corrispondevano tra piante di controllo e piante stressate in questo esperimento. Tuttavia, utilizzando il profilo della lunghezza cellulare, è possibile determinare la lunghezza delle zone di sviluppo, consentendo il confronto dei livelli di MDA nelle singole zone.Una volta acquisita padronanza, un singolo campione può essere processato in quattro ore, se la tecnica viene eseguita correttamente. Durante il tentativo di questa procedura, è importante ricordare di mantenere intatto il meristema durante il suo prelievo. Dopo questa procedura, possono essere applicate altre tecniche, come la determinazione di parametri molecolari e biochimici, per studiarne il coinvolgimento nella regolazione della crescita.Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come quantificare la divisione cellulare e l'espansione cellulare nella foglia in crescita del mais, determinare le dimensioni delle diverse zone di crescita e interpretare di conseguenza i dati molecolari e biochimici. Non dimenticare che lavorare con acidi lattico e acetico ed EDTA può essere pericoloso. Pertanto, è sempre necessario adottare precauzioni come indossare guanti e pulire il microscopio dopo ogni utilizzo quando si esegue questa procedura.

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